Автореферат и диссертация по медицине (14.00.16) на тему:Реакции иммунной и кроветворной систем у мышей разных линий после антигенного и цитостатического воздействия

На правах рукописи

Масная Наталья Владимировна

РЕАКЦИИ ИММУННОЙ И КРОВЕТВОРНОЙ СИСТЕМ У МЫШЕЙ РАЗНЫХ ЛИНИЙ ПОСЛЕ АНТИГЕННОГО И ЦИТОСТАТИЧЕСКОГО ВОЗДЕЙСТВИЯ

14.00.16 - патологическая физиология

Автореферат диссертации на соискание ученой степени доктора медицинских наук

Томск - 2004

Работа выполнена в ГУ НИИ фармакологии ТНЦ СО РАМН

Научные консультанты: доктор медицинских наук, профессор, академик РАМН, заслуженный деятель науки РФ

доктор медицинских наук

Гольдберг Евгений Данилович Шерстобоев Евгений Юрьевич

Официальные оппоненты:

доктор медицинских наук, профессор

доктор медицинских наук

доктор биологических наук, профессор

Жданов Вадим Вадимович Степовая Елена Алексеевна Чердынцева Надежда Викторовна

Ведущая организация: ГУ НИИ физиологии СО РАМН (г. Новосибирск).

Защита состоится «__»_2005 г. в_часов на заседании

диссертационного совета Д 001.031.01 при ГУ НИИ фармакологии Томского научного центра СО РАМН (634028, г. Томск, пр. Ленина, 3).

С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке ГУ НИИ фармакологии Томского научного центра СО РАМН.

Автореферат разослан «_» октября 2004 г.

Ученый секретарь диссертационного совета кандидат биологических наук

Амосова Е.Н.

Актуальность исследования. Одним из важных вопросов в медицинской практике является учет индивидуальной чувствительности особей на однотипное воздействие. Применение знаний такого рода позволяет выбрать патогенетически обоснованную терапию, что, способствует положительному эффекту и практически исключает возможность проявления побочного действия от лечения.

Иммунная и кроветворная система являются одними из основных индикаторов гомеостаза организма и осуществляют компенсаторно-приспособительные реакции при воздействии какого-либо раздражителя [Лаврова B.C., Чердынцева Н.В., Васильев Н.В. и соавт., 1992; Капля О.А., Шерстобоев Е.Ю., Зуева Е.П. и соавт., 2004; Ichiki Y., Takenoyama M., Mizukami M. е.а., 2004; Isenberg J.S., 2004]. Иммунные механизмы защиты срабатывают всегда, когда конкретный организм сталкивается с тем или иным чужеродным в антигенном отношении материалом - будь то бактерии, вирусы, мутационно измененные собственные клетки тела, тканевые или органные трансплантаты или простые химические соединения, которым приданы иммуногенные свойства [Быкова А.А., Юшкова Т.А., 1997; Селиванов Е.В., 1998; Булыгин Г.В., Кам-залакова Н.И., Андрейчиков А.В., 1999; Коненков В.И., 1999]. В восстановлении гомеостаза значительную роль играет и кроветворная система [Гольдберг Е.Д., Дыгай А.М., Жданов В.В., 2000]. К тому же известно, что существует взаимное регуляторное влияние кроветворной и иммунной систем друг на друга [Гольдберг Е.Д., Дыгай А.М., Шерстобоев Е.Ю., 2001; Козлов В.А., 2002].

Удобным объектом для исследования особенностей в реагировании систем организма при однотипных воздействиях являются генетически отличающиеся линейные мыши. Отбор и инбридинг лабораторных животных позволили закрепить некоторые, относительно редко встречающиеся в популяции признаки и использовать ин-бредные линии мышей в качестве разных биологических моделей [Бландова З.К., Душкин В.А., Малашенко А.М., и соавт., 1983; Девойно Л.Б., Алперина Е.Л., Подгорная Е.К. и соавт., 2000]. Для изучения реакций иммунной системы на антиген, часто используется введение животным тимусзависимого антигена как наиболее часто встречающегося в природе [Брин Е.В., Утешев Б.С., 1995; Быкова А.А., Юшкова Т.А., 1997; Абрамов В.В., 1998; Галактионов В.Г., 1998; Hartmann C.B., McCoy K.L., 2004]. Существуют разрозненные сведения о линиях мышей, генетически отличающихся по силе иммунного ответа и реакции кроветворной системы на тимусзависимый антиген [Козлов В. А., Журавкин И. К, Цырлова И. Г., 1982; Бландова З.К., Душкин В.А., Малашенко A.M. и соавт., 1983]. Различия в иммунных реакциях на один и тот же антиген у мышей разных линий позволяют предположить наличие количественных и функциональных отличий в фоновом пуле иммунокомпетентных клеток. Возможно, этот фактор является одним из важных в объяснении существования животных различных по генотипу, отличающихся высокой и низкой степенью предрасположенности к развитию определенных патологических состояний, например, онкологических заболеваний [Бландова З.К., Душкина ВА, Малашенко A.M., 1983]. Вероятно предположить, что на фоне развивающегося патологического процесса формирование иммунного ответа будет у разных линий также отличным друг от друга. Изучение таких особенностей является важным в плане прогнозирования осложнений заболевания. Например, часто развитие опухолевого процесса сопровождается присоединением вторичного иммунодефицита, а применение противоопухолевых препаратов усугубляет это состояние, приводя к срыву функционирования как иммунной, так и кроветворной систем. Существуют данные о побочных эффектах, связанных с действием

противоопухолевых препаратов на эти системы, регистрирующихся не только в ранние, но и в отдаленные сроки после его воздействия [Гольдберг Е.Д., Новицкий В.В., 1986; Козинец Г.И., Котельников В.М., Бергер И.И., 1986; Гольдберг В.Е., Дыгай А.М., Новицкий В.В., 1992; Wakizaka Y., Yang Z.B., Hosokawa M. e.a., 1993; Гольдберг Е.Д., Дыгай А.М., Хлусов И.А., 1997; Гольдберг Е.Д., Дыгай A.M., Жданов В.В., 2000]. В результате иммунного дисбаланса, инициированного противоопухолевой терапией, возможно и (или) прогрессирование новообразования, и (или) возникновение новой опухоли, отличающейся по морфогенезу от первичной [Гершанович М.Л., 1982; Gale R.P., 1985; Киселев А.В., Гордина ГА., Дурнов Л .А. и соавт., 1987; Hoffman M.S., Roberts W.S., Peter B.C. e.a., 1988]. Вероятность развития иммунодефи-цитного состояния в процессе лечения противоопухолевыми препаратами, делает актуальной для исследователей тему поиска корректоров побочных эффектов данного ряда лекарственных средств. В этой связи, несомненный интерес представляют препараты природного происхождения, не обладающие токсическими свойствами, характерными для синтетических лекарственных средств [Зуева Е.П., 1999, 2004; Гольдберг Е.Д., Зуева Е.П., 2000; Поветьева Т.Н., 2002; Аксиненко С.Г., Горбачева А.В., Климентова Д.А., 2004; Капля О.А., Шерстобоев Е.Ю., Зуева Е.П. и соавт., 2004].

Таким образом, предполагаемые различия в реагировании иммунной и кроветворной систем, вследствие индивидуальной чувствительности, у животных разных линий на введение чужеродного антигена после воздействия противоопухолевых препаратов, вызывают научный интерес в области расшифровки механизмов регуляции иммунного ответа в вышеописанных условиях. Кроме того, в случае индукции введением противоопухолевых препаратов вторичного иммунодефицитного состояния требуется поиск методов коррекции побочных эффектов.

Нель исследования. Изучить особенности в реагировании иммунной и кроветворной систем на тимусзависимый антиген у мышей с разным генотипом после введения противоопухолевого препарата (циклофосфан) и провести коррекцию выявленных изменений препаратами природного происхождения.

Задачи исследования.

1. Изучить особенности реагирования кроветворной системы на тимусзависи-мый антиген у мышей разных линий.

2. Изучить различия в реакции кроветворной системы у мышей разных линий на введение циклофосфана.

3. Выявить различия в реагировании кроветворной системы на тимусзависи-мый антиген у мышей разных линий в ранние и отдаленные сроки после введения циклофосфана.

4. Выявить общие закономерности и особенности формирования иммунного ответа, стимулированного тимусзависимым антигеном, у животных с разным генотипом.

5. Изучить особенности формирования иммунного ответа на тимусзависимый антиген у генотипически различных животных в ранние и отдаленные сроки после введения противоопухолевого препарата.

6. Исследовать возможность коррекции изменений, вызванных введением цик-лофосфана, у мышей линий СВА/Са Lac и DBA/2 с помощью препаратов природного происхождения.

7. Выбрать наиболее эффективный препарат природного происхождения для коррекции иммунодефицитного состояния, вызванного введением циклофосфана мышам линии СВА/Са Lac.

Положения, выносимые на защиту.

1. Существуют различия в реагировании клеток кроветворных органов и иммунной системы у мышей линий СВА/Са Lac, C57B1/6, DBA/2, BALB/c и CC57W на введение тимусзависимого антигена, циклофосфана.

2. Введение антигена мышам линии СВА/Са Lac приводит к стимуляции в костном мозге лимфоидного, у С57В1/6, BALB/c и CC57W миелоидного ростка кроветворения. У мышей линии DBA/2 происходит угнетение гемопоэза, у мышей линий С57В1/6 и CC57W эритроидного, у С57В1/6 и BALB/c лимфоидного (кратковременно) ростка кроветворения. Иммунизация тимусзависимым антигеном мышей линии СВА/Са Lac, DBA/2, C57B1/6, BALB/c и CC57W приводит к стимуляции лимфоидно-го ростка кроветворения в селезенке и тимусе и эритроидного в селезенке.

3. Угнетение лимфоидного и эритроидного ростков кроветворения в костном мозге после введения циклофосфана наблюдается у мышей всех изученных линий, кроме лимфоидного у CC57W (увеличение их числа); стимуляция миелоидного ростка отмечена у мышей линий СВА/Са Lac, C57BI/6 и CC57W, подавление у мышей линий DBA/2 и BALB/c. В селезенке у мышей линий СВА/Са Lac, C57B1/6 и DBA/2 (кратковременно) после введения циклофосфана наблюдается снижение содержания лимфоидных элементов, а у BALB/c и CC57W - увеличение, наряду со стимуляцией миелоидного и эритроидного ростка у мышей всех исследуемых линий, кроме DBA/2. В тимусе снижение числа лимфоидных клеток наблюдается у мышей линий СВА/Са Lac, DBA/2 и у CC57W (кратковременно), у мышей линии С57В1/6 их количество значительно не меняется, а у мышей линии BALB/c увеличивается. В отдаленные сроки после введения циклофосфана у мышей линии СВА/Са Lac и DBA/2 происходит восстановление показателей, но в дальнейшем наблюдаются признаки дезорганизации морфологического состава в костном мозге, гиперплазия селезеночного кроветворения и увеличение с последующим снижением числа лимфоидных элементов в тимусе у мышей линии DBA/2.

4. После введения тимусзависимого антигена у мышей линий СВА/Са Lac и DBA/2, получивших циклофосфан, происходит более раннее восстановление морфологического состава клеток в кроветворных и лимфоидных органах, у мышей линии С57В1/6 и BALB/c - в костном мозге, относительно значений у мышей, получивших только цитостатик. У мышей линии CC57W происходит уменьшение количества лимфоидных и эритроидных клеток в костном мозге, у CC57W, BALB/c и С57В1/6 содержания лимфоидных элементов в селезенке и тимусе. Иммунизация мышей линии СВА/Са Lac и DBA/2 в отдаленные сроки после введения циклофосфана приводит к дезорганизации морфологического состава кроветворных и лимфоидных органов, при этом содержание клеток в них выше, чем у мышей, иммунизированных в ранние сроки после введения цитостатика.

5. По ответу на тимуезависимый антиген мыши делятся на высокоотве-чающих (СВА/Са Lac и DBA/2), среднеотвечающих (BALB/c) и низкоотвечающих

(С57В1/6 и CC57W). У мышей линий СВА/Са Lac и DBA/2, получивших циклофос-фан, происходит угнетение формирования первичного гуморального иммунного ответа на тимусзависимый антиген, а у мышей линий C57BI/6, BALB/c и CC57W активация. У мышей линии СВА/Са Lac, иммунизированных в отдаленные сроки после введения циклофосфана, наблюдается угнетение первичного гуморального иммунного ответа (накопление антителообразующих клеток и синтез ими специфических иммуноглобулинов), у BALB/c (содержание клеток-антителопродуцентов) и DBA/2 (синтетическая способность антителообразующих клеток) соответствует таковому у только иммунизированных мышей.

6. Циклофосфан приводит к изменениям в кроветворной и иммунной системе мышей линий СВА/Са Lac, DBA/2 характерным для иммунодефицитного состояния. Применение экстракта шлемника байкальского либо пантовита у мышей линии СВА/Са Lac, получивших циклофосфан, приводит к ускорению регенераторных процессов в исследуемых органах за счет активации практически всех ростков кроветворения (помимо лимфоидного в тимусе и селезенке у мышей, получивших панто-вит). Применение в качестве корректоров иммунодепрессии у мышей линии СВА/Са Lac пантовита, настоек эхинацеи пурпурной и пиона уклоняющегося, экстрактов шлемника байкальского, лабазника вязолистного и душицы обыкновенной позволило выявить, что наиболее эффективным является пантовит.

Научная новизна. Впервые проведено подробное изучение реакций кроветворной системы на тимусзависимый антиген у мышей разных линий (СВА/Са Lac, DBA/2, C57B1/6, BALB/c, CC57W). Выявлены различия в реагировании костномозгового кроветворения. Показано, что у мышей линии СВА/Са Lac наблюдалась стимуляция, а у мышей линии DBA/2 подавление практически всех ростков кроветворения. У мышей линий С57В1/6, BALB/c и CC57W уменьшалось количество лимфоидных и эритроидных клеток и увеличивалось содержание миелоидных. В селезенке и тимусе у мышей всех изученных линий наблюдается однотипная реакция стимуляции лим-фоидного и в селезенке - эритроидного ростка гемопоэза.

В работе показано существование различий в чувствительности клеток кроветворных и, в большей степени, лимфоидных органов у мышей линий СВА/Са Lac, DBA/2, C57B1/6, BALB/c и CC57W на введение циклофосфана в дозе 250 мг/кг. У мышей всех изучаемых линий наблюдалось снижение числа лимфоидных (у CC57W кратковременно), эритроидных, а у DBA/2 и BALB/c и миелоидных клеток в костном мозге, наряду с увеличением количества миелоидных (у СВА/Са Lac, C57B1/6 и CC57W) элементов. Введение циклофосфана приводило к снижению содержания лимфоидных элементов в селезенке у мышей линий СВА/Са Lac, C57BI/6 и DBA/2 (кратковременно), к их увеличению у BALB/c и CC57W и возрастанию количества миелоидных и эритроидных элементов у мышей всех исследуемых линий, кроме DBA/2. Применение циклофосфана приводило к снижению числа лимфоидных клеток в тимусе у мышей линий СВА/Са Lac, DBA/2 и у CC57W (кратковременно), у мышей линии С57В1/6 их количество было в пределах интактных значений, а у мышей линии BALB /c увеличено.

Впервые изучены реакции кроветворных и лимфоидных органов в отдаленные сроки после введения циклофосфана у мышей линии DBA/2 и СВА/Са Lac. Показано, что у мышей указанных линий происходило восстановление к концу первого месяца исследования количества лимфоидных и эритроидных клеток в костном мозге, увели-

чение числа миелоидных элементов (у мышей линии СВА/Са Lac). В последующем наблюдалось уменьшение содержания лимфоидных, эритроидных и миелоидных клеток у мышей линии DBA/2. В отдаленные сроки после введения циклофосфана наблюдалась гиперплазия селезеночного кроветворения и увеличение числа лимфоидных элементов в тимусе с последующим снижением у мышей линии DBA/2.

Впервые были проведены исследования по изучению реакций кроветворных и лимфоидных органов у мышей, иммунизированных в ранние сроки после введения циклофосфана. Показано, что иммунизация тимусзависимым антигеном мышей линий СВА/Са Lac и DBA/2, получивших циклофосфан, приводила к ускоренному восстановлению количественного и качественного состава клеток во всех изучаемых органах, у мышей линии С57В1/6 и BALB/c - в костном мозге, относительно значений у мышей, получивших только цитостатик. У мышей линии CC57W происходило уменьшение количества лимфоидных и эритроидных клеток в костном мозге, а у BALB/c, C57B1/6 и CC57W содержания лимфоидных элементов в селезенке и тимусе.

При исследовании кроветворных и лимфоидных органов мышей линий СВА/Са Lac и DBA/2, иммунизированных в отдаленные сроки после введения циклофосфана, было показано, что содержание лимфоидных и эритроидных клеток в костном мозге, лимфоидных элементов в селезенке и тимусе выше, чем у мышей этих линий, иммунизированных в ранние сроки после введения цитостатика.

Проведенные эксперименты позволили выделить высокоотвечающие (СВА/Са Lac и DBA/2), среднеотвечающие (BALB/c) и низкоотвечающие (С57В1/6 и CC57W) линии мышей по ответу натимусзависимый антиген.

Введение циклофосфана мышам линий СВА/Са Lac и DBA/2, приводит к угнетению первичного гуморального иммунного ответа на тимусзависимый антиген, вследствие подавления функциональной активности иммунокомпетентных клеток и уменьшения их количественного состава

Впервые показано, что у мышей линий С57В1/6, BALB/c и CC57W, получивших циклофосфан, происходит активация первичного гуморального иммунного i/гве-та, что обусловлено сохранением числа и функциональной активности иммунокомпе-тентных клеток.

В отдаленные сроки после введения циклофосфана мышам линии СВА/Са Lac, происходит угнетение первичного гуморального иммунного ответа, стимулированного тимусзависимым антигеном. У мышей линии DBA/2 восстанавливается синтетическая способность клеток-антителопродуцентов, у мышей линии BALB/c - количество аитителообразующих клеток до уровня у только иммунизированных мышей.

Изменения в кроветворной и иммунной системе мышей линий СВА/Са Lac и DBA/2, получивших циклофосфан в дозе 250 мг/кг, можно охарактеризовать как им-мунодефицитное состояние.

Показано, что применение экстракта шлемника байкальского либо пантовита у мышей линии СВА/Са Lac, получивших циклофосфан, приводит к ускорению регенераторных процессов в исследуемых органах за счет активации практически всех ростков кроветворения (кроме лимфоидного в тимусе и селезенке у мышей, получивших пантовит).

Впервые изучены механизмы коррекции иммунодепрессии у мышей линии СВА/Са Lac препаратами природного происхождения. Показано, что применение пантовита, настоек эхинацеи пурпурной и пиона уклоняющегося и экстракта шлемника байкальского после введения циклофосфана приводит к восстановлению дина-

мики образования антителообразующих клеток до уровня у иммунизированных животных; после применения пантовита, экстрактов лабазника вязолистного, душицы обыкновенной и шлемника байкальского наблюдается усиление синтетической активности клеток - антителопродуцентов; курсовое введение пантовита, настойки пиона уклоняющегося, экстрактов лабазника вязолистного и душицы обыкновенной приводит к стимуляции неспецифической резистентности (фагоцитарной активности перитонеальных макрофагов). Наиболее эффективным корректором иммунодефицит-ного состояния у мышей линии СВА/Са Lac, вызванного введением циклофосфана, является пантовит.

Практическое значение работы. Данные, полученные в ходе работы, значительно расширяют представление об особенностях реагирования кроветворной и иммунной систем на введение тимусзависимого антигена и циклофосфана у мышей линий СВА/Са Lac, C57BI/6, DBA/2, BALB/c и CC57W. В частности, показаны различия в чувствительности клеток костного мозга, тимуса и селезенки, а также клеток, участвующих в формировании иммунного ответа у мышей разных линий к антигену и цик-лофосфану. Благодаря этому удалось внести вклад в понимание общих закономерностей и особенностей развития иммунного ответа, стимулированного тимусзависимым антигеном, в ранние и отдаленные сроки после введения противоопухолевого препарата у мышей исследованных линий. Использование модели циклофосфановой имму-нодепрессии позволило вскрыть некоторые механизмы действия препаратов природного происхождения, что позволит использовать их в качестве патогенетически обоснованных корректоров.

Апробация работы. Материалы диссертации докладывались и обсуждались на Ш-м Съезде физиологов Сибири и Дальнего Востока (Новосибирск, 1997); на конференции «Актуальные проблемы фармакологии и поиска новых лекарственных препаратов» (Томск, 1997); на юбилейной конференции, посвященной 35-летию ЦНИЛ г. Томска «Медико-биологические аспекты нейро-гуморальной регуляции» (Томск, 1997); на конференции, посвященной 15-летию НИИ фармакологии ТНЦ СО РАМН «Актуальные проблемы фармакологии и поиска новых лекарственных препаратов» (Томск, 1999); на международной научной конференции «Поиск, разработка и внедрение новых лекарственных средств и организационных форм фармацевтической деятельности» (Томск, 2000); на 2-й Российской конференции молодых ученых России с международным участием «Фундаментальные науки и прогресс клинической медицины» (Москва, 2001); на научной молодежной конференции СО РАМН «Фундаментальные и прикладные проблемы современной медицины» (Новосибирск, 2001); на конференции «Актуальные проблемы экспериментальной и клинической фармакологии» (Томск, 2000, 2001); на IV съезде физиологов Сибири с международным участием (Новосибирск, 2002); на Всероссийской конференции «Компенсаторно-приспособительные процессы: фундаментальные и клинические аспекты» (Новосибирск, 2002); на конференции «Актуальные проблемы фармакологии» (Томск, 2004).

Публикации. По теме диссертации опубликовано 38 научных работ, из них 13 -в центральных журналах.

Объем и структура работы.

Диссертация представлена в двух томах. Том I изложен на 440 страницах машинописного текста и состоит из введения, четырех глав, выводов, списка литературы. Том II (приложение) - на 146 страницах. Работа иллюстрирована 52 рисунками и 139 таблицами (таблицы 14-139 размещены в приложении). Библиографический указатель включает 557 источников, из них 412 отечественных и 145 иностранных.

МАТЕРИАЛ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

Эксперименты были проведены на 1065 мышах 5 линий из них: CBA/Ca Lac (п=615), С57В1/6 (n=70), DBA/2 (n=195), BALB/c (n=115), CC57W (n=70) массой 18 г.

Животные 1 категории (конвенциональные линейные мыши) получены из коллекционного фонда лаборатории экспериментального биомедицинского моделирования НИИ фармакологии ТНЦ СО РАМН (сертификат имеется). До начала исследования животных выдерживали в течение недели на обычном пищевом режиме по 10 особей в пластиковых клетках.

Одной экспериментальной группе мышей каждой линии вводили стандартный (товарный образец) препарат циклофосфана (производства Саранского комбината "Биохимик"), который непосредственно перед применением растворяли в стерильном физиологическом растворе и вводили однократно внутрибрюшинно в дозе 250 мг/кг. Для мышей линии СВА/Са Lac эта доза является максимально переносимой (МИД). Определение величины МПД изучаемого лекарственного средства осуществляли методом графического пробит - анализа при однократном внугрибрюшинном введении животным и наблюдении за ними в течение 30 суток [Беленький М. А., 1963]. За величину МПД в каждом случае принимали дозу препарата, соответствующую на про-битной сетке дозе, вызывающей 10% летальность мышей. Выбор дозы был осуществлен по принципу получения эффекта угнетения кроветворной и иммунной систем мышей линии СВА/Са Lac (общепринятой экспериментальной биологической модели), который можно охарактеризовать как иммунодефицитное состояние [Масная Н. В., Чурин А. А., Борсук О. С, 2001].

Для исследования функциональной активности иммунной системы, другую группу животных каждой линии иммунизировали корпускулярным тимусзависимым антигеном - эритроцитами барана (ЭБ), полученными из НПО "Вирион". ЭБ трижды отмывали стерильным физиологическим раствором и вводили однократно внутри-брюшинно по 0,2 мл 15 % взвеси эритроцитов.

Для исследования функциональной активности иммунной системы в условиях после введения противоопухолевого препарата, опытной группе мышей всех изучаемых линий вводили тимусзависимый антиген на 4 (первая схема) или 30 (вторая схема эксперимента) сутки после воздействия циклофосфана. Первая схема была выбрана вследствие известного факта, что максимальный повреждающий эффект цикло-фосфана на кроветворные и лимфоидные органы мышей линии СВА/Са Lac выявляется на 3-4 сут после однократного его введения в дозе 250 мг/кг [Гольдберг Е. Д., Дыгай А. М., Жданов В. В., 2000]. Вторая схема иммунизации использована для выявления скрытых функциональных повреждений в клетках иммунной и кроветворной систем, сохранившихся после однократного введения противоопухолевого препарата.

Для коррекции иммунодефицитного состояния у мышей линии СВА/Са Lac и DBA/2, вызванного однократным введением циклофосфана, в работе использовали

пантовит («Фармпанто» г.Томск, Россия; разрешен к применению на территории России, per. № 000954.Р.643.06.99), настойки эхинацеи пурпурной («ГаленоФарм» г. Санкт-Петербург, Россия; разрешена к применению на территории России, per. № PN000167.01-2000) и пиона уклоняющегося (ЗАО ЭВАЛАР, Россия; разрешена к применению на территории России, per. № 000638/01-2001), экстракты шлемника байкальского (ГНЦЛС г. Харьков, Украина; стандартизован по содержанию байкали-на - 32-36%), бадана толстолистного (ГНЦЛС г. Харьков, Украина; стандартизован по содержанию арбутина - не менее 18 %), лабазника вязолистного (получен на кафедре фармацевтической химии, СГМУ, г. Томск) и душицы обыкновенной. Экстракт душицы обыкновенной получен методом реперколяции по Н.А. Чулкову, в качестве экстрагента использовался 40% спирт [Иванова Л.И., 1991]. Препараты вводили животным через зонд в желудок курсами, начиная со дня экспериментального воздействия (введения противоопухолевого препарата) и далее в течение 5 дней, в дозе 50 мг/кг в объеме 0,2 мл дистиллированной воды. Контрольным животным вводили соответствующий объем растворителя (дНгО). Иммунизировали мышей, получавших курсовое введение препарата природного происхождения, на 5 день эксперимента (что соответствует 4 сут после введения циклофосфана). Животных опытной группы, получивших однократно циклофосфан и курсовое (5-дневное) введение препарата, иммунизировали на 4 сут после введения циклофосфана.

Забор материала для исследования осуществляли на 4, 7, 14, 21 сут после иммунизации мышей и на 4, 8,11,18, 25,30, 34,37, 44, 51 сут после введения цитоста-тика (что соответствует 0, 4, 7, 14, 21 сут после иммунизации). Мышей умерщвляли методом декапитации под эфирным наркозом. Сравнение данных, полученных при изучении иммунной и кроветворной систем животных опытных групп (антиген + циклофосфан), производили с соответствующими значениями у интактных мышей, а также животных, получивших только антиген или цитостатик. Группу мышей, получивших циклофосфан, препарат и антиген сравнивали с мышами, иммунизированными после введения циклофосфана.

Изучение показателей кроветворных (костный мозг, периферическая кровь) и лимфоидных (тимус, селезенка) органов осуществляли стандартными гематологическими методами [Гольдберг Е. Д., Дыгай А. М., Шахов В. П., 1992].

Фагоцитарную активность перитонеальных макрофагов определяли методом, основанным на измерении оптической плотности лизирующего раствора после разрушения фагоцитов, поглотивших частицы нейтрального красного [Vray В., Hoebeke J., Saint - Guillain M. e.a., 1980].

Количественное определение уровня Т-общих-лимфоцитов [Jondal M., Holm G., Wigrell H., 1972], Т-хелперов [Гольдберг Е. Д., Дыгай А. М., Шахов В. П., 1992] и В-лимфоцитов [Пастер Е. У., Овод В. В., Позур В. К., Вихотью Н. Е., 1989] (в модификации ЦНИЛ г. Томска) в костном мозге и селезенке проводили методом розеткооб-разования.

Определение субпопуляций лимфоцитов в селезенке

осуществляли методом непрямой иммунофлюоресценции [Лефковитс И., Пернис Б., 1981] с помощью моноклональных антител фирмы "Caltag Laboratories" (согласно методическим указаниям фирмы изготовителя, прилагаемым к наборам). Доводили концентрацию лимфоидных клеток до в среде 199. На предметном стекле осаждали 25 мкл мононуклеаров в течение 30 мин во влажной камере при комнатной температуре. Убирали надосадок, высушивали, фиксировали в ацетоне в течение

7 мин. К осадку добавляли 25 мкл меченых FITC моноклональных антител (мАТ). Инкубировали во влажной камере при +4°С в течение 40 мин. Омывали раствором Хенкса (по 1 мл на лунку). Подсчет (200 клеток) производили с помощью люминис-центного микроскопа "Люмам". Результаты выражали в процентах.

Измерение пролиферативной активности лимфоидных клеток производили с помощью метода основанного на способности действующих (метаболически активных) клеток разлагать соль тетразолия ХТТ с образованием цветного соединения формазана. Это соединение растворимо в водном растворе и можно определить поглощение света при определенной длине волны с помощью иммунноферментного анализатора. Интенсивность света пропорциональна количеству метаболически активных клеток [Scudiero D. A., Shoemaker R. H., Paul К. D. et al., 1988]. В планшетах с 96 лунками, с плоским дном соединяли 100 мкл спленовзвеси в концентрации 2х106клеток/мл и 100 мкл митогенов (для активации В-лимфоцитов использовали ЛПС в конечной концентрации 10 мкг/мл, для Т-лимфоцитов - Кон А в конечной концентрации 5 мкг/мл). Инкубировали в СО2-инкубаторе при 37°С в течение 72 ч. За 4 ч. до окончания инкубации в каждую лунку добавляли 50 мкл реакционной смеси. Для приготовления реакционной смеси к 5 мл реагента ХТТ добавляли ОД мл раствора активации. Встряхивали планшет для однородного распространения цвета в каждой лунке. Измеряли поглощение света на анализаторе иммуноферментных реакций АИФР-01 "Униплан™" при длине волны - 450 - 500 им. Вычисление индекса стимуляции (ИС) осуществляли по формуле: оптическая плотность в лунках с митогеном, ОПк - оптическая плотность в лунках без митогена.

Уровень ИЛ-2 и ИЛ-10 в культуральных супернатантах не прилипающих к пластику спленоцитов, стимулированных конканавалином A ("ICN Biomedicals Inc."), тестировали твердофазным иммуноферментным методом "сэндвича". Принцип метода заключается в конъюгации одного эиитопа молекулы цитокина моноклональными антителами, сорбированными на твердой фазе микропланшета. Другой тип антител -поликлональные специфичные против мышиных цитокинов. Антитела соединяются с независимым эпитопом цитокина. Избыток специфичных против мышиных цитоки-нов антител удаляется. К сорбированным на твердой фазе комплексам цитокин-антитело добавляется окрашивающий раствор. Оптическая плотность раствора пропорциональна концентрации определяемого цитокина и регистрируется колориметрически. Калибровочная кривая строится с использованием среды, не содержащей продукты жизнедеятельности клеток "0 доза" и стандартных растворов цитокинов с известной концентрацией. Процедура выполнения ИФА проводилась с использованием наборов фирмы "Amersham Pharmacia Biotech" (Великобритания) согласно методическим указаниям, прилагаемым к наборам.

Для этого микропипеткой добавляли по 50 мкл "0 дозы" и стандартов. В оставшиеся ячейки помещали по 50 мкл супернатантов и 50 мкл антител против исследуемых цитокинов и инкубировали планшет в зависимости от требований в инструкции. После трехкратного цикла промывок автоматическим вошером, в каждую ячейку добавляли по 100 мкл стрептовидинового коньюгата (при тестировании ИЛ-10) и инкубировали 30 минут. 100 мкл окрашивающего раствора помешали в лунки после очередного цикла промывок и инкубировали 30 минут при комнатной температуре. Завершающая фаза инкубации заканчивалась добавлением в ячейки стоп-реагента (0,5 М серная кислота). Оптическую плотность планшета регистрировали на анализаторе иммуноферментных реакций "Униплан" АИФР-01, производства ЗАО "Пикон",

г. Москва при длине волны 450 нм. Концентрацию цитокинов определяли по калибровочной кривой.

Определение количества антителообразующих клеток (АОК) в селезенке осуществляли методом локального гемолиза [Cunningham A. J., 1965], основанным на способности антиэритроцитарных антител, секретируемых антителообразующими клетками иммунизированных животных, лизировать в присутствии комплемента эритроциты барана (антиген). На основе способности антител, содержащихся в сыворотке крови иммунизированных животных, агглютинировать эритроциты барана, используемые в качестве антигена, проводили определение уровня гемагглютининов в сыворотке крови [Линг Н.Р., Кэтти Д., 1991]. Для определения изотипа антител к 50 мкл разведенной в пять раз инактивированной сыворотки крови добавляли 50 мкл 0,1 М раствора 2-меркаптоэтанола (восстанавливая дисульфидныс связи 2-МЭ вызывает диссоциацию IgM-антител на субъединицы, не способные агглютинировать эритроциты барана, в то время как IgG-антитела резистентны к его действию, что позволяет сравнивать уровень специфических IgM- и IgG-гемагглютининов).

При постановке реакции гиперчувствительности замедленного типа для сенсибилизации мышам вводили подкожно 1х107 эритроцитов барана в объеме 100 мкл. Разрешающую дозу антигена (1x10* В объеме 20 МКЛ) вводили на 5 день после сенсибилизации под апоневротическую пластинку одной из задних конечностей. В контра-латеральную лапу в качестве контроля вводили физиологический раствор в таком же объеме. Учет интенсивности воспалительной реакции осуществляли через 24 часа после введения разрешающей дозы антигена Индекс воспаления (ИВ) определяли по разнице массы опытной (О) и контрольной лап (К): ИВ=((О-К)/К)х100%.

Для изучения противовоспалительных свойств (по способности стимулировать накопление антигенснецифического клона Т-лимфоцитов) препаратов природного происхождения, их вводили через зонд в желудок курсами, начиная со дня сенсибилизации и далее в течение 5 дней, в дозе 50 мг/кг в объеме 0,2 мл до дня введения разрешающей дозы антигена [Хаитов Р. В., Гущин И. С, Пинегин Б. В., Зебрев А. И., 1999].

Полученные в ходе исследования данные обрабатывали методом вариационной статистики. В случае нормального распределения, сравнение выборочных средних осуществляли по t - критерию Стьюдента, при несоответствии распределения нормальному закону использовали непараметрический критерий Вилкоксона, Колмого-рого-Смирнова. Уровень значимости критериев задавали равным 0,1%, 1% либо 5%. Для оценки степени связи между признаками использовали двумерный корреляционный анализ. Влияние циклофосфана либо иммунизации (фактора) на изменения признака исследовали с помощью факторного анализа [Лакин Г. Ф., 1980; Иванов Ю. И., Погорелюк О. Н., 1990], "STATISTICA for Windows" [Боровиков В.П., Боровиков И.П., 1997].

РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ

В результате проведенных исследований было установлено, что на иммунизацию тимусзависимым антигеном в одинаковой для всех линий мышей дозе и схеме введения проявляется различная реакция их кроветворных и лимфоидных органов. В большей степени это касается костного мозга, в меньшей селезенки. В костном мозге мышей линии СВА/Са Lac, иммунизированных тимусзависимым антигеном (ТЗА),

наблюдалась стимуляция лимфоидного ростка кроветворения. Причиной этого, по всей видимости, явилось введение антигена (эритроцитов барана), которое приводит к стимуляции пролиферативной активности СКК костного мозга [Протопопова Н.Б., Гайдуль К.В., 2004]. При попадании антигенов в организм они разносятся кровью по органам и системам, в том числе, и в костный мозг, активируя моноциты и макрофаги, дендритные клетки, которые начинают вырабатывать ИЛ-1, а он, в свою очередь, способствует вступлению в S-фазу ранних гемопоэтических предшественников [Гро-мыхина Н.Ю., 1982; Гайдуль К.В., 1986; Gallicchio V.S., Shedlofsky S.I., Swin AX e. а., 1989; Орловская И.А., Шкловская Е.В., Козлов В.А., 1996; Гольдберг Е.Д., Дыгай А.М., Шерстобоев ЕЮ., 2000; Гольдберг Е.Д., Дыгай А.М., Жданов В.В. и соавт., 2001]. При этом у мышей линии CC57W количество лимфоидных клеток было в пределах фона, у мышей линий С57В1/6 и BALB/c наблюдалось чередование снижения и увеличения (восстановления) их числа, а у DBA/2 пониженное содержание лимфоидных элементов сохранилось длительно. Вероятно, в данном случае снижение (либо не изменение) количества лимфоидных клеток в костном мозге после иммунизации было связано с перераспределением их по органам (например, миграцией лимфоидных элементов в периферическую кровь, селезенку, тимус, где наблюдалось увеличение их числа).

Относительно других ростков кроветворения наблюдалась следующая картина У иммунизированных мышей линий DBA/2, C57B1/6 и CC57W число эритроидных элементов в костном мозге было снижено, у BALB/c кратковременно. Исключение составила группа мышей линии СВА/Са Lac, у которых количество этих клеток было в пределах фона. При этом наблюдалась депрессия миелоидного ростка кроветворения у мышей линий DBA/2 в начале, у СВА/Са Lac в конце эксперимента. У BALB/c и CC57W чередовалось уменьшение и увеличение количества зрелых миелоидных клеток по сравнению с фоновым уровнем, либо возрастание (соответственно) числа незрелых миелоидных клеток. У мышей линии С57В1/6 увеличивалось количество незрелых и зрелых миелоидных элементов костного мозга. Причиной вышеописанных изменений могла служить активация антигеном макрофагов и продукция ими ИЛ -1, ИЛ-6, КСФ-ГМ, а стимулированными Т-лимфоцитами ИЛ-3 и КСФ-ГМ [Козлов В. А., Журавкин И. К, Цырлова И. Г., 1982; Гаркави Л. X., Квакина Е. Б., Уколова М. А., 1990; Богдашин И. В., Дыгай А. М., Шерстобоев Е. Ю., 1991; Гольдберг Е. Д., Дыгай А. М., Богдашин И. В., 1991; Громыхина М. Ю., Орловская И. А., Дубинина Л. В., Козлов В. А., 1995; Маянский А. Н., Невмятуллин А. Л., Маянский Н. А., 1995; Гольдберг Е. Д., Дыгай А. М, Жданов В. В., 1999]. Эти цитокины направляют гемо-поэз преимущественно в сторону гранулоцитомонопоэза, вследствие чего, уменьшается количество эритроидных прекурсоров и молодых форм эритроидных клеток [Манько В. М, 1981; Гольдберг Е. Д., Дыгай А. М., Хлусов И. А., 1997; Гольдберг Е. Д., Дыгай А. М, Жданов В. В., 1999].

После введения антигена у мышей линий С57В1/6, BALB/c, CC57W и DBA/2 было отмечено увеличение числа лимфоидных клеток всех степеней зрелости в тимусе, кроме малых лимфоидных элементов у СВА/Са Lac. Возможно, малые лимфоид-ные клетки мигрировали в селезенку, являющуюся после введения антигена у мышей линии СВА/Са Lac "зоной" повышенной активности. Увеличение же количества лим-фоидных элементов всех степеней зрелости в тимусе мышей всех изученных линий может указывать на активацию под действием антигена пролиферативно-дифференцировочных процессов и миграции клеток из костного мозга. В последую-

щем было выявлено снижение числа средних и малых лимфоцитов в тимусе животных линии DBA/2, что, вероятно связано с активной миграцией их в периферические лимфоидные и кроветворные органы. При этом наблюдалось увеличение числа ретикулярных клеток у мышей всех исследуемых линий и миелоидных у С57В1/6. У мышей линии СВА/Са Lac количество миелоидных элементов в тимусе было снижено.

Гиперплазия селезеночного кроветворения у мышей всех изучаемых линий сопровождалась увеличением количества лимфоидных, эритроидных и ретикулярных клеток, а у CC57W и миелоидных. Введение антигена приводит к стимуляции ПСКК (переход их в фазу S), увеличению их миграции из костного мозга в селезенку, вступлению в S-фазу ранних гемопоэтических предшественников (КОЕс-5, 8, 11) [Козлов В.А., Журавкин И.Н., Цырлова И.Г., 1982; Гайдуль К.В., 1986; Орловская И.А., Шкловская Е.В., Козлов В.А., 1996; Гольдберг Е.Д., Дыгай A.M., Шерстобоев Е.Ю., 2000]. По данным Н.Б. Протопоповой и К.В. Гайдуль (2004) после введения эритроцитов барана мышам линии (CBAxC57Bl/6)Fi наблюдается стимуляция эндогенного колониеобразования К0Ес-10 селезенки. Вероятно, это и послужило одной из причин активации селезеночного кроветворения. Кроме того, по всей видимости, большое значение в данном случае играет активация миграционных процессов; поступление в селезенку лимфоидных элементов из центрального кроветворного и лимфоидного органа.

При сравнительном анализе реагирования иммунной системы на введение ти-мусзависимого антигена в одинаковой для всех линий мышей дозе было выявлено следующее. По ответу на тимусзависимый антиген формированием антителообра-зующих клеток в селезенке были выделены высокоотвечающими мыши линий СВА/Са Lac и DBA/2, среднеотвсчающими животные линии BALB/c и низкоотве-чающими линий С57В1/6 и CC57W.

При изучении реакций иммунной системы у мышей линии СВА/Са Lac, иммунизированных тимусзависимым антигеном, было выявлено достоверное повышение фагоцитарной активности перитонеальных макрофагов (ФАПМ) по сравнению со значениями в интактной группе, сохранившейся высокой до конца эксперимента. Эти данные не противоречат представлениям о стимуляции АПК после попадания антигена в организм. При этом на 4 сут эксперимента не было выявлено достоверных изменений в содержании СВ4+-клеток в селезенке относительно фонового уровня и наблюдалось увеличение числа CD8+- лимфоцитов в селезенке на 7 сут исследования (р<0,001 относительно фона). При исследовании уровня ИЛ-2 в супернатантах стимулированных Кон А лимфоцитов селезенки мышей, иммунизированных ТЗА, выявлено, что на 4 сут этот показатель находился в пределах фоновых значений и снижался на 7 сут. Известно, что данный цитокин вырабатывается наивными Т-лимфоцитами и активизирует дифференцировку их до зрелых Т-лимфоцитов посредством активации продукции ИФН-у. Затем, ИЛ-2 продуцируется Т-хелперами 1 типа, влияя на функциональную активность АПК [Вейсман И.Л., Худ Л.Е., Вуд У.Б.,1983; Глинн Л., Стюард М., 1983; Ковальчук Л.В., Соболев Б.Н., Ганковская Л.В., Юдин А.А., 2001]. При изучении пролиферативной активности Т-лимфоцитов селезенки мышей, иммунизированных ТЗА, не было выявлено достоверных изменений индекса стимуляции Т-лимфоцитов на 4 сут опыта, и наблюдалось его снижение на 7 сут. При этом был зарегистрирован высокий уровень ИЛ-10 на 4 сут опыта. Известно, что данный лимфо-кин, вырабатываемый Т-хелперами 2 типа, ингибирует Т-хелперы 1 типа [Mosmann T.R., Coffman R.L., 1989; Seder RA., Paul W.E., 1994; Медуницын Н. В., 1995; Фрейд-

лин И.С., 1995, 1999; Ковальчук Л.В., Соболев Б.Н., Ганковская Л.В., Юдин А.А., 2001]. Вероятно, поэтому нами было выявлено снижение продукции ИЛ-2 спленоци-тами и угнетение пролиферативной активности Т-лимфоцитов в селезенке. Помимо этого, ИЛ-10 является фактором роста В-лимфоцитов [Mosmann T.R., Coffinan R.L., 1989; Seder R.A., Paul W.E., 1994; Фрейдлин И.С., 1995, 1999; Ковальчук Л.В, Соболев Б.Н., Ганковская Л.В., Юдин А.А., 2001]. В результате наряду с не выявленными достоверными изменениями в пролиферативной активности В-лимфоцитов в селезенке иммунизированных мышей (по всей видимости, данный процесс необходимо было исследовать в ранние сроки) было зарегистрировано максимальное абсолютное количество АОК в селезенке на 4 сут опыта. В дальнейшем данный показатель постепенно снижался к концу эксперимента, но не достигал интактного уровня.

В нормальных условиях синтез IgM-антител наблюдается в более ранние сроки, IgG - антител несколько позже, хотя активная пролиферация IgG-AOK наблюдается одновременно с делением IgM-AOK [Nordin A.A., Cosenza H., Sell S., 1970; Утешев B.C., Бабичев В.А., 1974; Ройт А., 1991]. В наших экспериментах изучение функциональной активности плазматических клеток с помощью определения уровня специфических гемагтлютининов в сыворотке крови иммунизированных ТЗА мышей позволило выявить, что максимальное содержание IgM-антител приходилось на 4 сут, переключение на синтез IgG-антител было зарегистрировано на 14 сут исследования.

При изучении показателей иммунной системы у мышей линии DBA/2, получивших ТЗА, было выявлено повышение ФАПМ на 4 и 7 сут эксперимента Содержание Т-общих лимфоцитов в костном мозге в начале опыта не отличалось от фоновых показателей и было снижено на 14 и 21 сут (р<0,05 и р<0,01 соответственно). Число Т-хелперов было увеличено на 7 и 14 сут после введения антигена (р<0,001 и р<0,05 соответственно), а В-лимфоцитов на протяжении всего эксперимента находилось в пределах фонового уровня. При изучении количественного состава субпопуляций лимфоцитов в селезенке иммунизированных мышей было выявлено, что содержание Т-общих лимфоцитов было уменьшено относительно фона на 4, 14 и 21 сут исследования (р<0,001; р<0,05 и р<0,001 соответственно), количество В-лимфоцитов было снижено во все сроки исследования. При использовании моноклональных антител было отмечено достоверное снижение содержания CD4+- и CD8+- лимфоцитов в селезенке иммунизированных мышей на 4 и 7 сут относительно фона (р<0,001 соответственно). Пролиферативная активность Т-лимфоцитов в селезенке мышей, иммунизированных ТЗА, была повышена относительно фона на 4 сут эксперимента (р<0,05), В-лимфоцитов на 4 и 7 сут опыта достоверно не отличалась от фона. При изучении динамики количественного состава АОК в селезенке мышей, получивших антиген, максимальное их содержание было выявлено на 4 сут эксперимента (р<0,001 относительно фона) с последующим снижением до фоновых величин к 14 сут и некоторым повышением на 21 сут. При определении уровня специфических гемагглютининов в сыворотке крови было обнаружено, что максимальный уровень IgM-антител наблюдался на 4 сут, переключение на синтез IgG-антител происходило к 14 сут. По всей видимости, выявленные изменения динамики изучаемых показателей закономерно отражают процессы, происходящие в иммунной системе, стимулированной тимусзависимым антигеном. Динамика формирование АОК и синтез ими специфических антител у мышей линии DBA/2 практически не отличались от показателей у мышей линии СВА/Са Lac, являющейся классической моделью для исследования реакции иммунной системы на ТЗА.

При изучении реагирования иммунной системы мышей линии С57В1/6 на введение ТЗА было выявлено, что применение данного фактора приводило к незначительному увеличению ФАПМ только на 7 сут исследования. В костном мозге наблюдалось снижение на 4 сут эксперимента числа Т-общих лимфоцитов (р<0,05 относительно фона), увеличение числа Т-хелперов, наблюдаемое во все сроки наблюдения (р<0,001) и низкое содержание В-лимфоцитов на 4 и 14 сут (р<0,001 и р<0,05). При этом в селезенке иммунизированных мышей было отмечено увеличение числа Т-общих лимфоцитов на 7 сут эксперимента относительно фона (р<0,05) с последующим снижением на 14 сут (р<0,01). Содержание В-лимфоцитов в селезенке иммунизированных мышей на 4 сут опыта не отличалось от показателей в интактной группе, снижалось на 7 и 14 сут (р<0,01 соответственно). При использовании моноклональ-ных антител было зарегистрировано уменьшение числа СD>4+-лимфоцитов в селезенке иммунизированных мышей на 4 и возрастание их количества на 7 сут исследования (р<0,01 и р<0,05 относительно фона, соответственно). Также наблюдалось увеличение на 7 сут исследования содержания СВ8+-лимфоцитов (р<0,01). При этом про-лиферативная активность Т-лимфоцитов, стимулированных Кон А, в селезенке иммунизированных мышей на 4 сут эксперимента не отличалась от показателей у интакт-ных животных, а на 7 сут была снижена (р<0,001). После введения антигена наблюдалась активация на 4 и 7 сут исследования выработки стимулированными Кон А спле-ноцитами ИЛ-2 и ИЛ-10. Не было выявлено достоверных изменений относительно фона в пролиферативнои активности В-лимфоцитов, стимулированных ЛПС. Максимальное число АОК в селезенке у иммунизированных мышей наблюдалось на 7 сут исследования (р<0,05). При определении уровня специфических гемагглютининов в сыворотке крови было выявлено максимальное содержание IgM-антител на 4 сут, IgG-гемагглютининов на 14 сут. По всей видимости, максимальное накопление АОК в селезенке, зарегистрированное лишь на 7 сут, а не на 4 сут как у стандартной биологической модели - мышей линии СВА/Са Lac, стимулированных ТЗА, является следствием более низкой фагоцитарной активности АПК, выявленным на фоне повышенной продукции ИЛ-2, являющегося фактором роста Т-лимфоцитов, снижением про-лиферативнои активности Т-лимфоцитов, вероятно, вследствие высокой продукции ИЛ-10, подавляющего продукцию ИФН-у и способного тормозить пролиферативный ответ Т-лимфоцитов на антигены и митогены. В то же время, отмеченное нами увеличение синтеза специфических IgM-антител на 4 сут, вероятно, является следствием того же усиления продукции ИЛ-10, который, как известно, стимулирует секрецию иммуноглобулинов В-лимфоцитами [Seder R.A., Paul W.E., 1994; Фрейдлин И.С., 1999; Ковальчук Л.В., Соболев Б.Н., Ганковская Л.В., Юдин А.А., 2001].

При изучении влияния иммунной системы на введение ТЗА мышам линии BALB/c было выявлено значительное увеличение ФАПМ на 4 сут эксперимента и сохранение ее высокой на протяжении всего периода исследования. При этом не было отмечено достоверных изменений относительно фона в содержании CD4+- и CD8+-лимфоцитов в селезенке на 4 сут опыта и снижение их числа на 7 сут (р<0,01 и р<0,05 соответственно). Пролиферативная активность Т-лимфоцитов селезенки, стимулированных Кон А, на 4 сут эксперимента не отличалась от фоновых показателей и была снижена на 7 сут эксперимента (р<0,05). Одновременно была выявлена активация на 4 и 7 сут исследования пролиферативнои активности стимулированных ЛПС В-лимфоцитов селезенки (р<0,05 относительно фона, соответственно). Вследствие этого процесса в селезенке было зарегистрировано два пика накопления АОК на 4 и

14 суг (р<0,001 относительно фона). При исследовании динамики выработки специфических антител отмечено, что максимальный титр IgM-антител в сыворотке крови приходился на 4 сут, переключение на синтез IgG-антител происходило на 4 сут эксперимента с максимумом их содержания на 21 сут.

Изучение реакций иммунной системы мышей линии CC57W на введение ТЗА показало, что введения антигена приводило к повышению ФАПМ лишь с 7 сут исследования (р<0,001 относительно фона), сохранившемуся на 14 и 21 суг. Не было отмечено достоверных изменений относительно фона в пролиферативной активности Т-лимфоцитов в селезенке, стимулированных Кон А. При этом было выявлено незначительное повышение пролиферативной активности В-лимфоцитов, что, по всей видимости, стало причиной выявленного на 7 сут исследования максимального содержания АОК в селезенке иммунизированных мышей (р<0,05 относительно фона). Изучение функциональной активности плазматических клеток с помощью определения уровня специфических гемагглютининов в сыворотке крови мышей исследуемых групп показало, что максимальное содержание IgM-антител у иммунизированных мышей приходилось на 4 сут. Переключение на синтез IgG-антител отмечено на 14 сут.

По данным литературы [Брондз Б.Д., Рохлин О.В, 1978; Медуницын Н.В., Алексеев Л.П., 1987; Манько В.М., Чижевская МА., Мастернак Т.Б. и соавт., 1994] межлинейные различия в реакционной способности систем (в том числе и иммунной) животных обусловлены генетическими особенностями. В экспериментах были показаны различия в активности антигенпрезентирующих клеток (макрофагов, дендритных клеток) у животных разных линий {Медуницын Н.В., Алексеев Л.П., 1987; Пащенков М.В., Пинегин Б.В., 2001]. В наших экспериментах также были выявлены различия в ФАПМ у мышей разных линий. Высокая активность макрофагов могла быть причиной переработки значительной доли антигенного материала, вследствие чего, презентируемых антигенов не так много [Пащенков М.В., Пинегин Б.В., 2001]. Вероятно, что формирование первичного иммунного ответа (накопление АОК в селезенке) у мышей линии BALB/c было не столь интенсивным, как у мышей линий DBA/2 и СВА/Са Lac именно вследствие высокой активности перитонеальных макрофагов, сохранившейся таковой до конца эксперимента. Кроме этого, если концентрация (доза) антигена высока, то презентирующие клетки "не справляются" с переработкой материала, и иммунный ответ может быть затянут по времени. По нашим данным, у мышей линии C57BI/6 и CC57W фагоцитарная активность перитонеальных макрофагов не была увеличена на начальных этапах после введения антигена, как этого следовало ожидать. Возможно, это является одной из причин, смещения пика образования АОК в селезенке мышей этих линий с 4 (как у мышей других линий) на 7 сут. Известно также, что антигены гистосовместимости 2 класса (МНС II) играют важную роль в успешном взаимодействии разных типов иммунокомпетентных клеток в процессе иммунного ответа [Медуницын Н.В., Алексеев Л.П., 1987; Манько В.М., Чижевская МА, Мастернак Т.Б., 1994; Пащенков М.В., Пинегин Б.В., 2001; Haase С, Michelsen B.K., Jrgensen T.N., 2004; Holling T.M., Schooten E., Van Den Elsen P.J., 2004]. У животных разных линий существуют генетически обусловленные различия в количественном содержании МНС II (Ia-а) [Брондз Б.Д., Рохлин О.В., 1978; Медуницын Н.В., Алексеев Л.П., 1987]. Возможно, у животных линий CC57W и С57В1/6 этот фактор также вносит вклад в особенности формирования иммунного ответа на ТЗА. Дефект презентации антигена на макрофагах (дендритных клетках) может быть при-

чиной низкого уровня ответа Т-лимфоцитов реакцией специфической пролиферации. Для ее запуска требуется Ia-a и ИЛ-1. При распознавании Ia-a Т-клетками происходит инициация выработки ИЛ-1, в результате чего, происходит активация пролифератив-ных процессов в Т-клетках, выработка цитокинов для инициации последующих этапов иммунного ответа, приводящих к синтезу специфических антител. У мышей разных линий существуют отличия в способности селезеночных Т- и В-лимфоцитов к спонтанной и стимулированной пролиферации [Манько В.М., Чижевская М.А., Мас-тернак Т.Б. и соавт., 1994]. Показано, что самый высокий уровень пролиферации у мышей линии СВА, низкий у C57B1/6J и BALB/c. В наших экспериментах также наблюдались различия в пролиферативной активности Т- и В-лимфоцитов в селезенке и продукции ИЛ-2 и ИЛ-10 спленоцитами у мышей разных линий, получивших ТЗА. У мышей линий СВА/Са Lac и С57В1/6 было выявлено снижение пролиферативной активности Т-лимфоцитов на 7 сут после введения ТЗА, пролиферативная активность В-лимфоцитов была в пределах фоновых показателей. У мышей линии СВА/Са Lac продукция ИЛ-2 была снижена, а ИЛ-10 повышена. У мышей линии С57В1/6 были увеличены выработка ИЛ-2 и ИЛ-10 спленоцитами. У мышей линии DBA/2 была стимулирована пролиферативная активность Т- лимфоцитов и не активизирована В-лимфоцитов. У мышей линий BALB/c и CC57W была стимулирована пролифератив-ная активность В-лимфоцитов, пролиферация Т-лимфоцитов BALB/c была снижена, а у CC57W не отличалась от фона. По всей видимости, различия в формировании первичного гуморального иммунного ответа, зарегистрированные в экспериментах на мышах разных линий, являются следствием индивидуальных особенностей в реагировании ИКК на ТЗА и генетически обусловлены.

После введения циклофосфана в дозе 250 мг/кг мышам разных линий наблюдались различия в реагировании кроветворной (в меньшей степени) и лимфоидной (в большей степени) тканей. Так, лимфоидный и эритроидный ростки костного мозга мышей изучаемых линий ответили на введение циклофосфана практически идентично - происходило снижение количества их элементов (более длительно у мышей линий СВА/Са Lac и DBA/2). При этом у мышей линии С57В1/6 и BALB/c к середине (14 сут) исследования наблюдалось повышение (восстановление), а затем, вновь снижение числа лимфоидных и эритроидных клеток. У мышей линии CC57W только на 7 сут было выявлено снижение числа лимфоидных элементов, в остальные сроки этот показатель превышал фоновые данные.

Известно, что в основе всех гематотоксических проявлений цитостатических средств лежит их способность купировать пролиферацию ранних гемопоэтических клеток-предшественников или даже приводить к их гибели [Ванько Л.В, Сухих Г.Т., 1983; Дыгай А.М, Гольдберг Е.Д., Богдашин И.В., 1995; Дыгай A.M., Жданов В.В., Хлусов И.А., 1995; Гольдберг Е.Д., Дыгай A.M., Жданов В.В., 1999]. В костном мозге мышей, получивших однократно в МИД циклофосфан, выявляется максимальное число клеток с цитогенетическими нарушениями (одиночные и парные фрагменты, хромосомные и хроматидные обмены) на 2 сут эксперимента [Хлусова М.Ю., 1990]. В результате таких изменений в костном мозге мышей после введения циклофосфана с 1 по 3 сут отмечается резкое снижение общего количества миелокариоцитов до 12 -15% от фона [Goldin A., Mantel N., 1970; MackovaN., Suliova J., 1986; Симанина Е.В., Шерстобоев Е.Ю., 1990; Шерстобоев Е.Ю., 1992; Дыгай А.М., Гольдберг Е.Д., Богдашин И.В. и соавт., 1995; Минакова М.Ю., 1997] за счет угнетения гранулоцитарно-го и эритроидного ростков гемопоэза. К 5 сут опыта количество первых увеличивает-

ся почти в три раза, а число эритроидных клеток остается сниженным [Гольдберг Е.Д., Дыгай А.М., Богдашин И.В. и соавт., 1992; Дыгай А.М., Гольдберг Е.Д., Богда-шин И.В. и соавт., 1995; Минакова М.Ю., 1997}. Как следствие процессов, происходящих в костном мозге, в периферической крови на 1-5 сут эксперимента наблюдается лейкопения, а число ретикулоцитов после кратковременного увеличения (1-2 сут) значительно снижается к 3-4 сут до 7-10% от фона [Valeriote F., Collins Р.С., Bruce W.R., 1968; Шерстобоев Е.Ю., 1992; Минакова М.Ю., 1997]. На 3 сут после введения препарата в периферической крови отмечается максимальное число эритроцитов с микроядрами, сохраняющееся до 10 сут [Хлусова М.Ю., 1990].

Выявленные нами изменения свидетельствуют о выраженной лимфоцитоток-сичности циклофосфана и подтверждают ранее полученные данные [Turk J.L., Poulter L.W., 1972; Luebke R.W., Rogers R.R., Riddle M.M. e. a., 1987; Шанурин С.Ю., Белев-ская Р.Г., Михайлова А.А. и соавт., 1995]. Однако были отмечены различия в длительности угнетения лимфоидного ростка кроветворения у мышей разных линий: у мышей линий CBA/CaLac и DBA/2 - наиболее продолжительная, а у CC57W - наименее. Вероятно, это связано с тем, что для мышей линий CBA/CaLac и DBA/2 доза циклофосфана 250 мг/кг является более токсичной (МПД), чем для С57В1/6, BALB/c и CC57W (ниже МПД). Причиной длительной депрессии числа эритроидных элементов в костном мозге у мышей линии CBA/CaLac после введения циклофосфана, по всей видимости, является уменьшение содержания КОЕ-Э, низкая пролиферативная активность, сохраняющиеся до 16 сут, что было продемонстрировано в экспериментах [Минакова М.Ю.,1997; Гольдберг Е.Д., Дыгай А.М., Жданов В.В., 1999].

Содержание миелоидных клеток, в большинстве своем, незрелых, в костном мозге было повышено в группах мышей, получивших циклофосфан, практически всех изучаемых линий, исключение составили мыши линии DBA/2, у которых количество миелоидных элементов в костном мозге не отличалось от интактных значений. При этом низкое содержание зрелых миелоидных клеток в костном мозге у мышей линии DBA/2, по-видимому, являлось следствием миграции их в периферическую кровь, где и обнаруживалось высокое число сегментоядерных нейтрофилов. Стимуляция миело-идного ростка кроветворения у других исследованных линий мышей связана, по-видимому, с активацией грануломоноцитопоэза. Подтверждением этого могут служить эксперименты, проведенные на мышах линии CBA/CaLac [Дыгай А.М., Жданов В.В., Минакова М.Ю., Гольдберг Е.Д., 1997; Минакова М.Ю., 1997], где было показано нормальное содержание КлОЕ-ГМ после введения циклофосфана в МПД. При этом количество КОЕ-ГМ с пиком на 3-5 сут эксперимента снижалось и вновь возвращалось к фоновым показателям только к 12 сут. В этом же исследовании было отмечено значительное увеличение индекса созревания гранулоцитомакрофагальных прекурсоров на 5-10 сут, со снижением на 6 сут темпов деления этих предшественников. Эти данные указывают на то, что причиной восстановления гранулоцитопоэза у мышей линии CBA/CaLac после введения циклофосфана является ускоренное созревание КОЕ-ГМ в КлОЕ-ГМ и далее в морфологически идентифицируемые элементы костного мозга [Минакова М.Ю., 1997; Гольдберг Е.Д., Дыгай A.M., Жданов В.В., 1999]. Возможно, благодаря активному восстановлению способности стромальных клеток к взаимодействию с КОЕ-ГМ, данный росток регенерирует столь интенсивно [Гольдберг Е.Д., Дыгай А.М., Жданов ВВ., 1999]. Сигналом к запуску регенераторных процессов в костном мозге служит, по мнению ряда авторов [Симанина Е.В., Шерстобоев Е.Ю., 1990; Гольдберг Е.Д., Дыгай А.М., Хлусов И.А. и соавт., 1993; Ды-

гай А.М., Гольдберг Е.Д., Богдашин И.В. и соавт., 1995; Гольдберг Е.Д., Дыгай А.М., Шерстобоев Е.Ю., 2000; Гольдберг Е.Д., Дыгай А.М., Жданов В.В., Гольдберг В.Е., 2001], синтез ИЛ-1 и ИЛ-3, который усиливается уже на 1 сут после введения цикло-фосфана с максимумом на 3 и 7 сут соответственно. Известно, что ИЛ-3 стимулирует процессы пролиферации и дифференцировки ПСКК, коммитированных прекурсоров эритроидного, грануломоноцитарного, мегакариоцитарного ростков гемопоэза, повышает экспрессию рецепторов к КСФ и ЭП на клетках-предшественниках, модулируя таким образом их чувствительность к ростовым факторам, а ИЛ-1, в свою очередь, стимулирует выработку КСФ клетками ГИМ, индуцирует пролиферацию СКК [Огава М., 1990; Орловская ИЛ., Шкловская Е.В., Козлов В.А., 1996]. Эти цитокины вырабатываются в том числе и Т-лимфоцитами, а давно уже доказано, что именно эти клетки занимают одно из ведущих мест в регуляции кроветворения в норме и при патологических состояниях, влияя на процессы миграции, пролиферации и дифферен-цировки кроветворных клеток-предшественников [Манько В.М., 1981; Петров Р.В., Манько В.М., 1983,1986; Бабаева А.Г., Зотиков ЕА., 1987; Дыгай A.M., Шахов В.П., 1989; Дыгай A.M., Клименко Н.А., 1992; Жданов В.В., Хлусов И.А., Симанина Е.В. и соавт., 1994; Гольдберг Е.Д., Дыгай А.М., Жданов В.В., Гольдберг В.Е., 2001]. Было показано положительное влияние Тпу-1,2+-клеток во взаимодействии с элементами адгезирующей фракции костного мозга на рост колоний КОЕ-ГМ и КОЕ-Э после однократного введения циклофосфана в МПД, что и способствует репарации гемопоэза [Жданов В.В., Аксиненко С.Г., Дыгай A.M., Гольдберг Е.Д., 1998]. Приведенные факты позволяют говорить о важной роли как непосредственного межклеточного взаимодействия, так и гуморальных факторов, выделяемых клетками ГИМ, в стимуляции восстановления кроветворения, подавленного противоопухолевыми препаратами [Гольдберг Е.Д., Дыгай А.М., Жданов В.В., 1999].

После введения циклофосфана было выявлено уменьшение содержания лим-фоидных клеток в тимусе у мышей линий СВА/Са Lac (преимущественно малых форм), у DBA/2 и CC57W (всех степеней зрелости), с последующим увеличением в большей степени числа средних и малых лимфоцитов. Известно, что в большинстве случаев введение противоопухолевых препаратов приводит к атрофии тимуса. Например, в экспериментах [Шанурин С.Ю., Белевская Р.Г., Михайлова А.А. и соавт., 1995; Кудаева И.В.,1997] показано, что циклофосфан обладает способностью вызывать сильный лимфоцитотоксический эффект, в результате чего масса и клеточность тимуса резко падает. Максимальное снижение клеточности тимуса после однократного введения циклофосфана в МПД наблюдается с 1 по 6 сут эксперимента [Кудаева И.В.,1997]. Однако у мышей линий С57В1/6 в наших экспериментах количество лим-фоидных клеток возрастало с 7 сут эксперимента, а у BALB/c уже с 4 сут. По всей видимости, в результате активации процессов пролиферации и дифференцировки клеток, сохранившихся после действия циклофосфана, а также, вероятно, за счет клеток костного мозга (миграции) было выявлено значительное увеличение содержания лимфоидных клеток всех степеней зрелости, что стало причиной возрастания клеточ-ности центрального лимфоидного органа. В тимусе у мышей линий СВА/Са Lac, DBA/2 и С57В1/6 также наблюдалось увеличение числа миелоидных клеток.

После введения циклофосфана в селезенках мышей линий СВА/Са Lac, DBA/2 и С57В1/6 было отмечено снижение числа лимфоидных клеток, что подтверждает наличие лимфоцитотоксических свойств у циклофосфана [Chin K.N., Hudson G., 1970; Turk J.L., Poulter L.W., 1972; Luebke R.W., Rogers R.R., Riddle M.M. e. a., 1987; Шану-

рин С.Ю., Белевская Р.Г., Михайлова А.А. и соавт., 1995]. Однако у С57В1/6 происходило последующее увеличение и, вновь, снижение их количества. В группах же мышей линий BALB/c и CC57W содержание лимфоидных клеток после введения цито-статика было высоким. Вероятно, увеличение числа лимфоидных клеток на введение циклофосфана в изучаемой дозе была следствием стимулирующего влияния цитоста-тика, так как известно, что в дозах, меньших чем МПД этот препарат может стимулировать кроветворение [Logani M.K., Anga A., Szabo I. e.a., 2002; Makar V., Logani M., Szabo I., Ziskin M., 2003]. А в нашем случае, для мышей линии BALB/c и CC57W доза 250 мг/кг является меньшей чем МПД. Кроме того, вероятно, часть клеток мигрировала из костного мозга и тимуса в селезенку.

У всех изучаемых линий мышей, кроме линии DBA/2 наряду с изменениями в лимфоидном ростке наблюдалось увеличение количества эритроидных, миелоидных, ретикулярных клеток в селезенке. У мышей линии DBA/2 увеличению числа этих элементов предшествовало снижение их количества. Быстрое восстановление миело-идного и эритроидного пулов кроветворения, по-видимому, происходило в результате увеличения к 7 сут эксперимента числа КОЕс, что было продемонстрировано в опытах на мышах линии СВА М.А. Юмашевой и соавт. (1973; 1974), Е.Д. Гольдберга и соавт. (2000) и, возможно, миграции клеток из костного мозга.

Существуют экспериментально полученные сведения об иммуносупрессорном действии циклофосфана на формирование первичного гуморального иммунного ответа при введении его как до, так и после иммунизации тимусзависимым антигеном [Певницкий Л А., Соловьев В.В., Филитис Л.Н. и соавт., 1969; Казарян К А, Фонта-лин Л.Н., Певницкий Л.А. и соавт., 1971; Утешев Б.С., Бабичев ВА., 1974; Шанурин С.Ю., Белевская Р.Г., Михайлова АА. и соавт., 1995]. Эффект угнетения реакций иммунной системы после цитостатического воздействия опосредован токсическим влиянием циклофосфана как на активно делящиеся, так и на покоящиеся клетки [Певницкий Л А., Соловьев В.В., Филитис Л.Н. и соавт. 1969; Зайцева Л. А., Бодягина ДА., 1976; Gardner R.V., McKinnon Е., Astle СМ., 2001]: алкилирование ДНК в про-лиферирующих клетках сопровождается летальным эффектом, в покоящихся же клетках в результате репаративного синтеза ДНК возможно восстановление нативной структуры полимера. Последующее вступление такой клетки в S-фазу клеточного цикла уже не будет сопровождаться летальным эффектом, который наблюдается с пролиферирующими клетками [Van Putten L.M., Lelieveld P., 1970].

В наших экспериментах у мышей разных линий были выявлены различия в реагировании ИКК на введение циклофосфана в дозе 250 мг/кг. После введения цито-статика было зарегистрировано снижение ФАПМ у мышей линии СВА/Са Lac (кратковременно), у С57В1/6 (длительно). У мышей других линий ФАПМ либо не отличалась от показателей у интактных мышей, либо увеличивалась (BALB/c). Число Т-хелперов в селезенке мышей линии DBA/2 после введения циклофосфана снижалось, у мышей других линий либо не изменялось, либо увеличивалось (С57В1/6). Содержание В-лимфоцитов в селезенке мышей линий DBA/2 и С57В1/6 было снижено после введения циклофосфана. У других линий мышей этот показатель не изучался. После введения циклофосфана у мышей линий СВА/Са Lac, C57BI/6 и CC57W наблюдалось угнетение пролиферативной активности Т- и В-лимфоцитов в селезенке, у мышей линии DBA/2 только В-лимфоцитов, а у BALB/c эти показатели были в пределах фоновых значений. После введения циклофосфана у мышей линии СВА/Са Lac было отмечено снижение выработки ИЛ-2 и более позднее ИЛ-10 спленоцитами. У мышей

линии С57В1/6 не изменялся уровень продукции ИЛ-2 и увеличивался ИЛ-10. У других линий животных данный показатель не изучался. Кроме этого, косвенно было показано, что введение циклофосфана приводит к увеличению продукции ПГЕ2 у мышей линии СВА/Са Lac. В каждой из изученных линий наблюдалось увеличение числа С08+-лимфоцитов в селезенке, а у DBA/2 снижение на 11 сут исследования.

Результаты экспериментов показали различия в реагировании клеток иммунной системы, кроветворных и лимфоидных органов на введение циклофосфана, что, вероятно, зависит от дозы цитостатика, использованной в исследованиях. Так, для мышей линии СВА/Са Lac она (250 мг/кг) является МПД, для DBA/2 МПД= 271,9 мг/кг, для C57BI/6 МПД= 322,6 мг/кг, для BALB/c МПД= 309,8 мг/кг, для CC57W МПД= 318,1 мг/кг.

Так как кроветворные и лимфоидные органы у мышей линий СВА/Са Lac и DBA/2 оказались наиболее чувствительными к действию циклофосфана в изучаемой дозе, нам было интересно посмотреть их состояние в отдаленные сроки после введения цитостатика. Оказалось, что в обеих линиях сохранялась дезорганизация клеточного состава кроветворных и лимфоидных органов, но в разных аспектах. У мышей линии СВА/Са Lac в костном мозге наблюдалась стимуляция миелоидного ростка кроветворения. У мышей линии DBA/2 было отмечено уменьшение количества эрит-роидных, лимфоидных и миелоидных клеток на 44 и 51 сут со снижением количества лимфоцитов и нейтрофилов на периферии. В селезенке мышей обеих линий была выявлена стимуляция в отдаленные сроки после введения циклофосфана лимфоидного, миелоидного и эритроидного ростков кроветворения. В то же время, если в тимусе мышей линии СВА/Са Lac наблюдалось низкое содержание малых лимфоцитов (наряду с высоким больших и средних) и миелоидных клеток с последующим восстановлением до фонового уровня числа лимфоидных элементов, то у мышей линии DBA/2 сначала было отмечено высокое количество лимфоидных (всех степеней зрелости) и миелоидных клеток и последующее снижение их числа.

Причиной длительно сохранившейся дезорганизации морфологического состава кроветворных и лимфоидных органов по мнению ряда авторов [Запускалова О.Б., 1989; Новицкий В.В., Запускалова О.Б., Богдашин И.В., Гольдберг Е.Д., 1991] может быть постепенное ослабление активности Т-звена системы иммунитета вследствие глубокого нарушения морфологического состава вилочковой железы в отдаленные сроки после введения некоторых противоопухолевых препаратов, в том числе и цик-лофосфана. Кроме того, длительно сохраняющаяся неполноценность стромальных элементов [Гольдберг Е.Д., Дыгай А.М., Шерстобоев Е.Ю., 2000] и СКК костного мозга и тимуса в условиях действия цитостатика может приводить в отдаленные сроки к торможению миграции костномозговых ПТЛ в вилочковую железу и, в конечном итоге, приводить к истощению пролиферирующего пула тимоцитов и снижению числа поступающих в костный мозг зрелых Т-лимфоцитов. Это в свою очередь может привести к нарушению тимического контроля процессов пролиферации и дифферен-цировки гемопоэтических клеток [Ярилин А.А., 1985; Запускалова О.Б., 1989; Новицкий В.В., Запускалова О.Б., Богдашин И.В., Гольдберг Е.Д.» 1991; Ломакин М.С., Ар-цимович Н.Г., 1992]. Выявленные изменения в морфологическом составе клеток костного мозга могут быть также обусловлены длительно сохраняющейся нестабильностью генетического аппарата кроветворных клеток [Новицкий В.В., 1985; Гольдберг Е.Д., Новицкий В.В., Запускалова О.Б., Климова М.Ю., 1990; Хлусова М.Ю, 1990]. Показано, что и через 1 мес после введения циклофосфана в костном мозге мышей

линии СВА обнаруживаются клетки с онтогенетическими нарушениями структуры хромосом [Хлусова М.Ю., 1990].

В связи с тем, что выраженная гипоплазия кроветворения после однократного введения циклофосфана в МПД, по данным литературы, наблюдается с 1 по 4 сут опыта [Гольдберг Е.Д., Дыгай А.М., Жданов В.В., 1999], нам было интересно посмотреть, как отреагирует кроветворная система на дополнительный возмущающий фактор - иммунизацию тимусзависимым антигеном (эритроцитами барана) в этот критический период, а именно, на 4 сут. У мышей разных линий, иммунизированных в ранние сроки после введения циклофосфана, были выявлены различия в реагировании на данный тип воздействия кроветворных и лимфоидных органов. Так, у мышей линий СВА/Са Lac и DBA/2 происходило более раннее восстановление морфологического состава клеток в изучаемых органах относительно, значений у мышей, получивших только цитостатик. У мышей линии С57В1/6 происходило ускорение восстановления числа лимфоидных клеток, у BALB/c лимфоидных и эритроидных элементов, а у мышей линии CC57W было выявлено уменьшение их количества в костном мозге. Ускоренное относительно группы мышей, получивших только цитостатик, восстановление показателей костного мозга, вероятно, можно объяснить активирующим действием антигена, после попадания которого в организм, начинает вырабатываться стимулированными макрофагами ИЛ-1, что приводит к вступлению в S-фазу ранних гемопоэтических предшественников [Громыхина Н.Ю., 1982; Гайдуль К.В., 1986; Gallicchio V.S., Shedlofsky S.I., Swin A.T. е. а., 1989; Орловская И.А., Шкловская Е.В., Козлов ВА., 1996]. Кроме того, для обсуждения полученных результатов следует обратиться к данным W.R. Benjzrain e.a. (1989) где показано, что ИЛ-1 (вырабатываемый стимулированными антигеном макрофагами) способствует более быстрому восстановлению гранулоцитов в периферической крови и числа КОЕ-ГМ в костном мозге. При этом происходит снижение количества эритроидных предшественников, в результате чего, вероятно, в нашем эксперименте число миелоидных клеток костного мозга и гранулоцитов периферической крови было повышено, а эритроидных оставалось сниженным до 14 сут. Кроме этого, известно, что антигенстимулированные Т-лимфоциты могут вырабатывать КСФ, под влиянием которого дифференцировка КОЕ сдвигается в сторону гранулоцитопоэза, а образование эритроидных колоний тормозится [Манько В.М., 1981], что опять же объясняет полученные в нашем опыте данные. Вероятно, особую роль в регенерации гемопоэза в данном случае играет и активация выработки ИЛ-3 Т-клетками, стимулированными антигеном. Известно, что ИЛ-3 стимулирует пролиферацию и дифференцировку ПСКК, коммитированных прекурсоров гранулоцито-, моноцитопоэза, эозинофилов. Существует вероятность того, что снижение пула лимфоидных клеток (относительно значений у мышей, получивших только циклофосфан) у мышей линии CC57W связано с действием отмены пролифе-ративно-дифференцировочных процессов по принципу «обратной связи», так как иммунизация происходила во время активации этих процессов, стимулированных введением цитостатика.

В тимусе было выявлено снижение, относительно группы животных, получивших только цитостатик, числа лимфоидных клеток у мышей линий BALB/c (всех степеней зрелости), С57В1/6 (малых) и CC57W (дольше - малых лимфоидных элементов). Первоначальное уменьшение количества лимфоидных клеток в тимусе, вероятно, связано с эффектом обратной связи - когда на фоне пролиферативно-дифференцировочных процессов, вызванных введением циклофосфана (увеличено

количество лимфоидных клеток всех степеней зрелости), при попадании антигена в организм происходит дополнительная стимуляция этих клеток, что угнетает пролиферацию и дифференцировку. Возможно также, что лимфоидные клетки из тимуса мигрируют в костный мозг и периферические лимфоидные органы.

Тем не менее, содержание лимфоидных элементов в селезенке мышей линий CC57W, BALB/c и С57В1/6 было кратковременно снижено. По всей видимости, уменьшение числа лимфоидных клеток в селезенке мышей опытной группы, относительно показателей у иммунизированных либо получивших только цитостатик мышей, было связано с наложением пролиферативно-дифференцировочных процессов, активизированных как после введения циклофосфана, так и после введения антигена, что в результате привело к «включению» механизма «обратной связи». Возможно также, значительная стимуляция эритропоэза в селезенке мышей линии CC57W после введения антигена у мышей, получивших циклофосфан, стала причиной снижения количества лимфоидных клеток.

Вероятно, вследствие различий в реагировании ИКК разных линий мышей на введение циклофосфана, были выявлены различия в формировании гуморального иммунного ответа на введение ТЗА в ранние сроки после введения цитостатика. Было выявлено, что при сочетанном применении противоопухолевого препарата и антигена у мышей линии CBA/CaLac ФАПМ была увеличена, возможно, в результате активации макрофагов как тимусзависимым (ЭБ), так и тимуснезависимыми (бактериальные липополисахариды, пептидогликаны) или собственными антигенами с конформаци-онными изменениями в структуре [Козлов ВА., Громыхина Н.Ю., 1984; Фрейдлин И.С., 1984; Маянский А.Н., Маянский Д.Н., 1989]. Относительно мышей, получивших только цитостатик, ФАПМ у мышей, иммунизированных в ранние сроки после введения циклофосфана, была повышена на 4 и 14 сут опыта, а на 21 сут снижена. В селезенке мышей, иммунизированных в ранние сроки после введения циклофосфана, число СЭ4+- и С08+-лимфоцитов на 4 сут опыта было увеличено (р<0,01 и р<0,001относительно фона) и значимо не отличалось от показателей в группе мышей, получивших только цитостатик. При этом была выявлена активация продукции ИЛ-2 спленоцитами на 4 сут эксперимента относительно фона (р<0,001) и значения у мышей, получивших только цитостатик. На 7 сут наблюдалось снижение уровня выработки ИЛ-2 (р<0,05 относительно фона). Продукция ИЛ-10 стимулированными спленоцитами была активизирована относительно фона на 4 и 7 сут опыта (р<0,001 соответственно), относительно показателей у мышей, получивших только цитостатик на 4 сут (р<0,001). Содержание АОК в селезенке животных, иммунизированных после введения циклофосфана, было достоверно ниже, чем у только иммунизированных мышей с 4 по 21 сут. По всей видимости, формирование меньшего числа АОК в селезенке было связано, в том числе, и с прямым лимфоцитотоксическим действием цик-лофосфана. В наших экспериментах было выявлено опустошение костного мозга на 4 сут после введения цитостатика (срок на момент введения антигена), когда лимфоид-ные клетки практически не определялись в полях зрения при анализе миелограмм. На 8 сут (соответствующие 4 сут после введения антигена) было показано значительное снижение числа лимфоидных клеток в костном мозге и селезенке. В проведенные нами сроки исследования количества СЭ4+- и СЭ8+- лимфоцитов в селезенке не было выявлено снижения их числа, по всей видимости, к моменту исследования (8 сут после введения циклофосфана) их уровень уже начал восстанавливаться и даже компенсаторно превышал фоновые показатели, однако на 7 сут было зарегистрировано

уменьшение содержания CD4+- лимфоцитов. При этом на 4 сут после введения цик-лофосфана (к моменту иммунизации) было выявлено наряду со снижением ФАПМ и уменьшение продукции ИЛ-2 спленоцитами мышей, а как известно, данный цитокин является фактором роста Т- и В-лимфоцитов и дифференцировки последних в плазматические клетки [Croudry M.A., Ahmad S., Ahmad Z. e.a., 1999]. В результате нами было отмечено на 4 сут после введения циклофосфана снижение пролиферативной активности Т- и В- лимфоцитов в селезенке, что также является причиной формирования меньшего количества АОК в этом органе по сравнению с данными у иммунизированных мышей. При этом продукция ИЛ-10 спленоцитами на момент введения антигена (4 сут после введения циклофосфана) не была снижена, а на 4 сут после иммунизации повышена, что могло стать причиной активации выработки являющегося ингибитором иммунного ответа [Фрейдлин И.С., 1995; Croudry M.A., Ahmad S„ Ahmad Z.e.a., 1999].

Для выяснения участия ill tj в формировании АОК в селезенке у мышей линии СВА/Са Lac, получивших циклофосфан, были проведены эксперименты с использованием индометацина, ингибитора окисления арахидоновой кислоты по циклоксиге-назному пути, метаболитом которого является ПГЕ2 [Калинкович А.Г., Карсонова М.И., 1989; Суханова Г.А., Серебров В.Ю., 2000]. Образование последнего приводит к угнетению пролиферативной активности Т- и В-лимфоцитов и синтеза ИЛ-2, а также активизирует эритроидные клетки-супрессоры через наработку цГМФ, который в свою очередь ингибирует цАМФ, запускающего после введения антигена стимуляцию МНС, иммунный ответ на данный антиген и наработку антителопродуцентов, индукцию гена IUI-2R, стимулирующего синтез ИЛ-2, являющегося фактором роста В-лимфоцитов [Croudry МЛ., Ahmad S., Ahmad Z. e.a., 1999]. ПГЕг путем стимуляции наработки цГМФ внутри клеток приводит к снижению накопления АОК в селезенке, синтеза ИЛ-2, через угнетение транедукции антигенного сигнала на МНС и ген ИЛ-2R. В нашем случае индометацин вводили однократно в дозе 4,5 мг/кг за 2 ч до забоя мышей (доза и срок введения индометацина были выбраны, основываясь на данные литературы [Калинкович А.Г., Карсонова М.И., 1989]), получивших ТЗА в ранние сроки после введения циклофосфана. Забор материала производили на 4 сут после иммунизации. Было выявлено увеличение числа АОК в селезенке мышей, получивших циклофосфан, антиген и индометацин по сравнению с животными, которые получили только антиген и цитостатик. Полученные экспериментальные данные косвенно указывают на то, что введение циклофосфана стимулирует выработку ПГЕ2, который в свою очередь индуцирует подавление образования клеток-антителопродуцентов.

В наших опытах также было показано, что после введения циклофосфана наблюдалось значительное увеличение числа эритроидных элементов в селезенке. Как известно, эритроидные клетки оказывают иммуносупрессорное действие [Козлов В.А., 2002] посредством влияния на пролиферативную активность В- лимфоцитов через выработку ИФН-у [Инжелевская Т.В., 2001]. Кроме того, введение циклофосфана стало причиной активации гранулоцитарного ростка кроветворения, в результате в костном мозге и селезенке было выявлено повышение числа как незрелых, так и зрелых миелоидных клеток. Известно, что под влиянием эндогенного незрелые миелоидные клетки продуцируют NO, который оказывает супрессорное влияние на пролиферативную активность Т-лимфоцитов (в том числе и Т-хелперов) [Angulo I. e.a., 2000]. По всей видимости, следствие этого процесса выявлено и нами.

Изучение уровня специфических гемагглютининов в сыворотке крови мышей линии СБЛ/СаЬас показало, что максимальное содержание ^М-антител, наблюдаемое на 4 сут у иммунизированных мышей, у животных, получивших антиген в ранние сроки после введения циклофосфана, регистрируется только на 14 сут). Переключение на синтез ^О-антител у мышей, иммунизированных на 4 сут после воздействия циклофосфана, было зарегистрировано на 21 сут эксперимента, что запаздывало на неделю по сравнению с группой только иммунизированных животных.

Таким образом, в группе мышей линии СБЛ/СаЬас, иммунизированных в ранние сроки после введения циклофосфана, по сравнению с данными у иммунизированных мышей этой линии максимальный уровень АОК в селезенке был снижен, а синтез специфических антител запаздывал. Причинами угнетения иммунитета в данном случае являются в том числе подавление функциональной активности ИКК (макрофагов, Т-хелперов в селезенке, Т- и В-лимфоцитов в селезенке, АОК в селезенке), возможно, опосредованное стимулированным после введения циклофосфана увеличением числа незрелых миелоидных клеток в селезенке, способных приводить к снижению пролиферативной активности Т-лимфоцитов посредством выработки N0; возрастанием количества эритроидных клеток в селезенке, подавляющих пролифератив-ную активность В-лимфоцитов, стимулированных ЛПС, через выработку ИФН-у. В свою очередь, стимуляция эритропоэза может быть опосредована активацией после введения циклофосфана выработки ПГЕ2, через который также происходит угнетение продукции ИЛ-2 спленоцитами.

У мышей линий ЭБЛ/2 и БЛЬБ/с, иммунизированных на 4 сут после введения циклофосфана, происходило смещение на более поздние сроки максимума накопления АОК в селезенке относительно показателей у иммунизированных мышей. У мышей линии ЭБЛ/2 было отмечено запаздывание выработки специфических антител, а у мышей линии БЛЬБ/с было выявлено ускорение их синтеза. При этом у мышей линии ЭБЛ/2, иммунизированных на 4 сут после введения циклофосфана (опытная группа), было выявлено повышение ФАПМ на 4 сут эксперимента (р<0,01) с последующим снижением к 21 сут (р<0,001). Относительно группы только иммунизированных, либо получивших только цитостатик мышей, было отмечено на 7 и 21 сут снижение ФАПМ, а на 4 сут повышение по сравнению с данными у мышей, получивших циклофосфан. По всей видимости, дополнительное введение антигена стимулировало ФАПМ. В костном мозге не было выявлено с 4 по 14 сут исследования изменений в содержании Т-общих лимфоцитов, на 21 сут их число было снижено относительно фона (р<0,01). По сравнению с показателями у мышей, получивших только цитостатик, у животных, иммунизированных на 4 сут после введения циклофосфана, было выявлено увеличение на 4 и 14 сут опыта числа Т-общих лимфоцитов в костном мозге (р<0,01 и р<0,001 соответственно). По сравнению с данными у только иммунизированных мышей было зарегистрировано возрастание количества Т-общих лимфоцитов на 14 сут и снижение их содержания на 21 сут (р<0,01 и р<0,05 соответственно). Количество Т-хелперов на 4 и 7 сут исследования находилось в пределах фона, а на 14 и 21 сут превышало его значения (р<0,05 соответственно). По сравнению с данными у мышей, получивших только цитостатик, содержание Т-хелперов в костном мозге было увеличено на 4 и 14 сут (р<0,01), относительно показателей у иммунизированных мышей на 4 и 7 сут их число было снижено (р<0,05 и р<0,01 соответственно). Количество В-лимфоцитов в костном мозге было увеличено на 7 сут (р<0,05) и снижено на 21 сут относительно фона (р<0,01). По сравнению с данными у мышей,

получивших циклофосфан, уровень В-лимфоцитов в костном мозге не отличался, а по сравнению с показателями у иммунизированных животных был увеличен на 4 сут и снижен на 7 сут (р<0,05 и р<0,01 соответственно). В селезенке мышей, иммунизированных в ранние сроки после введения циклофосфана, было выявлено снижение количества Т-общих лимфоцитов с 4 по 21 сут с минимумом на 7 сут (р<0,001), уровень В-лимфоцитов был снижен на 7 и 14 сут (р<0,01 соответственно). По сравнению с данными у мышей, получивших циклофосфан, наблюдалось увеличение числа Т-общих лимфоцитов в селезенке на 4 и 14 сут эксперимента и снижение (в том числе и относительно показателей в группе иммунизированных животных) на 7 сут. В сравнении с содержанием В-лимфоцитов в селезенке у мышей, получивших циклофосфан, было выявлено увеличение их числа на 4 сут и снижение на 7 и 14 сут (р<0,001; р<0,001 и р<0,01 соответственно). По сравнению с данными у иммунизированных мышей количество В-лимфоцитов в селезенке у мышей, получивших антиген в ранние сроки после введения циклофосфана, возрастало на 4 сут исследования (р<0,05). Число СР4+- И С08+- лимфоцитов в селезенке мышей опытной группы на 4 сут эксперимента превышало показатели у интактных животных, у мышей, получивших только циклофосфан, либо только антиген. При изучении динамики количественного состава АОК в селезенке мышей, иммунизированных в ранние сроки после введения цитостатика (опытная группа), было выявлено смещение пика накопления АОК в селезенке, который приходился на 7 сут исследования (р<0,001 относительно фона) в отличие от показателя у только иммунизированных мышей (4 сут). При определении уровня специфических гемагтлютининов в сыворотке крови было обнаружено, что максимальное содержание IgM-антител наблюдалось у животных, получивших антиген в ранние сроки после введения циклофосфана, на 7 сут исследования, тогда как у иммунизированных мышей на 4 сут. Переключение на синтез IgG-антител у мышей опытной группы запаздывало (относительно «чистой» иммунизации) на 7 дней.

Анализируя полученные данные следует отметить, что циклофосфан, введенный в дозе 250 мг/кг мышам линии DBA/2, обладает значительным лимфоцитотокси-ческим действием, поэтому к моменту инъекции антигена (0 сут относительно иммунизации/ 4 сут относительно введения цитостатика) уровень Т- общих лимфоцитов в костном мозге и селезенке и В-лимфоцитов и С04+- клеток в селезенке мышей, получивших только противоопухолевый препарат, был значительно снижен. Кроме того, было показано снижение пролиферативной активности В-лимфоцитов в селезенке мышей, получивших циклофосфан. Следствием этого стало то, что к 4 сут после иммунизации в селезенке животных, получивших циклофосфан, не отмечалось повышения содержания АОК в отличие от мышей, только иммунизированных. Тем не менее, введение антигена на 4 сут после цитостатика, способствовало стимуляции пролифе-ративно-дифференцировочных процессов в сохранившихся лимфоидных клетках. Также, по всей видимости, был активизирован компенсаторный миграционный процесс лимфоидных клеток из костного мозга в селезенку. Косвенно это подтверждается отмеченным при анализе цитограмм увеличением числа лимфоидных клеток в селезенке и тимусе (на 4 сут), костном мозге (на 7 сут) относительно показателей у мышей, получивших только цитостатик. В результате на 4 сут эксперимента уровень Т-общих лимфоцитов и Т- хелперов в костном мозге и Т- общих и В-лимфоцитов, С04+- И СЬв+- лимфоцитов в селезенке животных, иммунизированных на 4 сут после введения циклофосфана, был выше, чем у мышей, получивших только циклофос-фан. Вероятно, вновь поступившие в селезенку лимфоидные клетки включались в гу-

моральный иммунный ответ, что активизировало процесс образования клеток-антителопродуцентов: максимальное накопление АОК в селезенке мышей, иммунизированных в ранние сроки после введения циклофосфана, приходилось на 7 сут эксперимента Соответственно, максимальный титр специфических IgM-антител в сыворотке крови мышей опытной группы был отмечен на 7 сут, а IgG-антител на 21 сут. У животных же, получивших только антиген, максимальное содержание IgM-антител наблюдалось на 4 сут, а IgG-антител на 14 сут. Причиной запаздывания выработки IgM- и IgG-антител могло стать индуцированное циклофосфаном снижение митоти-ческой активности и торможение синтеза ДНК в клетках [Булкина З.П., 1991].

Таким образом, у мышей линии DBA/2 в основе реагирования иммунной системы на ТЗА после введения циклофосфана лежит снижение числа ИКК и пролифе-ративной активности В-лимфоцитов.

У мышей линии BALB/c не было выявлено во все сроки исследования значительных изменений в количестве ИКК и их функциональной активности. В группе иммунизированных на 4 сут после введения циклофосфана мышей было выявлено менее выраженное повышение (относительно фона) ФАПМ, чем в группе иммунизированных либо получивших только цитостатик мышей. Максимальное содержание АОК в селезенке отмечалось на 14 сут исследования (р<0,001 относительно фона), тогда как у только иммунизированных животных на 4 и 14 сут. Возможно, запаздывание накопления АОК в селезенке мышей опытной группы связано с активацией механизма «обратной связи», включающегося после введения антигена у мышей, получивших до этого циклофосфан, что привело к снижению фагоцитарной активности макрофагов и пролиферативно-дифференцировочных процессов в лимфоидных клетках. У мышей, иммунизированных на 4 сут после введения циклофосфана, максимальное накопление IgM-антител в сыворотке крови было выявлено на 4 сут и было значительно выше, чем в группе иммунизированных мышей (р<0,01). Переключение на синтез IgG-антител отмечалось на 7 сут исследования, тогда как в группе сравнения на 4,14 сут.

У мышей линий С57В1/6 и CC57W, иммунизированных в ранние сроки после введения циклофосфана, было отмечено ускорение образования АОК в селезенке и синтеза специфических антител. У мышей линии С57В1/6, иммунизированных на 4 сут после введения циклофосфана (опытная группа), было выявлено уменьшение ФАПМ на 4 и 21 сут исследования относительно значений у мышей, получивших антиген. По сравнению с показателями у мышей, получивших только цитостатик, уровень ФАПМ был высоким во все сроки наблюдения кроме 21 сут (данные достоверно не отличались). По сравнению с данными иммунизированных мышей и животных, получивших только цитостатик, уровень Т-общих лимфоцитов в костном мозге мышей опытной группы был повышен на 4 сут и снижен на 7 сут (р<0,001 и р<0,01). Число Т-хелперов было снижено на 4 сут относительно иммунизированных (либо получивших циклофосфан) мышей (р<0,001). Относительно мышей, получивших антиген либо циклофосфан, уровень В-лимфоцитов в костном мозге на 4 сут опыта был увеличен, а на 7 сут (относительно показателей у иммунизированных животных) снижен. В селезенке у животных, иммунизированных после введения циклофосфана, количество Т-общих лимфоцитов было уменьшено относительно данных у иммунизированных мышей на 7 сут опыта (р<0,001). При этом было выявлено высокое содержание Т-хелперов на 4 и 7 сут по сравнению с данными у интактных, иммунизированных, либо получивших циклофосфан (4 сут) мышей. Относительно показателей

у иммунизированных мышей, уровень В-лимфоцитов в селезенке мышей опытной группы был увеличен на 7 сут эксперимента (р<0,001). По сравнению с данными у мышей, получивших только цитостатик, этот показатель был снижен на 4 сут и повышен на 7 сут опыта. При изучении субпопуляционного состава лимфоцитов селезенки с помощью моноклональных антител было зарегистрировано увеличение на 4 сут эксперимента числа СР4+- и С08+-клеток как относительно данных у интактных, так и у иммунизированных мышей. Была выявлена активация продукции ИЛ-2 стимулированными Кон А спленоцитами на 4 и 7 сут эксперимента (р<0,05 и р<0,01 соответственно). По сравнению с данными у мышей, получивших только цитостатик, уровень продукции ИЛ-2 спленоцитами мышей опытной группы был увеличен на 4 сут эксперимента. По сравнению с данными у мышей, получивших только циклофос-фан, продукция ИЛ-10 спленоцитами мышей опытной группы была снижена на 4 сут опыта (р<0,05). В группе животных, иммунизированных в ранние сроки после введения циклофосфана, максимальное количество АОК в селезенке было зарегистрировано на 4 сут эксперимента (р<0,01 относительно фона). В группе только иммунизированных мышей максимальное число АОК приходилось лишь на 7 сут опыта (р<0,05 относительно фона). В опытной группе был выявлен второй пик содержания АОК в селезенке на 14 сут (р<0,01 относительно фона). При определении уровня специфических гемагглютининов в сыворотке крови было выявлено максимальное содержание IgM-антител у иммунизированных мышей и животных, получивших антиген в ранние сроки после введения циклофосфана, на 4 суг. Переключение на синтез ^-антител у иммунизированных мышей было зарегистрировано на 14 сут, а у животных, получивших циклофосфан и антиген, на 7 сут исследования.

По всей видимости, у мышей линии С57В1/6, иммунизированных в ранние сроки после введения циклофосфана, активация иммунной системы была связана с сохранением количественного состава Т-хелперов в костном мозге и селезенке и активации продукции ИЛ-10 после введения циклофосфана, наряду со снижением количества Т-общих и В-лимфоцитов в селезенке и угнетением их функциональной активности.

У мышей линии иммунизированных на 4 сут после введения цикло-

фосфана, ФАПМ была высокой на протяжении всего эксперимента Максимальное повышение изучаемого показателя отмечено на 4 сут эксперимента относительно фона (р<0,001). Уровень АОК в селезенке был высоким на 4 сут опыта относительно показателей у только иммунизированных мышей (р<0,05). Пик содержания АОК был отмечен на 7 сут исследования (р<0,01 относительно фона). Максимальное содержание IgM-антител в сыворотке крови у мышей, иммунизированных в ранние сроки после введения циклофосфана, было зарегистрировано на 4 сут, как и у иммунизированных мышей. Переключение на синтез ^-антител в опытной группе было отмечено на 7 суг исследования, а у только иммунизированных мышей на 14 суг. Эксперименты позволили выявить, что у мышей линии CC57W после введения циклофосфана происходило снижение функциональной (пролиферативной) активности Т- и В-лимфоцитов в селезенке с сохранением количественного состава ИКК. Иммунизация в ранние сроки после введения цитостатика приводила к активации функциональной активности ИКК (макрофагов и антителообразующих клеток), наряду с увеличением числа антителопродуцентов, относительно показателей у только иммунизированных мышей.

У мышей линий CBA/CaLac и DBA/2, наиболее чувствительных к действию циклофосфана в дозе 250 мг/кг, было интересно исследовать реакцию кроветворных и лимфоидных органов на ТЗА в отдаленные сроки после введения цитостатика, У мышей линии СВА/Са Lac, иммунизированных на 30 сут после введения циклофосфана (опытная группа), было выявлено кратковременное снижение числа эритроидных и лимфоидных клеток относительно мышей, получивших только цитостатик. По сравнению с показателями у мышей, получивших антиген в ранние сроки после введения циклофосфана (группа сравнения), уже на 4 и 7 сут было выявлено повышенное содержание эритроидных и лимфоидных клеток и на 4 сут - зрелых миелоидных элементов. Причиной этому является изначально более высокий уровень содержания клеток в костном мозге на момент иммунизации в опытной группе, чем в группе сравнения. Стимуляция ростков кроветворения у мышей, иммунизированных на 30 сут после введения циклофосфана, также, по-видимому, связана с активацией антигеном Т-лимфоцитов, моноцитов и макрофагов, которые начинают вырабатывать факторы, стимулирующие процессы пролиферации и дифференцировки клеток-предшественников, в результате чего увеличивается содержание в костном мозге, а затем и на периферии морфологически зрелых кроветворных клеток. Однако относительно мышей, только иммунизированных, количество лимфоидных и эритроидных клеток в костном мозге мышей опытной группы было снижено практически на протяжении всего эксперимента. Используя данные литературы [Гольдберг Е.Д., Дыгай А.М., Шерстобоев Е.Ю., 2000] можно предположить, что в отдаленные сроки после введения циклофосфана дезорганизация морфологического состава клеток костного мозга связана с токсическим действием цитостатика на генетический аппарат клеток костного мозга, в том числе и клеток ГИМ. В результате этого длительно сохраняются неполноценные клетки с нарушением функциональной активности. Было выявлено, что прилипающие клетки костного мозга, полученные от животных после введения циклофосфана в МПД, и через 6 мес менее эффективно поддерживают рост колоний клеток нормального костного мозга [Шерстобоев Е.Ю., Сычева Е.В., 1996; Гольдберг Е.Д., Дыгай A.M., Шерстобоев Е.Ю., 2000]. Известно, что клетки ГИМ играют важную роль в процессах регенерации гемопоэза в условиях патологического процесса, развившегося в том числе и после введения противоопухолевых препаратов [Гольдберг Е.Д., Дыгай А.М., Жданов В.В., 1999].

У мышей линии DBA/2, иммунизированных на 30 сут после введения цикло-фосфана, была выявлена стимуляция миелоидного ростка в костном мозге. В данном случае большая стимуляция ростков кроветворения в опытной группе по сравнению с группой мышей, иммунизированных в ранние сроки после введения циклофосфана, по-видимому, связана с изначально высоким уровнем содержания морфологических форм клеток вследствие активации процессов репарации после применения цитоста-тика.

В тимусе у мышей линии СВА/Са Lac было выявлено кратковременное уменьшение количества малых лимфоидных элементов. Вероятно, отчасти это связано с миграцией лимфоцитов в костный мозг и в периферические лимфоидные органы. В то же время, на 4, 7 и 21 сут после антигенного воздействия в опытной группе отмечалось максимальное увеличение количества больших и средних лимфоцитов. По сравнению с мышами, иммунизированными на 4 сут после введения циклофосфана, в опытной группе выявлено уменьшение на 4, 7 сут содержания миелоидных клеток наряду с увеличением количества больших, средних и малых лимфоидных клеток на

4 и 7 сут с последующим снижением их числа на 21 суг. Последний феномен, очевидно, связан с реакцией клеток на антигенное воздействие. В результате активизация пролиферативно-дифференцировочных процессов в тимоцитах в начале эксперимента сменяется истощением резервных возможностей этих клеток и уменьшением их численности в конце опыта. Подобные изменения в клеточном составе тимуса могут привести к ослаблению тимического контроля за процессами регенерации гемопоэти-ческих клеток [Гольдберг Е. Д., Новицкий В. В., Фурсов С. Е., 1988; Новицкий В. В., Климова М. Ю., Запускалова О. Б., Богдашин И. В., Гольдберг Е. Д., 1990].

По сравнению с данными у иммунизированных мышей в тимусе животных линии DBA/2 опытной группы (иммунизированных в отдаленные сроки после введения цитостатика) было выявлено уменьшение числа лимфобластов, средних и малых лимфоидных элементов на 4 сут исследования с высоким их содержанием на 7 сут, наряду с миелоидными клетками. По сравнению с группой мышей, получивших цик-лофосфан, было отмечено повышение уровня лимфоидных элементов всех степеней зрелости, незрелых и зрелых миелоидных клеток на 4 и 7 сут с последующим снижением их числа на 14 сут в тимусе мышей опытной группы. В отличие от мышей, иммунизированных на 4 сут после введения циклофосфана, в тимусе животных опытной группы содержание лимфоидных клеток всех степеней зрелости, незрелых и зрелых нейтрофильных лейкоцитов было увеличено на 4, 7 и 14 (малых лимфоидных элементов) сут и уменьшено на 21 сут.

В группе мышей линии СВА/Са Lac, иммунизированных на 30 сут после однократного введения циклофосфана (опытная группа), было выявлено уменьшение количества средних лимфоидных клеток в селезенке, сохранившееся практически на протяжении всего периода исследования, по сравнению с группой иммунизированных мышей. При этом наблюдалось увеличение на 4, 7 сут числа эритроидных элементов. Относительно значений у мышей, получивших циклофосфан, было выявлено повышение числа эритроидных клеток на 4 сут в опытной группе. В сравнении с показателями у мышей, иммунизированных на 4 сут после введения циклофосфана, в селезенке животных опытной группы наблюдалось уменьшение количества больших и средних лимфоидных элементов и эритроидных клеток, и возрастание числа малых лимфоцитов, практически во все сроки исследования. По всей видимости, дополнительное антигенное воздействие на фоне регенераторно-восстановительных процессов, индуцированных после введения циклофосфана, приводит к срыву пролифера-тивно-дифференцировочных процессов вследствие истощения функциональной активности клеток-регуляторов либо стимуляции выработки супрессорных факторов этими клетками, по принципу «обратной связи».

У мышей линии DBA/2, иммунизированных на 30 сут после введения цикло-фосфана (опытная группа), наблюдалось увеличение числа незрелых и зрелых миело-идных элементов, эритроидных и ретикулярных клеток на 4 сут, лимфоидных на 7, со снижением числа эритроидных и ретикулярных на 21 сут клеток в селезенке относительно данных у мышей, получивших антиген. При сравнении с показателями у мышей, получивших только циклофосфан, выявлено более высокое содержание эритро-идных клеток на 4 сут, ретикулярных - на 7 и низкое количество зрелых миелоидных клеток на 7 сут в селезенке мышей опытной группы. По сравнению с группой мышей, иммунизированных на 4 сут после введения циклофосфана, в селезенке у животных опытной группы отмечено низкое число незрелых и зрелых миелоидных клеток во все сроки исследования и более высокое содержание лимфоидных клеток (на 4 и 14 сут),

эритроидных и ретикулярных (на 4 сут) с последующим уменьшением количества эритроидных элементов на 7 и 14 сут.

Полученные данные косвенно указывают на длительно сохранившиеся повреждения функциональной активности клеток кроветворных и лимфоидных органов у мышей линии СВА/Са Lac, получивших циклофосфан, проявившие себя при дополнительном воздействии (введение антигена), тогда как у DBA/2, вероятно, к моменту иммунизации произошло восстановление функций изучаемых клеток. Однако относительно показателей в группе мышей линии СВА/Са Lac, иммунизированных в ранние сроки после введения циклофосфана, уровень лимфоидных и эритроидных клеток в костном мозге, лимфоидных элементов в селезенке и тимусе был выше. Лишь содержание эритроидных клеток в селезенке было ниже, чем в группе сравнения. У мышей линии DBA/2, иммунизированных в отдаленные сроки, по сравнению с показателями у животных, получивших антиген в ранние сроки после введения цитоста-тика, было выявлено возрастание количества клеток в кроветворных и лимфоидных органах. Это было связано с тем, что к моменту иммунизации в ранние сроки после введения циклофосфана содержание клеток в исследуемых органах было снижено. В последствии развивались компенсаторные реакции, направленные на восстановление пула клеток, поврежденных противоопухолевым препаратом, и к моменту иммунизации в отдаленные сроки после введения цитостатика, количество их было выше, чем в ранниесроки.

Изучение формирования первичного гуморального иммунного ответа у мышей разных линий в отдаленные сроки после введения циклофосфана позволило выявить, что у мышей линий СВА/Са Lac и DBA/2 процесс накопления АОК в селезенке также как и в ранние сроки после введения цитостатика (группа сравнения) подавлен, относительно показателей у иммунизированных мышей, а в случае с DBA/2 еще более угнетен (чем в группе сравнения). При этом у мышей линии СВА/Са Lac синтез специфических IgM-антител активизировался, но переключение на синтез IgG-антител также как и в ранние сроки запаздывало. У мышей линии DBA/2 скорость синтеза и переключения осталась прежней, но уровень специфических антител был выше, чем в группе сравнения. При более подробном рассмотрении было выявлено, что у мышей линии CBA/CaLac, иммунизированных в отдаленные сроки после введения цикло-фосфана, на 7 и 14 сут эксперимента наблюдалось увеличение ФАПМ по сравнению с показателями у мышей, получивших один циклофосфан (р<0,001 и р<0,05 соответственно). Динамика содержания абсолютного количества АОК в селезенке животных, иммунизированных на 30 сут после введения циклофосфана, практически не отличалась от динамики у мышей, получивших только антиген, либо иммунизированных в ранние сроки после введения циклофосфана Однако уровень АОК был снижен по сравнению с данными у только иммунизированных животных с 4 (р<0,05) по 21 (р<0,05) сут, достоверно не отличался от значений у мышей, иммунизированных в ранние сроки после введения цитостатика, и превышал интактный уровень во все сроки наблюдения. По всей видимости, причиной низкого содержания АОК в селезенке мышей, иммунизированных в отдаленные сроки после введения циклофосфана, стала длительно сохранившаяся функциональная несостоятельность иммунокомпе-тентных клеток. Исследование в сыворотке крови мышей линии CBA/CaLac уровня специфических антител показало, что пик содержания IgM-гемагтлютининов у животных, стимулированных антигеном на 30 сут после введения циклофосфана, приходился на 4 сут эксперимента, но был значительно снижен по сравнению с только им-

мунизированными мышами (р<0,01). Максимальный титр IgG-антител был зарегистрирован у иммунизированных мышей на 14 сут, а у животных, получивших антиген в отдаленные сроки после введения циклофосфана, на 21 сут.

Подавление гуморального ответа циклофосфаном в отдаленные сроки эксперимента, возможно, связано с нарушением функциональной активности клеток, участвующих в его формировании. В эксперименте О.Б. Запускаловой (1989) было показано достоверное снижение уровня продукции ИЛ-2 клетками селезенки и через 1 мес после введения циклофосфана, что, вероятно, свидетельствует о снижении функциональной активности Т-хелперов 1 типа, которые способны продуцировать этот цито-кин, вызывая тем самым экспрессию рецептора для ИЛ-2 на Т-хелперах 2 типа и В-лимфоцитах и их пролиферацию [Кондратенко И.В., Ярилин А.А., Хахалин Л.Н., 1992]. В наших экспериментах было выявлено, что на момент иммунизации мышей линии СБЛ/СаЬае в отдаленные сроки после введения циклофосфана содержание эритроидных клеток в селезенке было увеличено. Известно, что стимуляция эритро-поэза осуществляется в том числе и выработкой макрофагами ПГЕг, который является также регулятором продукции ИЛ-1. Повышение его (ПГЕ2) уровня приводит к снижению продукции этого цитокина [Маркова Е.В., 1991] и, как следствие, уменьшению выработки ИЛ-2 Т-хелперами 1 типа и экспрессии ИЛ-2-рецепторов. В результате снижается возможность активации Т-хелперов 2 типа [Авдеев Г.И., Вядро М.М.. Карагидзе З.Г., 1985; Кондратенко И.В., Ярилин А.А., Хахалин Л.Н., 1992], которые, взаимодействуя с В-лимфоцитами, посредством лимфокинов (ИЛ-4, ИЛ-10) индуцировали бы пролиферативные процессы и в конечном итоге синтез специфических антител.

Угнетение функциональной активности АОК селезенки мышей линии СБЛ/СаЬае, иммунизированных в ранние, либо в отдаленные сроки после введения циклофосфана (опытные группы), по-видимому, связано со способностью цитостати-ка снижать митотическую активность и тормозить синтез ДНК, НК в клетках. Это приводит к увеличению средней продолжительности фаз 8 и G2 [Булкина З.П., 1991] и, как следствие, более позднему началу продукции IgG-антител. Низкий по сравнению с показателями у иммунизированных мышей уровень специфических антител в опытных группах является следствием образования меньшего количества АОК из клеток-предшественников и, возможно, уменьшения функциональной активности Т-лимфоцитов, способных вырабатывать факторы, потенцирующие созревание клеток с высокой скоростью секреции ^М, вызывающие переключение с синтеза ^М на IgG и повышающие скорость секреции последнего [Ройт А., 1991].

В отдаленные сроки после введения циклофосфана у мышей линии DBA/2 было выявлено снижение ФАПМ относительно фона на 30,44 и 51 сут эксперимента У мышей, иммунизированных на 30 сут после введения циклофосфана (опытная группа), ФАПМ была уменьшена на 14 и 21 сут эксперимента относительно фона (р<0,001) и практически не отличалась на протяжении всего исследования от данных у мышей, получивших только цитостатик. Относительно показателей в группе иммунизированных мышей, уровень ФАПМ был снижен во все сроки исследования. Максимальное содержание АОК в селезенке животных, иммунизированных в отдаленные сроки после введения цитостатика, было выявлено на 7 сут (р<0,001 относительно фона), тогда как у только иммунизированных мышей на 4 сут, но его уровень был ниже, чем у животных, иммунизированных в ранние сроки после введения цитоста-тика (р<0,001). При определении уровня специфических гемагглютининов в сыворот-

ке крови было обнаружено, что максимальное содержание IgM-антител наблюдалось у иммунизированных мышей на 4 сут, у животных, получивших антиген как на 4, так и на 30 сут после введения циклофосфана на 7 сут эксперимента. Переключение на синтез IgG-антител у мышей, получивших антиген, происходило к 14 сут, у животных обеих опытных групп запаздывало (относительно «чистой» иммунизации) на 7 дней. У мышей, иммунизированных на 30 сут после введения циклофосфана, на 21 сут уровень IgG-антител в сыворотке крови был выше, чем у животных первой опытной группы. Полученные данные свидетельствуют о снижении активности формирования клеток-антителопродуцентов в селезенке мышей, иммунизированных в отдаленные сроки после введения циклофосфана, относительно показателей у мышей, получивших антиген в ранние сроки после введения цитостатика. При этом функциональная активность АОК (синтез специфических антител) была повышена.

У мышей линии BALB/c, иммунизированных в отдаленные сроки после введения циклофосфана, процесс формирования первичного иммунного ответа (АОК в селезенке) не отличался от такового у иммунизированных мышей. В отдаленные сроки после введения циклофосфана наблюдалась активация ФАПМ на 34 сут (р<0,001 относительно фона) и в последующие дни исследования, но в меньшей степени, чем в ранние сроки. У животных, иммунизированных на 30 сут после введения циклофос-фана, показатели ФАПМ были высокими на протяжении всего исследования с пиком на 7 сут эксперимента (р<0,001 относительно фона). Максимальное количество АОК в селезенке иммунизированных в отдаленные сроки после введения циклофосфана мышей было отмечено на 4 сут эксперимента (р<0,001 относительно фона) и достоверно не отличалось от показателя у только иммунизированных животных.

Эксперименты по исследованию реакций кроветворных и лимфоидных органов и иммунной системы в отдаленные сроки после введения циклофосфана показали, что изменения, инициированные после введения цитостатика, длительно сохраняются и выявляются при дополнительном воздействии - введение антигена.

Таким образом, наши эксперименты позволили выявить, что особенности реагирования кроветворных и лимфоидных органов и иммуннокомпетентных клеток, как на тимусзависимый антиген, так и на циклофосфан зависят от индивидуальной чувствительности мышей разных линий к дозе этих агентов. Это в свою очередь является проявлением генетических различий у мышей исследованных линий.

В экспериментах, описанных выше, было показано, что у мышей линий СВА/Са Lac и DBA/2 после введения циклофосфана в дозе 250 мг/кг происходят изменения в кроветворных и лимфоидных органах и иммунной системе, характеризующиеся как иммуносулрессорное состояние. Введение экстракта шлемника байкальского (ЭШБ) мышам линии CBA/CaLac оказывало выраженное стимулирующее действие на процессы восстановления костномозгового кроветворения, подавленного циклофосфа-ном. Так, общее количество клеток костного мозга уже на 8 сут эксперимента достоверно превышало показатели у мышей, получивших только цитостатик, а на 18 и 25 сут отмечалась достоверная гиперплазия кроветворного органа относительно интакт-ных животных. Увеличение числа ядросодержащих элементов под действием ЭШБ было обусловлено стимуляцией практически всех ростков гемопоэза, но, в основном, возрастанием содержания эритроидных и лимфоидных элементов. Менее выраженная активность данного препарата была выявлена в отношении гранулоцитарного ростка кроветворения: абсолютное количество миелоидных клеток восстанавливалось до уровня интактных животных к 11 сут и достоверно превышало значения данных по-

казателей в группе животных, получивших цитостатик, на протяжении всего эксперимента.

Согласно данным литературы ЭШБ способен стимулировать регенерацию костномозгового кроветворения, подавленного циклофосфаном, за счет усиления процессов пролиферации и дифференцировки коммутированных клеток-предшественников гемопоэза типа КОЕ-Э и КОЕ-ГМ [Абрамова Е.В., 1992; Агафонов В.И., 1994; Гольдберг Е.Д., Дыгай А.М., Литвиненко В.И., 1994; Рыжаков В.М., 1998]. Кроме того, показано активирующее влияние исследуемого растительного экстракта на образование гемопоэтических островков и продукцию клеточными элементами ГИМ короткодистантных гуморальных регуляторов типа ЭПА и КСА и уровень данных активностей в периферической крови [Абрамова Е.В., 1992]. Вместе с тем, в наших исследованиях мы выявили возрастание содержания не только гранулоцитарных и эритроидных костномозговых клеток. Абсолютное количество лимфоидных элементов в костном мозге животных опытной группы превышало контрольные значения на протяжении всего эксперимента. В связи с вышеизложенным, мы предполагаем, что ЭШБ оказывает свое влияние не только на КОЕ, которые впоследствии дают начало формированию моноцитов, эритроцитов и гранулоцитов, а на еще менее дифференцированные клетки-предшественники, дающие рост ЛСК (лимфоидная стволовая клетка) [Галактионов В.Г., 1998].

В значительной мере менее выраженное повреждение кроветворения в результате сочетанного введения противоопухолевого препарата и ЭШБ относительно мышей, получивших один циклофосфан, может быть связано с прямым мембранопро-тективным действием исследуемого экстракта. Известно, что метаболиты циклофос-фана обладают способностью концентрироваться в клеточных, митохондриальных и микросомальных мембранах и, включаясь в свободнорадикальную фракцию, индуцировать перекисное окисление (ПОЛ) последних, продукты которого нарушают их структуру и функции, что в свою очередь приводит к нарушению всех клеточных процессов, протекающих с участием энергии [Олейник А.В., 1985]. В работе Р.Р. Сайфутдинова (1997) показано, что байкалин, являющийся основным действующим флавоноидом ЭШБ, обладает способностью препятствовать дезинтеграции мембранных структур и предотвращать нарушения активности митохондриального аппарата в связи с прямым мембранотропным действием. Этот эффект проявляется нормализацией степени сопряженности окислительного фосфорилирования. Превращение бай-калина обеспечивает поток атомов водорода от восстановленных пиридиннуклеоти-дов (НАДФН и НАДН) через токоферол и, возможно, убихинон на гашение свободных радикалов липидов. При этом байкалин служит донором водорода для фермента глутатион-пероксидазы.

Общее число ядросодержащих элементов лимфоидных органов мышей, получивших ЭШБ после введения циклофосфана, превышало значения животных, получивших только цитостатик, во все сроки исследования, преимущественно за счет увеличения количества лимфоидных клеток с 11 по 25 сут. По-видимому, это явилось следствием их миграции из костного мозга. Как известно, незрелые Т- и В-лимфоциты мигрируют из центрального кроветворного органа в лимфоидные для дальнейшей их дифференцировки [Ярилин А.А., 1985]. Подтверждением высказанного предположения может служить повышенное содержание бластов и митозов на 8, 11 и 18 сут в селезенке и на 18 и 25 сут в тимусе относительно фоновых значений. Помимо перемещения клеток из кроветворно^ органа гупиттт"*""?д з^'тггт" аб-

солютного числа эритроидных элементов в селезенке, возможно, связано с активацией процессов пролиферации и дифференцировки эритроидных прекурсоров под действием продуктов распада зрелых эритроцитов, вызванного введением циклофосфана. Кроме того, ЭШБ, вероятно, действуя на ЮГА почек через нейроэндокринный аппарат, способствует выработке эритропоэтина [Абрамова Е.В., 1994].

Исследование показателей костного мозга мышей, иммунизированных ЭБ после введения ЭШБ на фоне гипоплазии кроветворения, вызванной однократным применением циклофосфана в МПД, позволило установить, что общее количество мие-локариоцитов у животных, получивших препарат шлемника, в значительной мере превышало показатели в группе получившей только цитостатик и антиген (группа сравнения) во все сроки эксперимента за счет недифференцированных бластов, незрелых и зрелых нейтрофильных гранулоцитов, эозинофилов, эритроидных, лимфо-идных и плазматических клеток, а также митозов.

Под действием шлемника байкальского у иммунизированных после введения циклофосфана мышей было выявлено увеличение общего количества ядросодержа-щих элементов лимфоидных органов. Анализ сплено- и томограмм позволил установить, что увеличение общей клеточности селезенки под влиянием ЭШБ было обусловлено, в основном, стимуляцией эритроидного и лимфоидного ростков гемопоэза, а тимуса повышением содержания миелоидных клеток, что, вероятно, связано с миграцией их из костного мозга.

При изучении влияния ЭШБ на иммунную систему мышей, получивших цик-лофосфан, было выявлено следующее. Курсовое введение ЭШБ мышам, получившим антиген и циклофосфан, способствовало активации ФАПМ на 7 сут после иммунизации относительно иммунизированных мышей, вероятно, вследствие прямого действия исследуемого препарата на макрофаги [Агафонов В. И., 1994; Рыжаков В. М., 1998]. При изучении влияния ЭШБ на пролиферативную активность Т- и В- лимфоцитов в селезенке было выявлено, что курсовое введение изучаемого препарата мышам, получившим цитостатик, не приводило к изменениям на 4 сут эксперимента в активности Т- лимфоцитов и несколько стимулировало В-лимфоцитарную активность по сравнению с показателями у мышей, получивших только цитостатик. Введение животным ЭШБ на фоне сочетанного применения щггостатика и ЭБ привело к увеличению содержания АОК в селезенке на 7,14 и 21 сут относительно группы сравнения (мышей, получивших циклофосфан и антиген). Это, вероятно, связано со способностью ЭШБ «предупреждать» токсическое влияние циклофосфана на лимфоидные клетки за счет прямого мембранотропного эффекта [Сайфутдинов P.P., 1997], а также способностью ЭШБ стимулировать регенерацию костномозгового кроветворения, подавленного циклофосфаном, за счет усиления процессов пролиферации и дифферен-цировки коммитированных клеток-предшественников гемопоэза, а также (как показали наши исследования), стимулировать пролиферативную активность В- лимфоцитов в селезенке. По сравнению с показателями у иммунизированных мышей на 4 сут опыта в описываемой группе было выявлено низкое количество АОК в селезенке. Возможно, это связано с увеличением абсолютного числа эритроидных клеток в селезенке мышей, получивших ЭШБ. Известно, что эти клетки могут оказывать супрессор-ное влияние на ранние этапы индукции гуморального иммунного ответа через продукцию растворимых факторов [Козлов ВА., Журавкин И.Н., Цырлова И.Г., 1982; Козлов В.А., Цырлова И Г., Чеглякова В.В., 1984; 1986]. Введение животным ЭШБ на фоне развивающейся цитостатической иммуносупрессии и последующей иммуниза-

ции не оказывало выраженного стимулирующего влияния на продукцию IgM клетка-ми-антителопродуцентами и способствовало увеличению титра IgG на 4 и 21 сут эксперимента по сравнению с животными, получившими цитостатик и антиген.

Изучение взаимодействия кроветворной и иммунной систем у мышей, получивших курсовое введение ЭШБ и циклофосфан, с использованием корреляционного и факторного анализа позволило выявить следующее. Применение препарата природного происхождения привело к снижению "напряжения" системы, когда происходило вынужденное образование корреляционных связей между клетками изучаемых органов для мобилизации всех систем (кроветворных и лимфоидных органов) способных стабилизировать гомеостаз, нарушенный введением цитостатика. Возможно, это связано с предотвращением прямого цитотоксического влияния циклофосфана на мембраны клеток, так как в основе механизма его цитостатического действия важная роль отводится альтерации структуры митохондрий, приводящей к нарушению энергетики клетки, в частности, окислительного фосфорилирования и дыхания [Олейник А.В., 1985; 1986]. В то же время в работе P.P. Сайфутдинова (1997) показано, что байкалин, являющийся основным действующим флавоноидом ЭШБ, обладает способностью препятствовать дезинтеграции мембранных структур и предотвращать нарушения активности митохондриального аппарата в связи с прямым мсмбранотропным действием. Проведение факторного анализа позволило выделить основные факторы: клетки селезенки, средние лимфоциты тимуса и АОК. У мышей, получивших ЭШБ, циклофосфан и антиген, было выявлено образование связей между ИКК и их функциональной активностью и клетками костного мозга, тимуса и селезенки. Вероятно, вследствие дополнительной антигенной стимуляции, задействующей не только периферические, но и центральные кроветворные и лимфоидные органы и усложняющей взаимодействие между ними, были выявлены вновь образованные связи. Между лимфоид-ными клетками внутри тимуса положительные связи укрепились по сравнению с показателями у мышей, получивших цитостатик и антиген. Редукция данных позволила выделить в основные факторы клетки костного мозга, тимуса и селезенки, ФЛПМ.

Таким образом, применение экстракта шлемника байкальского способствовало более раннему восстановлению морфологического состава кроветворных (преимущественно за счет лимфоидного и эритроидного ростков кроветворения, и, позднее, миелоидного) и лимфоидных органов (лимфоидные и эритроидные элементы) у мышей линии СВА/Са Lac, получивших циклофосфан в дозе 250 мг/кг. По сравнению с мышами, получившими циклофосфан и антиген, у животных опытной группы также выявлена более значительная стимуляция кроветворения за счет лимфоидного, эрит-роидного, миелоидного ростков, в лимфоидных органах за счет эритроидных (селезенка), лимфоидных (селезенка, тимус) и миелоидных клеток (тимус). Курсовое введение ЭШБ повышало возможность иммунной системы отвечать на введение тимус-зависимого антигена более выражено, чем у мышей, получавших только цитостатик и антиген, за счет увеличения количества лимфоидных клеток в селезенке и активации В-клеточной пролиферации (в селезенке).

При изучении влияния пантовита на кроветворные и лимфоидные органы и иммунную систему у мышей, получивших циклофосфан, было выявлено, что введение препарата мышам линии СВА/Са Lac оказывало выраженное стимулирующее действие на процессы восстановления костномозгового кроветворения, подавленного цитостатиком. Так, общее количество клеток костного мозга уже на 8 сут эксперимента достоверно превышало описанное в группе мышей, получивших цитостатика.

Увеличение числа ядросодержащих элементов под действием изучаемого животного препарата было обусловлено стимуляцией практически всех ростков гемопоэза, но, в основном, возрастанием содержания эритроидных и лимфоидных и, в меньшей степени, миелоидных элементов.

О механизмах стимулирующего действия пантовита можно судить по многочисленным исследованиям, указывающим на эффективность применения препаратов из пантов оленя в условиях подавленного кроветворения. В частности показано, что в условии гипоплазии костного мозга, развивающейся после введения циклофосфана, пантогематоген стимулирует процессы костномозгового грануломоноцитопоэза и эритропоэза. В основе активирующего влияния препарата на процессы костномозгового кроветворения лежит увеличение продукции адгезирующими клеточными элементами гемопоэзиндуцирующего микроокружения короткодистантных гуморальных регуляторов (КСА и ЭПА), стимуляция образования гемопоэтических островков, процессов пролиферации коммитированных клеток-предшественников грануломоно-цитопоэза типа КОЕ-Э и КОЕ-ГМ [Гольдберг Е.Д., Дыгай А.М., Жданов В.В., 1999; Жданов В.В., Симанина Е.В., Поженько Н.С., 1999; Удут Е.В., Хричкова Т.Ю., Гольдберг В.Е., 1999; Гольдберг Е.Д., Дыгай А.М., В.В. Жданов, 2000; Гурьянцева Л. А., 2000; Дыгай А.М., Гольдберг Е.Д., Жданов В.В., 2000; Дыгай А.М., Жданов В.В., Поженько Н.С., 2000; Поженько Н.С., Хричкова Т.Ю., 2000]. По-видимому, пантовит, обладая схожим химическим составом, оказывает подобное действие.

Кроме того, интерпретируя полученные данные, не следует забывать о ноо-тропных свойствах пантовита. Было показано, что пантовит существенно увеличивает выживаемость и восстановление функций ЦНС после гипоксической травмы у мышей, одновременно предохраняя внутренние органы и системы от повреждающего действия невротических и стрессовых ситуаций [Першина О.В., Суслов Н.И., Прова-лова Н.В. и соавт., 2002]. Вполне вероятно, что в основе активации данным препаратом гемопоэза лежит модуляция тонуса ВНС. В свою очередь ВНС действует через гипоталамо-гипофизарный комплекс и через нервные волокна, иннервирующие различные органы гемопоэза (селезенка, костный мозг, тимус, лимфоузлы) [Гольдберг Е.Д., Дыгай А.М., Хлусов И.А., 1997; Крыжановский Г.Н., Магаева СВ., Макаров СВ., 1997]. При этом лимфоциты и макрофаги вступают в непосредственные контакты с нервными волокнами и, обладая соответствующим рецепторным аппаратом, воспринимают нервно-регуляторное влияние [Гордон Д.С, Сергеева В.Е., Зеленова И.Г., 1982; ^уоШу Э., 1990]. Подтверждением справедливости данного предположения могут служить результаты исследования В.М. Рыжакова (1998), в которых проведена комплексная оценка участия ВНС в регуляции гемопоэза у онкологических больных в условиях проведения полихимиотерапии. Автором доказано стимулирующее влияние ЭШБ, являющегося (также как и пантовит) ноотропным средством, на процессы восстановления костномозгового кроветворения за счет модуляции тонуса и реактивности ВНС

Выявленное нами увеличение общей клеточности лимфоидных органов у животных, получивших пантовит и циклофосфан, по сравнению с группой мышей, получивших только цитостатик, явилось следствием повышения содержания преимущественно миелоидных клеток всех форм зрелости и, в значительно меньшей степени, лимфоидных.

Введение пантовита линейным мышам, иммунизированным тимусзависимым антигеном на 4 сут после введения циклофосфана, приводило к увеличению общего

количества миелокариоцитов на 4, 7 и 14 сут после антигенной стимуляции относительно группы сравнения (животные, получившие ЭБ и противоопухолевый препарат). Повышение числа ядросо держащих клеток костного мозга на указанные выше сроки исследования было связано, преимущественно, с возрастанием содержания лимфоидных и эритроидных элементов.

Исследование показателей селезенки мышей, иммунизированных ЭБ после введения пантовита на фоне однократного применения циклофосфана в МПД, позволило установить, что общее количество ядросодержащих элементов у животных, получивших пантовит, достоверно превышало описанное в группе сравнения на 4 сут эксперимента. Увеличение общей клеточности селезенки под действием пантовита было обусловлено, в основном, стимуляцией эритроидного и лимфоидного ростков гемопоэза. На 14 и 21 сут после введения антигена общее число спленоцитов мышей, получивших пантовит, не отличалось достоверно от показателей животных группы сравнения. Вместе с тем, нами было зафиксировано увеличение содержания незрелых на 14 сут и зрелых форм нейтрофильных гранулоцитов на 14 и 21 сут. Исследование показателей тимуса мышей данной опытной группы позволило установить, что общее количество тимоцитов у животных, получивших изучаемый препарат, в значительной мере превышало описанное в контроле лишь на 14 сут эксперимента за счет возрастания абсолютного числа лимфобластов и средних лимфоцитов.

Изучение реакций иммунной системы показало, что ФАПМ у животных, получивших пантовит, циклофосфан и антиген, существенно превышала показатели у мышей, иммунизированных после введения цитостатика (группа сравнения), на 4 и 7 сут опыта. Применение пантовита не приводило к восстановлению до фонового уровня на 4 сут опыта пролиферативной активности Т-лимфоцитов, подавленной после введения цитостатика, и несколько повышало пролиферативную активность В-лимфоцитов в селезенке. Курсовое введение пантовита стимулировало способность антиген-специфических Т-лимфоцитов продуцировать провоспалительные цитокины при встрече с антигеном. Курсовое применение пантовита на фоне цитостатического воздействия и иммунизации тимусзависимым антигеном стало причиной увеличения содержания АОК в селезенке мышей относительно показателей в группе сравнения на 7 сут исследования. Вероятно, это стало следствием восстановления под действием исследуемого препарата общей клеточности иммунокомпетентных органов и количества лимфоидных клеток в частности, а также выявленного повышения пролифера-тивной активности В-лимфоцитов в селезенке и функциональной активности Т-лимфоцитов (выработка провоспалительных цитокинов). Применение пантовита в условиях введения цитостатика и тимусзависимого антигена приводило к повышению титра IgM на 7,14 и 21 сут и ^ на 4 и 21 сут после иммунизации относительно данных у мышей из группы сравнения.

Проведенный корреляционный анализ показателей у мышей, получивших пан-товит и циклофосфан, позволил выявить образование положительных корреляционных взаимосвязей между клетками внутри костного мозга, тимуса, селезенки, проли-феративной активностью Т- и В- лимфоцитов и образование отрицательных связей между клетками тимуса и селезенки. Произошел разрыв связей между клетками тимуса и селезенки, костного мозга и селезенки. В этой связи основными факторами были показаны клетки костного мозга, тимуса и селезенки. У мышей, получивших пантовит, циклофосфан и антиген, были образованы связи между АОК и клетками селезенки и тимуса. Были выявлены отрицательные связи между клетками тимуса и се-

лезенки, положительные внутри костного мозга, тимуса, селезенки. Факторный анализ позволил выделить основные показатели: зрелые миелоидные клетки, лимфоид-ные клетки тимуса, клетки селезенки.

Таким образом, курсовое введение пантовита мышам, получившим циклофос-фан, приводило к стимуляции костномозгового кроветворения преимущественно за счет эритроидного и лимфоидного ростков, возрастанию числа клеток в лимфоидных органах, в большей степени за счет миелоидных и, в меньшей, лимфоидных. Применение пантовита у мышей, получивших цитостатик и антиген, стимулировало лимфо-идный и эритроидный ростки в костном мозге и селезенке. В тимусе активация регенераторных процессов запускалась позже, чем в других исследованных органах. Введение пантовита мышам, получившим циклофосфан, приводило к большей стимуляции иммунной системы, чем у мышей, получивших только цитостатик и антиген: повышению ФАПМ, пролиферативной активности В- лимфоцитов в селезенке, выработке провоспалительных цитокинов, повышению уровня АОК в селезенке, уровня специфических антител (IgM) в сыворотке крови.

При использовании настойки эхинацеи пурпурной (НЭП) в качестве корректора иммунодефицитного состояния, вызванного введением циклофосфана мышам линии СВА/Са Lac (опытная группа), было выявлено снижение относительно фона ФАПМ во все сроки эксперимента (р<0,01 - р<0,01). Этот показатель находился в пределах значений у мышей, которым вводили только цитостатик. Несмотря на данные в литературе о способности препаратов на основе эхинацеи пурпурной оказывать стимулирующее влияние на фагоцитарную активность [Дубинская Г.М., Почерняева В.Ф., Островская Г.Ю., Бобырев В.Н., 1998; Дубинська Г.М., 1998], в нашем случае полученный результат может указывать на достаточно "жесткую11 модель иммуноде-фицитного состояния, вызванного введением высокой дозы циклофосфана. Введение настойки эхинацеи пурпурной мышам, иммунизированным на 4 сут после введения циклофосфана, приводило к снижению ФАПМ, сохранившемуся на протяжении всего срока наблюдения относительно фона. По сравнению с группой животных, иммунизированных после введения циклофосфана, происходило снижение ФАПМ на 7 сут эксперимента (р<0,01). По всей видимости, в данном случае полученные данные вновь стали следствием влияния циклофосфана, так как при использовании НЭП у мышей с последующей иммунизацией наблюдалась стимуляция ФАПМ на 7 сут опыта, а в случае сочетанного применения цитостатика и антигена подобного не происходило. Курсовое введение настойки эхинацеи пурпурной приводило к активации процесса образования клона антиген-специфических Т-лимфоцитов и не влияло на способность этих лимфоцитов продуцировать провоспалительные цитокины при встрече с антигеном. При изучении пролиферативной активности Т- и В-лимфоцитов селезенки было выявлено, что курсовое ведение настойки эхинацеи пурпурной мышам не изменяло угнетенную после введения циклофосфана пролиферативную активность Т-лимфоцитов, но приводило к некоторому повышению НС В-лимфоцитов, стимулированных ЛПС, относительно значений в группе мышей, которым вводили только циклофосфан. Относительно фона ИС В-лимфоцитов после курсового применения настойки эхинацеи пурпурной у мышей, получивших циклофосфан, достоверно не отличался. Возможно, способность НЭП оказывать антиоксидантное действие [Гайшенець А.В., Письмак 1.Г., 1998; Гайшенець А.В., Самородов В.М., 1998; Геруш О.В., Мещишен И.Ф., 1998] в большей степени "защитила" В-лимфоциты от прямого цитотоксического влияния циклофосфана, вследствие подавления выработки ПГЕ2-

Вероятно, следствием активации пролиферативной активности В-лимфоцитов в селезенке было выявлено повышение уровня АОК в селезенке до показателя у иммунизированных мышей в опытной группе на 4 сут эксперимента. Однако на 7 и 14 сут содержание АОК в селезенке опытной группы было в пределах значений у мышей, иммунизированных после введения циклофосфана, и снижено относительно иммунизированных животных. Уровень ^М-антител в сыворотке крови мышей опытной группы на 4, 7 и 14 сут был ниже, чем у иммунизированных и у мышей, получивших антиген и циклофосфан. Высокий уровень ^О-антител в сыворотке крови иммунизированных мышей отмечен на 4, 7 и 14 сут, а у животных, получивших циклофосфан и антиген, и в группе мышей, получивших настойку эхинацеи пурпурной и иммунизированных после введения циклофосфана, на 7 сут исследования.

Таким образом, курсовое введение настойки эхинацеи пурпурной не отменяло угнетения фагоцитарной активности перитонеальных макрофагов, пролиферативной активности Т-лимфоцитов в селезенке, но стимулировало пролиферативную активность В-лимфоцитов в селезенке у мышей, получивших циклофосфан. При дополнительном воздействии антигена на мышей, получивших циклофосфан и настойку эхи-нацеи пурпурной, в еще большей степени снижалась фагоцитарная активность пери-тонеальных макрофагов. Курсовое применение настойки эхинацеи пурпурной у мышей, иммунизированных после введения циклофосфана, приводило к увеличению числа АОК в селезенке до значений у иммунизированных мышей на 4 сут опыта, при этом титр ^М-антител в сыворотке крови опытной группы был снижен относительно группы иммунизированных после введения цитостатика животных и только иммунизированных мышей.

При использовании для коррекции иммунодепрессивного состояния, вызванного введением циклофосфана мышам линии ББЛ/2, экстрактом бадана толстолистого было выявлено, что его применение у мышей, получивших циклофосфан (опытная группа), приводило к снижению ФАПМ, сохранившейся низкой на протяжении всего периода наблюдения. После курсового применения экстракта бадана толстолистого у мышей, иммунизированных после введения циклофосфана, не происходило активации ФАПМ на 4 сут как в группе животных, иммунизированных после введения ци-тостатика. На 7 и 14 сут уровень ФАПМ достоверно не отличалась в этих группах сравнения. Курсовое введение экстракта бадана толстолистого приводило к активации процесса образования клона антиген-специфических Т-лимфоцитов и не влияло на их способность продуцировать провоспалительные цитокины при встрече с антигеном. Максимальное количество АОК в селезенке мышей опытной группы наблюдалось лишь на 14 сут эксперимента (р<0,001 относительно фона) однако уже на 7 сут этот показатель не отличался от данных в группе иммунизированных мышей. Титр специфических ^М- и ^О-антител не определялись на 4 и 7 сут эксперимента в сыворотке крови мышей опытной группы.

Исследования показали, что курсовое введение экстракта бадана толстолистного в большей степени подавляло функциональную активность перитонеальных макрофагов после введения циклофосфана, но активизировало процесс образования клона антиген-специфических Т-лимфоцитов. Курсовое применение экстракта бадана толстолистого у мышей, иммунизированных в ранние сроки после введения цикло-фосфана, по сравнению с животными, получившими антиген и цитостатик, не повышало функциональную активность перитонеальных макрофагов, задерживало накопление антителообразующих клеток в селезенке и замедляло скорость синтеза специ-

фических антител относительно иммунизированных мышей. По всей видимости, данная модель иммунодефицита оказалась достаточно "жесткой" для проявления имму-нокорригирующих свойств экстракта бадана толстолистного.

Коррекция иммунодепрессивного состояния, вызванного введением циклофос-фана мышам линии CBA/CaLac, настойкой пиона уклоняющегося (НПУ) показала, что в группе мышей, получивших курсовое введение экстракта пиона уклоняющегося и циклофосфан, на 4 сут ФАПМ была выше, чем в группе мышей, получивших только циклофосфан (р<0,001), и достоверно не отличалась от фона, а на 7 сут была на уровне показателей у мышей, которым вводили цитостатик. Возможно, эта реакция обусловлена влиянием пионола, являющегося действующим началом Paeonia sufrroticosa По данным литературы [Li F.C. е.а., 1994] его ведение приводит к активации неспецифической фагоцитарной функции. После курсового применения настойки пиона уклоняющегося у мышей, иммунизированных после введения циклофосфана, выявлено снижение ФАПМ на 7 сут опыта (р<0,05 относительно фона), что достоверно отличалось от данных в группе мышей, получивших циклофосфан и антиген (р<0,001). По всей видимости, сочетанное применение циклофосфана и антигена привело к срыву компенсаторных возможностей, проявленных при применении НПУ и только цитостатика, либо только антигена, когда ФАПМ возрастала Курсовое введение настойки пиона уклоняющегося не приводило к активации процесса образования клона антиген-специфических Т-лимфоцитов, но активизировало их способность продуцировать провоспалительные цитокины при встрече с антигеном. В литературе имеются данные об активации клеточного иммунитета после применения пиона [Li F.C. е.а, 1994]. Максимальное накопление АОК в селезенке иммунизированных мышей и животных, получивших антиген после введения циклофосфана, было отмечено на 4 сут исследования, но их уровень был достоверно снижен чем у только иммунизированных мышей (р<0,001). Применение настойки пиона у мышей, иммунизированных после введения циклофосфана, способствовало повышению уровня накопления АОК в селезенке относительно группы, получившей цитостатик и антиген, на 4 и 7 сут (р<0,01 и р<0,001, соответственно), но не достигало значений у иммунизированных мышей на 4 сут (р<0,001). Возможно, в данном случае полученный эффект связан с действием полисахаридов, входящих в состав пиона, и оказывающих стимулирующее действие на ретикулоэндотелиальные систему [Tomoda M., Matsumoto К., Shimizu N. е.а, 1993]. Максимальный титр IgM-антител в сыворотке крови у иммунизированных мышей был отмечен на 4 сут, в группе животных, иммунизированных после введения циклофосфана, на 7 сут. После курсового применения настойки пиона уклоняющегося у животных, иммунизированных после введения циклофосфана, динамика накопления титра IgM-антител в сыворотке крови была аналогична группе, получившей циклофосфан и антиген, но уровень был ниже на 4 и 7 сут исследования (р<0,05 и р<0,01, соответственно). Уровень IgG-антител в сыворотке крови иммунизированных мышей был высоким на 4 и 7 сут. У мышей, иммунизированных после введения циклофосфана, изучаемый показатель был снижен на 4 сут, относительно контрольной группы (р<0,01). В группе мышей, получивших курсовое введение настойки пиона уклоняющегося и иммунизированных после введения циклофосфана, титр IgG-антител в сыворотке крови на 7 сут был ниже, чем у мышей, получивших циклофосфан и антиген, либо только иммунизированных (р<0,05 соответственно).

Исследования показали, что курсовое введение настойки пиона уклоняющегося восстанавливало функциональную активность перитонеальных макрофагов после

введения циклофосфана, активизировало способность Т-лимфоцитов продуцировать провоспалительные цитокины при встрече с антигеном. Курсовое применение настойки пиона уклоняющегося у мышей, иммунизированных в ранние сроки после введения циклофосфана, относительно животных, получивших антиген и цитостатик, подавляло функциональную активность перитонеальных макрофагов, повышало число формирующихся антителообразующих клеток в селезенке и снижало уровень синтеза специфических антител этими клетками.

Изучение показателей иммунной системы после коррекции иммунодепрессив-ного состояния, вызванного введением циклофосфана мышам линии СБЛ/СаЬао, экстрактом лабазника вязолистного позволило выявить следующие особенности. В группе мышей, получивших курсовое введение экстракта лабазника вязолистного и цик-лофосфан, наблюдалось снижение на 8 сут (р<0,01) и повышение на 11 сут (р<0,001) ФАПМ относительно группы животных, получивших только цитостатик. Причем, на 11 сут ФАПМ в группе мышей, получивших курсовое введение экстракта лабазника вязолистного и циклофосфан, была выше фонового уровня (р<0,05). После курсового применения экстракта лабазника вязолистного у мышей, иммунизированных после введения циклофосфана, на 4 сут исследования ФАПМ достоверно не отличалась от показателя в группе животных, получивших циклофосфан и антиген. Введение экстракта лабазника вязолистного приводило к активации процесса образования клона антиген-специфических Т-лимфоцитов, но не активизировало их способность продуцировать провоспалительные цитокины при встрече с антигеном. При этом курсовое применение экстракта лабазника вязолистного у мышей, получивших циклофосфан, не приводило к восстановлению пролиферативной активности ни Т-, ни В- лимфоцитов селезенки, сниженной после введения цитостатика. Вероятно, вследствие этого было выявлено низкое число АОК на 4 сут (р<0,001, относительно контрольной группы и только иммунизированных мышей) у мышей, получивших курсовое введение экстракта лабазника вязолистного, циклофосфан и антиген. Однако было отмечено повышение их уровня на 7 сут опыта до значения в группе иммунизированных животных. Курсовое применение экстракта лабазника вязолистного у животных, иммунизированных после введения циклофосфана, приводило к увеличению на 4 сут титра ^М-антител в сыворотке крови, что превышало показатели в контрольной группе и у только иммунизированных животных (р<0,01, соответственно). Титр ^О-антител в сыворотке крови на 7 сут достоверно не отличался от показателей у иммунизированных мышей и у животных, получивших цитостатик и антиген.

Курсовое введение экстракта лабазника вязолистного подавляло, затем стимулировало функциональную активность перитонеальных макрофагов после введения циклофосфана, активизировало процесс образования клона антиген-специфических Т-лимфоцитов. При этом не происходило восстановления пролиферативной активности Т- и В-лимфоцитов, угнетенной после введения циклофосфана. Курсовое применение экстракта лабазника вязолистного у мышей, иммунизированных в ранние сроки после введения циклофосфана, относительно животных, получивших антиген и цито-статик, не восстанавливало функциональную активность перитонеальных макрофагов, замедляло процесс накопления антителообразующих клеток в селезенке, но активизировало синтез специфических ^М-антител этими клетками относительно иммунизированных мышей.

Применение курсового введения экстракта душицы обыкновенной у мышей, получивших циклофосфан, приводило к увеличению ФАПМ на 4 сут относительно

показателей у мышей, получивших только циклофосфан (р<0,01). На 7 сут было выявлено снижение ФАПМ до уровня значений в группе животных, получивших только цитостатик. После курсового применения экстракта душицы обыкновенной у мышей, иммунизированных после введения циклофосфана, ФАПМ на 4 и 7 сут исследования была снижена по сравнению с данными в группе мышей, получивших циклофосфан и антиген, на 7 сут. Курсовое введение экстракта душицы обыкновенной стимулировало процесс образования клона антиген-специфических Т-лимфоцитов и активизировало их способность продуцировать провоспалительные цитокины при встрече с антигеном. Возможно, в данном случае проявляются эффекты, вызванные действием эфирных масел, входящих в состав ЭДО, и обладающих противовоспалительными, антибиотическими свойствами [Казаринова Н.В., Ткаченко К.Г., Музыченко Л.М., Шургая А.М., 1999; Dorman H.J., Deans S.G., 2000]. После применения экстракта душицы обыкновенной у мышей, иммунизированных после введения циклофосфана (опытная группа), достоверных различий в количестве АОК в селезенке по сравнению с группой мышей, получивших антиген и циклофосфан, не выявлено. При изучении уровня специфических антител в сыворотке крови было выявлено, что после курсового применения экстракта душицы обыкновенной у мышей, иммунизированных после введения циклофосфана, уровень IgM-антител был максимальным на 4 сут и несколько превышал показатели у животных, получивших только циклофосфан и антиген. При этом наблюдалось низкое содержание IgG-антител в сыворотке крови мышей опытной группы на 4 и 7 сут, относительно группы животных, получивших антиген и цитостатик.

Исследования показали, что курсовое введение экстракта душицы обыкновенной стимулировало функциональную активность перитонеальных макрофагов после введения циклофосфана в ранние сроки наблюдения, активизировало процесс образования клона антиген-специфических Т-лимфоцитов и их способность продуцировать провоспалительные цитокины при встрече с антигеном. Курсовое применение экстракта душицы обыкновенной у мышей, иммунизированных в ранние сроки после введения циклофосфана, относительно животных, получивших антиген и цитостатик, снижало функциональную активность перитонеальных макрофагов до фонового уровня. При этом не происходило активации процесса накопления антителообразую-щих клеток в селезенке, повышался уровень синтеза специфических IgM-антител и снижался синтез IgG-антител этими клетками относительно мышей, получивших циклофосфан и антиген.

Проведенные исследования по коррекции иммунодепрессивного состояния, вызванного введением циклофосфана в дозе 250 мг/кг, препаратами природного происхождения позволили установить следующее. Наиболее эффективным корректором иммунодефицитного состояния, вызванного введением циклофосфана, был выявлен пантовит. Стимуляторами неспецифической резистентности (ФАПМ) были отмечены пантовит, настойка пиона уклоняющегося, экстракты лабазника вязолистного и душицы обыкновенной. Стимуляторами гуморального ответа по накоплению АОК в селезенке были выделены пантовит, настойки эхинацеи пурпурной и пиона уклоняющегося, экстракт шлемника байкальского; по выработке специфических антител панто-вит, экстракты лабазника вязолистного, душицы обыкновенной, шлемника байкальского. По всей видимости, эффекты и их выраженность, наблюдаемые после применения препаратов природного происхождения, зависят от их химического состава.

ВЫВОДЫ

1. В основе различий в реагировании кроветворной и иммунной систем у мышей линий СВА/Са Lac, C57B1/6, DBA/2, BALB/c и CC57W на введение тимусза-висимого антигена либо циклофосфана лежит разная чувствительность клеток этих систем к применяемым агентам.

2. У мышей, иммунизированных тимусзависимым антигеном, изменение клеточного состава костного мозга обусловлено: увеличением числа лимфоидных клеток у мышей линии СВА/Са Lac, возрастанием количества миелоидных и уменьшением содержания эритроидных элементов у мышей линий C57BI/6, CC57W и BALB/c и снижением числа лимфоидных, эритроидных и миелоидных клеток у мышей линии DBA/2. В селезенке всех исследованных линий преобладает стимуляция лимфоидного и эритроидного ростков кроветворения, а у CC57W и миелоидного. В тимусе увеличивается число лимфоидных клеток всех степеней зрелости (кроме малых лимфоцитов у мышей линии СВА/Са Lac).

3. У мышей линий СВА/Са Lac, C57B1/6, DBA/2, BALB/c и CC57W в ранние сроки после введения циклофосфана характерными изменениями в кроветворных органах являются угнетение лимфоидного (у CC57W активация) и эритроидного ростков кроветворения и стимуляция (у мышей линий СВА/Са Lac, C57B1/6 и CC57W) миелоидного. Введение циклофосфана мышам линий СВА/Са Lac и С57В1/6 приводит к уменьшению в селезенке лимфоидных и увеличению эритроидных и миелоидных клеток, у DBA/2 снижению числа лимфоидных и эритроидных клеток (кратковременно). У мышей линий BALB/c и CC57W после введения циклофосфана происходит стимуляция лимфоидного, эритроидного и миелоидного (кроме BALB/c) ростков в селезенке. Применение циклофосфана приводит к снижению числа лимфоидиых клеток в тимусе у мышей линий СВА/Са Lac, DBA/2 и кратковременно у CC57W, увеличению у мышей линии BALB/c, не изменяет у мышей линии С57В1/6. В отдаленные сроки после введения циклофосфана у мышей линий СВА/Са Lac и DBA/2 в костном мозге восстанавливается число лимфоидных и эритроидных клеток, но сохраняется дезорганизация клеточного состава лимфоидных органов.

4. У животных линий СВА/Са Lac, DBA/2, C57B1/6, BALB/c и CC57W, иммунизированных в ранние сроки после введения циклофосфана, изменения в изучаемых кроветворных и лимфоидных (у СВА/Са Lac и DBA/2) органах однонаправлены, но менее выражены, чем у мышей, получивших циклофосфан, вследствие ускорения после введения антигена восстановительных процессов. У мышей линий BALB/c и CC57W в селезенке снижается число лимфоидных, у C57BI/6 эритроидных клеток; в тимусе уменьшается содержание лимфоидных элементов, относительно мышей, получивших циклофосфан.

5. У мышей линий СВА/Са Lac и DBA/2, иммунизированных в отдаленные сроки после введения циклофосфана, изменения в кроветворных и лимфоидных органах, менее выражены, чем у животных, иммунизированных в ранние сроки, вследствие практически полного восстановления клеточного состава исследуемых органов к моменту введения антигена.

6. По реагированию на введение тимусзависимого антигена (накопление антителообразующих клеток в селезенке) высокоотвечающими являются мыши линий СВА/Са Lac и DBA/2, среднеотвечающими животные линии BALB/c и низкоот-вечающими С57В1/6 и CC57W. В основе отличий в реагировании иммунной системы

животных разных линий лежат различия в функциональной активности клеток, участвующих в формировании первичного гуморального иммунного ответа (макрофаги, Т-, В-лимфоциты, клетки-антителопродуценты).

7. Угнетение первичного гуморального иммунного ответа (снижение амплитуды накопления антителообразующих клеток в селезенке и смещение синтеза специфических антител) у мышей линий СВА/Са Lac, иммунизированных в ранние сроки после введения циклофосфана, обусловлено снижением числа лимфоидных клеток в костном мозге, селезенке и тимусе, угнетением пролиферативной активности Т- и В-лимфоцитов, снижением продукции ИЛ-2 после введения циклофосфана Подавление иммунного ответа (смещение пика накопления антителообразующих клеток в селезенке и синтеза специфических антител) у мышей линии DBA/2, иммунизированных в ранние сроки после введения циклофосфана, обусловлено уменьшением количества лимфоидных клеток в костном мозге, селезенке и тимусе, Т-хелперов и В-лимфоцитов в селезенке, угнетением функциональной активности В-лимфоцитов после воздействия циклофосфана.

8. Стимуляция гуморального иммунного ответа тимусзависимым антигеном у мышей линий BALB/c (синтеза специфических антител), С57В1/6 и CC57W (ускорения накопления антителообразующих клеток в селезенке и синтеза специфических антител), получивших циклофосфан, обусловлена сохранением фагоцитарной активности макрофагов (кроме С57В1/6), пролиферативной активности Т- и В-лимфоцитов (у BALB/c), числа лимфоидных клеток в тимусе, увеличением количества лимфоидных элементов и иммунокомпетентных клеток (Т-хелперы, антителопро-дуценты) в селезенке.

9. Угнетение первичного гуморального иммунного ответа у мышей линии СВА/Са Lac, иммунизированных в отдаленные сроки после введения циклофосфана, менее выражено, чем у мышей, получивших антиген в ранние сроки после введения цитостатика, что обусловлено восстановлением количественного состава и функциональной активности иммунокомпетентных клеток к моменту иммунизации. У животных линии DBA/2, получивших антиген в отдаленные сроки после введения противоопухолевого препарата, количество антителообразующих клеток в селезенке снижено, но при этом повышена их функциональная активность. Иммунный ответ у мышей линии BALB/c в отдаленные сроки после введения циклофосфана сохраняется на уровне такового у иммунизированных животных.

10. Введение мышам линии СВА/Са Lac, получившим циклофосфан, экстракта шлемника байкальского ускоряет процессы восстановления морфологического состава кроветворных (преимущественно за счет лимфоидного и эритроидного ростков кроветворения, и, позднее, миелоидного) и лимфоидных органов (лимфоидные и эритроидные элементы). После введения экстракта шлемника байкальского мышам, получившим циклофосфан и антиген, происходит значительная стимуляция лимфо-идного, эритроидного и миелоидного ростков кроветворения, в лимфоидных органах увеличивается число эритроидных (селезенка), лимфоидных (селезенка, тимус) и миелоидных клеток (тимус).

11. Введение мышам линии СВА/Са Lac, получившим циклофосфан, панто-вита приводит к ускорению процессов восстановления эритроидного и лимфоидного ростков гемопоэза, миелоидных и, в меньшей степени, лимфоидных клеток в селезенке и тимусе. Применение пантовита у мышей, получивших цитостатик и антиген, стимулирует восстановление лимфоидного и эритроидного ростков в костном мозге и

селезенке. В тимусе активация регенераторных процессов запускалась позже, чем в других исследованных органах.

12. Изменения в иммунной системе мышей линий СВА/Са Lac и DBA/2, иммунизированных в ранние сроки после введения циклофосфана, можно охарактеризовать как иммунодефицитное состояние. Коррекция иммунодепрессии у мышей линии СВА/Са Lac пантовитом, настойками эхинацеи пурпурной и пиона уклоняющегося и экстрактом шлемника байкальского обусловлена восстановлением количества анти-телообразующих клеток в селезенке до уровня у только иммунизированных животных. Применение пантовита, экстрактов лабазника вязолистного, душицы обыкновенной, шлемника байкальского характеризуется усилением синтетической активности клеток - антителопродуцентов. Введение пантовита, настойки пиона уклоняющегося, экстрактов лабазника вязолистного и душицы обыкновенной приводит к стимуляции неспецифической резистентности (фагоцитарной активности перитонеальных макрофагов). Наиболее эффективным корректором иммунодефицитного состояния у мышей линии СВА/Са Lac, вызванного введением циклофосфана, является пантовит.

Список работ, опубликованных по теме диссертации

1. К механизму повреждающего действия циклофосфана на иммунную систему/ Совместно с Г.М. Раггнер// Ш-й Съезд физиологов Сибири и Дальнего Востока: тезисы докладов; Новосибирск, 1997.-С. 141-142.

2. Влияние платидиама на первичный иммунный ответ// Актуальные проблемы фармакологии и поиска новых лекарственных препаратов.- Томск, 1997.- Т. 9.- С. 7778.

3. Особенности реакции иммунной системы на разных этапах цитостатической болезни/ Совместно с Г.М. Ратнер// Актуальные проблемы фармакологии и поиска новых лекарственных препаратов.- Томск, 1997.- Т. 9.- С. 78-79.

4. Иммунотоксичность платидиама на ранних и отдаленных этапах воздействия// Медико-биологические аспекты нейро-гуморальной регуляции (материалы юбилейной конференции, посвященной 35-летию ЦНИЛ).- Томск, 1997.- С. 306-307.

5. Реакции иммунной и кроветворной систем на антигенное раздражение при цито-статической болезни/ Совместно с Г.М. Ратнер// Бюлл. эксперим. биол. и мед.-

1998.-Т. 126, №11.. С. 576-578.

6. Влияние платинсодержащих цитостатических препаратов на иммунную и кроветворную системы/ Совместно с Г.М. Ратнер// Эксперим. и клинич. фармакол.-

1999.-Т. 62, №1.-С. 53-55.

7. Влияние цитостатических препаратов на иммунную систему// Актуальные проблемы фармакол. и поиска новых лекарственных препаратов (материалы конфер., посвященной 15-летию НИИ Ф).- Томск, 1999.- Т. 10.- С. 156-159.

8. Особенности формирования первичного иммунного ответа у мышей с цитостати-ческой болезнью/ Совместно с Г.М. Ратнер// Бюлл. эксперим. биол. и мед.- 2000.Т. 129, № 4.- С. 440-443.

9. Влияние тимусзависимого антигена на восстановление гемо- и лимфопоэза, нарушенных в результате воздействия противоопухолевых препаратов/ Совместно с Г.М. Ратнер//Бюлл. эксперим. биол. и мед.- 2000.- Т. 129, № 6.- С. 689-694.

Ю.Показатели гуморального иммунного ответа у мышей разных линий и пола/ Совместно с А.А. Чуриным// Проблемы эксперим. и клинич. фармакологии.- Томск: Изд. Том. Ун-та, 2000.- С. 23-24.

П.Реакции иммунной системы у мышей, перенесших иммобилизационный стресс/ Совместно с А.А. Чуриным// Проблемы эксперим. и клинич. фармакологии.-Томск: Изд. Том. Ун-та, 2000.- С. 52-54.

12.Новые препараты на основе продуктов пантового мараловодства/ Совместно с Н.И. Сусловым, EX. Скурихиным, Т.Г. Боровской и соавт// Материалы международной научной конференции "Поиск, разработка и внедрение новых лекарственных средств и организационных форм фармацевтической деятельности".- Томск, 2000.-С.188-189.

13.Адренергические механизмы влияния препаратов природного происхождения на систему крови в условиях иммобилизационного стресса/ Совместно с Н.И. Сусловым, Е.Г. Скурихиным, А.В. Похомовой и соавт// Материалы международной научной конференции "Поиск, разработка и внедрение новых лекарственных средств и организационных форм фармацевтической деятельности". - Томск, 2000,- С. 186187.

14.Реакции иммунной системы у мышей, перенесших иммобилизационный стресс/ Совместно с А.А. Чуриным// Фундаментальные науки и прогресс клинической медицины (мат. 2 Российской конференции молодых ученых России с международным участием.- Москва, 2001.- Т.1.- С. 200-201.

15.Отсроченные эффекты доксорубицина и винбластина на реактивность костного мозга в эксперименте / Совместно с Е.Ю. Шерстобоевым, А.А, Чуриным, О.С. Бор-сук// Бюлл. эксперим. биол. и мед.- 2001.- Т. 131, приложение № 1.- С. 13-17.

16.Влияние препаратов природного происхождения на лимфоидную ткань крыс при иммобилизационном стрессе/ Совместно с Чуриным А.А., Сусловым Н.И., Скури-хиным Е.Г., Проваловой Н.ВУ/ Фундаментальные науки и прогресс клинической медицины. Материалы II Российской конференции молодых ученых с международным участием, Москва, 2001.- Т.2.- С. 85 - 86.

17.Состояние иммунной системы у животных разных линий в условиях введения противоопухолевого препарата/ Совместно с А.А. Чуриным, О.С. Борсук// Материалы научной молодежной конференции СО РАМН «Фундаментальные и прикладные проблемы современной медицины».- Новосибирск, 2001.- С.24-25.

18.Особенности реакции иммунной и кроветворной систем мышей линий DBA/2 и СВА/Са Lac на иммобилизационный стресс/ Совместно с А.А. Чуриным, О.С. Бор-сук// Материалы научной молодежной конференции СО РАМН «Фундаментальные и прикладные проблемы современной медицины».- Новосибирск, 2001,- С.40-41.

19.Ранние изменения показателей иммунной и кроветворной систем у мышей линии CBA/CaLac после воздействия факторов различного генеза/ Совместно с О.С. Бор-сук, А.А. Чуриным, Д.Н. Талалай// Актуальные проблемы экспериментальной и клинической фармакологии. - Томск: Изд-во Том.ун-та.- 2001 г.- С.31-33.

20.Некоторые показатели иммунной и кроветворной систем у мышей линии С57В1/6 в разных моделях / Совместно с О.С. Борсук, А.А. Чуриным, Д.Н. Талалай// Актуальные проблемы экспериментальной и клинической фармакологии. - Томск: Изд-во Том.ун-та.- 2001 г.- С. 34-35.

21.Реакции иммунной и кроветворной систем животных разных генотипов в условиях иммунодефицитного состояния, вызванного введением противоопухолевого препа-

рата/ Совместно с А.А. Чуриным, О.С. Борсук// Актуальные проблемы эксперим. и клин, фармакологии.- Томск: Изд-во Том.ун-та.- 2001 г.- С. 98-101.

22.Влияние иммобилизационного стресса на некоторые показатели гуморального иммунного ответа у мышей различных линий/ Совместно с А.А. Чуриным, О.С. Бор-сук// Актуальные проблемы экспериментальной и клинической фармакологии.-Томск: Изд-во Том.ун-та.- 2001 г.- С. 174-176.

23.Реакции иммунной и кроветворной систем на стрессирующие воздействия разного генеза/Совместно с А.А. Чуриным, Е.Ю. Шерстобоевым, О.С. Борсук// Бюлл. эксперим. биол. и мед.- М.- 2001.-Приложение № 3.- С.60-63.

24.Некоторые механизмы восстановления иммунной системы экстрактом шлемника байкальского после воздействия цитотоксического препарата / Совместно с О.С. Борсук, А.А. Чуриным// Актуальные проблемы экспериментальной и клинической фармакологии.- Томск: Изд-во Том.ун-та.- 2002 г.- С. 40-42.

25.Реакции иммунокомпетентных клеток на введение алкилирующего соединения/ Совместно с А.А. Чуриным, О.С. Борсук// Актуальные проблемы эксперим. и клин, фармакологии.- Томск: Изд-во Том.ун-та.- 2002 г.- С. 96-98.

26.Гуморальный иммунный ответ у мышей линии CBA/CaLac при сдвигах в высшей нервной деятельности/ Совместно с А.А. Чуриным, О.С. Борсук// Актуальные проблемы экспериментальной и клинической фармакологии,- Томск: Изд-во Том.ун-та.-2002 г.-С. 165-168.

27.Влияние тимусзависимого антигена на ориентировочно-исследовательское поведение мышей линии DBA/2, C57B1/6, CBA/CaLac и Balb/c/ Совместно с А.А. Чуриным, О.С. Борсук// IV съезд физиологов Сибири с международным участием. Тезисы докладов 2-4 июля 2002 г.- Новосибирск, 2002,- С. 300.

28.Влияние иммобилизационного стресса на кроветворную и лимфоидную ткань мышей линии CBA/CaLac на фоне формирования первичного гуморального иммунного ответа/ Совместно с А.А. Чуриным, Е.Ю. Шерстобоевым, О.С. Борсук// Бюлл. эксперим. биол. и мед.-М.- 2002,-Приложение№3-С. 46-52.

29.Особенности реакций иммунной системы мышей разных линий/ Совместно с А.А. Чуриным, О.С. Борсук, Е.Ю. Шерстобоевым// Бюлл. эксперим. биол. и мед.- 2002.-№10.-С. 437-439.

30. Реакции иммунокомпетентных клеток мышей линии DBA/2 на введение циклофосфана// Совместно с А.А. Чуриным, О.С. Борсук// Компенсаторно-приспособительные процессы: фундаментальные и клинические аспекты (материалы Всероссийской конференции. 4-6 ноября 2002 года)/ Новосибирск, 2002.- С. 5960.

31.Некоторые механизмы регуляции гуморального ответа мышей СВА/Са Lac после иммобилизационного стресса на фоне иммунизации тимусзависимым антигеном// Совместно с А.А. Чуриным, О.С. Борсук// Компенсаторно-приспособительные процессы: фундаментальные и клинические аспекты (материалы Всероссийской конференции. 4-6 ноября 2002 года)/ Новосибирск, 2002.- С. 110-111.

32.Влияние пантовита на состояние иммунной системы после воздействия экспериментального стресса// Совместно с А.А. Чуриным, О.С. Борсук// Компенсаторно-приспособительные процессы: фундаментальные и клинические аспекты (материалы Всероссийской конференции. 4-6 ноября 2002 года)/ Новосибирск, 2002.- С. 248-249.

ЗЗ.Особенности реакций иммунной системы мышей разных линий/ Совместно с А.А. Чуриным, О.С. Борсук, Е.Ю. Шерстобоевым// Бюлл. эксперим. биол. и мед.- 2002.-№10.-С. 437-439.

34.Чувствительность иммунокомпетентных клеток мышей линий DBA/2 и С57В1/6 к циклофосфану// В соавт. А.А. Чуриным, О.С. Борсук, Е.Ю. Шерстобоевым/ Бюлл. эксперим. биол. и мед.- 2003.- Т. 135, № 4.- С. 427-431.

35.Реакции системы иммунитета разных линий инбредных мышей на иммобилизаци-онный стресс// В соавт. А.А. Чуриным, О.С. Борсук, Е.Ю. Шерстобоевым/ Бюлл. эксперим. биол.и мед.- 2003.- Т. 136, № 9.- С. 304-308.

36.Реакции иммунной системы мышей разных линий после экстремальных воздействий и их коррекция препаратами природного происхождения// В соавт. А.А. Чуриным, О.С. Борсук, Е.Ю. Шерстобоевым / Бюлл. эксперим. биол. и мед.- 2003.-Прил.№2.-С.35-39.

37,Чувствительность иммунной системы мышей разных линий на введение цикло-фосфана и возможность фармакологической коррекции иммунодефицитных состояний, вызванных применением цитостатического препарата/ Актуальные проблемы фармакологии (материалы конференции).- Томск, 2004.- С. 90-92. 38.Морфофункциональные особенности лимфоидных клеток у мышей разных линий/ • В соавт. с Е.Д. Гольдбергом, АА. Чуриным// Бюлл. эксперим. биол. и мед.- 2004.Т. 137, №6.-С. 703-705.

ПРИНЯТЫЕ СОКРАЩЕНИЯ

АГ- антиген

АОК - антителообразующие клетки

АПК- антиген-презентирующая клетка

БАВ - биологически активные вещества

ВИС - высшая нервная система

ГЗТ- гиперчувствительность замедленного типа

ГИМ - гемопоэзиндуцирующее микроокружение

ГМ-КСФ - гранулоцито-макрофагальный колониестимулирующий фактор

ДНК - дезоксирибонуклеиновая кислота

ИВ - индекс воспаления

ИВР - индекс воспалительной реакции

ИКК - иммуннокомпетентные клетки

ИЛ-1 (2,3,4,5,10) - интерлейкин-1 (2,3,4,5,10)

ИС - индекс стимуляции

ИФНу- интерферон гамма

КлОЕ-ГМ (Э) - кластеробразующая единица, формирующая в культуре ткани грану-лоцито-макрофагальные (эритроидные) кластеры

КОЕ-ГМ (Э) - колониеобразующая единица, формирующая в культуре ткани грану-

лоцито-макрофагальные (эритроидные) колонии

КОЕс • колониеобразующая единица селезенки

Кон А - конканавалин А

КСА- колониестимулирующая активность

КСФ - колониестимулирующий фактор

ЛПС - липополисахариды

М - ед. измерения, моль

мАТ - моноклоналыше антитела

мес - месяц

мг/кг - милиграмм / килограмм МПД - максимально переносимая доза МФ - макрофаг 2-МЭ - 2-меркаптоэтанол

НАДФ (Н) - никотинамидадениндинуклеотвдфосфаг восстановленный

НПУ - настойка пиона уклоняющегося

НЭП - настойка эхинацеи пурпурной

ПГЕг - простагландин Е2

ПОЛ - перекисное окисление липидов

ПСКК - полипотентная стволовая кроветворная клетка

РБТЛ - реакция бласттрансформации

РОК -розеткообразующие клетки

СКК - стволовая кроветворная клетка

сут-сутки

ТЗА - тимусзависимый антиген

ФАПМ - фагоцитарная активность перитонеальных макрофагов ФНО-а - фактор некроза опухоли ч - часы

ЭБ • эритроциты барана

ЭП - эритропозтин

ЭПА - эритропоэтическая активность

ЭШБ - экстракт шлемника байкальского

CD4+-T- хслперы

Т- цитотоксиче ские 1а- аг - антиген гистосовместимости II класса у мышей Ig - иммуноглобулин

FITC - Fluorescein 5-isothiocyanate (флуорисцирующая метка)

фазы клеточного цикла МНС - главный комплекс гистосовместимости N0 - оксид азота

ТЪу.1+, Thy. 1.2+ - клетки Т-фенотипа

ХТТ - феназин метасульфат (2,3-bis[2-Methoxy-4-nitro-5-sulfophenyI]-2H-tetrazolium-

5-carboxanilide inne salt)

р 19 5 5 Т

Тираж 100. Заказ 1038. Томский государственный университет систем управления и радиоэлектроники пр. Ленина, 40

Актуальность исследования. Несомненно, одним из важных вопросов в медицинской практике является учет индивидуальной чувствительности особей на однотипное воздействие. Применение знаний такого рода позволяет выбрать патогенетически обоснованную терапию с учетом индивидуальных особенностей, что, безусловно, способствует положительному эффекту и практически исключает возможность проявления побочного действия от лечения.

Иммунная и кроветворная система являются одними из основных индикаторов гомеостаза организма [Зильбер А.А., 1958; Вядро М.М., 1981; Окулов В.Б., Войтенков Б.О., 1990; Лаврова B.C., Чердынцева Н.В., Васильев Н.В. и соавт., 1992; Капля О.А., Шерстобоев Е.Ю., Зуева Е.П. и соавт., 2004; Ichiki Y., Та-kenoyama М., Mizukami М. е.а., 2004; Isenberg J.S., 2004]. Компенсаторно-приспособительные реакции при воздействии какого-либо типа раздражителя активно осуществляются, в том числе, кроветворной и лимфоидной тканями. Например, иммунные механизмы защиты срабатывают всегда, когда конкретный организм сталкивается с тем или иным чужеродным в антигенном отношении материалом - будь то бактерии, вирусы, мутационно измененные собственные клетки тела, тканевые или органные трансплантаты или простые химические соединения, которым приданы иммуногенные свойства [Быкова А.А., Юшкова Т.А., 1997; Селиванов Е.В., 1998; Булыгнн Г.В., Камзалакова Н.И., Андрейчнков А.В., 1999; Коненков В.И., 1999]. Для восстановления гомеостаза значительная роль отводится и кроветворной системе, компоненты которой способны осуществлять регуляторные функции [Гольдберг Е.Д., Дыгай A.M., Жданов В.В., 2000]. К тому же известно, что существует взаимное регуляторное влияние кроветворной и иммунной систем друг на друга [Гольдберг Е.Д., Дыгай A.M., Шерстобоев Е.Ю., 2001; Козлов В.А., 2002].

Удобным объектом для исследований особенностей в реагировании кроветворной и иммунной систем при однотипных воздействиях являются генетически отличающиеся линейные мыши. Отбор и инбридинг лабораторных животных позволили закрепить некоторые, относительно редко встречающиеся в популяции признаки и использовать инбредные линии мышей в качестве разных биологическнх моделей [Бландова З.К., Душкин В.А., Малашенко A.M., и соавт., 1983; Девой но Л.Б., Алпернна Е.Л., Подгорная Е.К. и соавт., 2000].

Одной из классических моделей, используемых для изучения реакций иммунной системы на антиген, является введение тимусзависимого антигена (например, эритроциты барана) лабораторным животным [Абрамов В.В., 1998]. Большинство природных антигенов является тимусзависнмыми. В полноценном развитии специфического иммунного ответа на такие антигены принимают обязательное участие Т-клетки [Галактионов В.Г., 1998; Hartmann С.В., McCoy K.L., 2004]. Существуют некоторые экспериментальные данные по реакциям иммунной и кроветворной систем животных на антиген [Бландова З.К., Душкин В.А., Малашенко A.M. и соавт., 1983; Брин Е.В., Утешев Б.С., 1995; Быкова А.А., Юшкова Т.А., 1997], однако они носят узконаправленный характер. До сих пор не осуществлена систематизация сравнительных данных об особенностях реакций иммунной и кроветворной систем животных с разным генотипом. При этом однотипный ответ на введение антигена может означать малое влияние генотипа, разнотипный - его существенную роль. В последнем случае крайние варианты укажут на возможный размах вариаций изучаемого признака в популяции.

Выявление различий в реакциях кроветворной и иммунной систем на один и тот же антиген у мышей разных линии позволит предположить наличие количественных и функциональных отличий клеток этих систем. Возможно, этот фактор является одним из важных в объяснении существования животных различных по генотипу, отличающихся высокой и низкой степенью предрасположенности к развитию определенных патологических состоянии, например, онкологических заболеваний [Бландова З.К., Душкина В.А., Малашенко A.M., 1983]. Кроме этого, вероятно предположить, что на фоне развивающегося патологического процесса часто сопровождающегося иммунодефицитным состоянием формирование иммунного ответа будет у разных линий также отличным друг от друга.

Иммунодефициты подразделяются на первичные и вторичные [Хаитов P.M., Пинегин Б.В., 1996; Хаитов P.M., Пннегин Б.В., 2000; Калинина Н.М., Кетлинский С.А., 2002; Нестерова И.В., 2002]. К первым относятся состояния проявления иммунной недостаточности как результат врожденных дефектов иммунной системы

Ковальчук Л. В., Пинегнн Б. В., 1999; Калинина Н.М., Кетлинский С.А., 2002]. Формирование же вторичных иммунодефицнтов происходит в результате воздействия повреждающих факторов на иммунную систему как в норме, так и при патологических состояниях, включая непосредственное поражение иммунокомпетентных клеток иммунотропными вирусами (ВИЧ, инфекционный мононуклеоз), токсическое или супрессорное действие продуктов жизнедеятельности микробов, эндогенных метаболитов, радиации, а также действие лекарственных агентов (в том числе и противоопухолевых препаратов), острый и хронический стрессы различной природы, злокачественные новообразования [Шнрннский B.C., 1997; Бережная Н. М., 1999; Нестерова И.В., 2002].

Было доказано, что иммунная система распознает чужеродные клетки, ткани или органы даже в том случае, если они отличаются всего по одному признаку (например, гену гистосовместимости) [Алексеев Л.П., 1999; Зарецкая Ю.М., 1999; Коненков В.И., 1999]. Организм млекопитающих и человека состоит из генотшшче-ски идентичных друг другу клеток. Каждая из них может быть подвергнута мутации, что приведет к изменению ее генотипа. Именно в этой ситуации приобретает особое значение осуществление иммунологического надзора - главной функции иммунной системы. Распознавание и уничтожение генетически чужеродных клеток является следствием данной функции. Так как раковые клетки генетически отличаются от нормальных, одна из важнейших целей иммунной системы - это элиминация раковых клеток.

Развитие опухолевого процесса инициирует развитие вторичного иммунодефицита, а применение противоопухолевых препаратов усугубляет это состояние, приводя к срыву функционирования как иммунной, ток и кроветворной систем. Существуют данные о побочных эффектах, связанных с действием противоопухолевых препаратов, регистрирующихся не только в ранние, но и в отдаленные сроки после его воздействия [Гольдберг Е.Д., Новицкий В.В., 1986; Козинец Г.И., Котельников В.М., Бергер И.И., 1986; Гольдберг В.Е., Дыгай A.M., Новицкий В В., 1992; Wakizaka Y., Yang Z.B., Hosokawa М. е.а., 1993; Гольдберг Е.Д., Дыгай A.M., Хлусов И.А., 1997; Гольдберг Е.Д., Дыгай A.M., Жданов В.В., 2000]. В результате иммунного дисбаланса, развившегося в процессе противоопухолевой терапии, возможно и (или) прогресснрование новообразования, и (или) возникновение новой опухоли, отличающейся по морфогенезу от первичной [Гершанович M.JI., 1982; Gale R.P., 1985; Киселев А.В., Гордина Г.А., Дурнов JI.A. и соавт., 1987; Hoffman M.S., Roberts W.S., Peter B.C. e.a., 1988].

Возможность развития иммунодефицнтного состояния в процессе лечения противоопухолевыми препаратами, делает актуальной для исследователей тему поиска корректоров побочных эффектов данного ряда лекарственных средств. В этой связи, несомненный интерес представляют препараты природного происхождения, не обладающие токсическими свойствами, характерными для синтетических лекарственных средств [Зуева Е.П., 1999,2004; Гольдберг Е.Д., Зуева Е.П., 2000; Поветь-ева Т.Н., 2002; Аксиненко С.Г., Горбачева А.В., Климентова ДА., 2004; Капля О.А., Шерстобоев Е.Ю., Зуева Е.П. и соавт., 2004].

Таким образом, предполагаемые различия в реагировании иммунной и кроветворной систем, вследствие индивидуальной чувствительности, у животных разных линий на введение чужеродного антигена после воздействия противоопухолевых препаратов, вызывают научный интерес в области расшифровки механизмов регуляции иммунного ответа, развивающегося в вышеописанных условиях. Кроме того, в случае индукции введением противоопухолевых препаратов вторичного иммунодефицнтного состояния требуется поиск методов коррекции побочных эффектов.

В связи с вышеизложенным целью настоящего исследования явилось изучение особенностей в реагировании иммунной и кроветворной систем на тимуезави-симый антиген у мышей с разным генотипом после введения противоопухолевого препарата (циклофосфана) и коррекция выявленных изменений препаратами природного происхождения.

Задачи исследования.

1. Изучить особенности реагирования кроветворной системы на тимуезавн-симый антиген у мышей разных линий.

2. Изучить различия в реакции кроветворной системы у мышей разных линий на введение циклофосфана.

3. Выявить различия в реагировании кроветворной системы на тимусзависи-мый антиген у мышеи разных линий в ранние и отдаленные сроки после введения циклофосфана.

4. Выявить общие закономерности н особенности формирования иммунного ответа, стимулированного тимуезавнеимым антигеном, у животных с разным генотипом.

5. Изучить особенности формирования иммунного ответа на тимусзависи-мый антиген у генотипически различных животных в ранние и отдаленные сроки после введения противоопухолевого препарата.

6. Исследовать возможность коррекции изменений, вызванных введением циклофосфана, у мышеи линии СВА/Са Lac и DBA/2 с помощью препаратов природного происхождения.

7. Выбрать наиболее эффективный препарат природного происхождения для коррекции нммунодефицитного состояния, вызванного введением циклофосфана мышам линии СВА/Са Lac.

Положения, выносимые на защиту.

1. Существуют различия в реагировании клеток кроветворных органов и иммунной системы у мышей линий СВА/Са Lac, С57В1/6, DBA/2, BALB/c и CC57W на введение тимусзависимого антигена, циклофосфана.

2. Введение антигена мышам линии СВА/Са Lac приводит к стимуляции в костном мозге лимфондного, у С57В1/6, BALB/c и CC57W мнелоидного ростка кроветворения. У мышей линии DBA/2 происходит угнетение гемопоэза, у мышей линий С57В1/6 и CC57W эритроидного, у С57В116 и BALB/c лимфондного (кратковременно) ростка кроветворения. Иммунизация тимусзависнмым антигеном мышей линии СВА/Са Lac, DBA/2, С57В1/6, BALB/c и CC57W приводит к стимуляции лимфондного ростка кроветворения в селезенке и тимусе и эритроидного в селезенке.

3. Угнетение лимфондного и эритроидного ростков кроветворения в костном мозге после введения циклофосфана наблюдается у мышей всех изученных линий, кроме лимфондного у CC57W (увеличение их числа); стимуляция мнелоидного ростка отмечена у мышеи линий СВЛ/Са Lac, С57В1/6 н CC57W, подавление у мышей линий DBA/2 и BALB/c, В селезенке у мышей линий СВА/Са Lac, С57В1/6 и DBA/2 (кратковременно) после введения циклофосфана наблюдается снижение содержания лимфондных элементов, а у BALB/c и CC57W - увеличение, наряду со стимуляцией мнелоидного и эритроидного ростка у мышей всех исследуемых линий, кроме DBA/2. В тимусе снижение числа лимфондных клеток наблюдается у мышей линий СВА/Са Lac, DBA/2 и у CC57W (кратковременно), у мышей линии С57В1/6 их количество значительно не меняется, а у мышей линии BALB/c увеличивается. В отдаленные сроки после введения циклофосфана у мышей линии СВА/Са Lac и DBA/2 происходит восстановление показателей, но в дальнейшем наблюдаются признаки дезорганизации морфологического состава в костном мозге, гиперплазия селезеночного кроветворения и увеличение с последующим снижением числа лимфондных элементов в тимусе у мышей линии DBA/2.

4. После введения тнмусзависнмого антигена у мышей линий СВА/Са Lac и DBA/2, получивших цнклофосфан, происходит более раннее восстановление морфологического состава клеток в кроветворных и лимфондных органах, у мышей линии С57В1/6 и BALB/c - в костном мозге, относительно значений у мышей, получивших только цитостатик. У мышей линии CC57W происходит уменьшение количества лимфондных и эрнтроидных клеток в костном мозге, у CC57W, BALB/c и С57В1/6 содержания лимфондных элементов в селезенке и тимусе. Иммунизация мышей линии СВЛ/Са Lac и DBA/2 в отдаленные сроки после введения циклофосфана приводит к дезорганизации морфологического состава кроветворных и лимфондных органов, при этом содержание клеток в них выше, чем у мышеи, иммунизированных в ранние сроки после введения цнтостатика.

5. По ответу на тимусзависимый антиген мыши делятся на высокоотве-чающнх (СВА/Са Lac и DBA/2), среднеотвечающих (BALB/c) и ннзкоотвечающих (С57В1/6 и CC57W). У мышей линий СВА/Са Lac и DBA/2, получивших цнклофосфан, происходит угнетение формирования первичного гуморального иммунного ответа на тимусзависимый антиген, а у мышей линий С57В1/6, BALB/c и CC57W активация. У мышей линии СВА/Са Lac, иммунизированных в отдаленные сроки после введения циклофосфана, наблюдается угнетение первичного гуморального иммунного ответа (накопление антнтелообразующих клеток и синтез ими специфических иммуноглобулинов), у BALB/c (содержание клеток-антителопродуцентов) и DBA/2 (синтетическая способность антнтелообразующих клеток) соответствует таковому у только иммунизированных мышей.

6. Цнклофосфан приводит к изменениям в кроветворной и иммунной системе мышей линий СВА/Са Lac, DBA/2 характерным для иммунодефицитного состояния. Применение экстракта шлемника байкальского либо пантовита у мышей линии СВА/Са Lac, получивших цнклофосфан, приводит к ускорению регенераторных процессов в исследуемых органах за счет активации практически всех ростков кроветворения (помимо лимфоидного в тимусе и селезенке у мышей, получивших пантовит). Применение в качестве корректоров иммуноденрессни у мышей линии СВА/Са Lac пантовита, настоек эхинацеи пурпурной и пиона уклоняющегося, экстрактов шлемника байкальского, лабазника вязолистного и душицы обыкновенной позволило выявить, что наиболее эффективным является пантовит.

Научная новизна. Впервые проведено подробное изучение реакций кроветворной системы на тимуезавнеимый антиген у мышей разных линий (СВА/Са Lac, DBA/2, С57В1/6, BALB/c, CC57W). Выявлены различия в реагировании костномозгового кроветворения. Показано, что у мышей линии СВА/Са Lac наблюдалась стимуляция, а у мышей линии DBA/2 подавление практически всех ростков кроветворения. У мышей линий С57В1/6, BALB/c и CC57W уменьшалось количество лимфоидных и эритрондных клеток н увеличивалось содержание миелоидных. В селезенке и тимусе у мышей всех изученных линий наблюдается однотипная реакция стимуляции лимфоидного и в селезенке - эритроидного ростка гемопоэза.

В работе показано существование различий в чувствительности клеток кроветворных и, в большей степени, лимфоидных органов у мышеи линий СВА/Са Lac, DBA/2, С57В1/6, BALB/c и CC57W на введение циклофосфана в дозе 250 мг/кг. У мышей всех изучаемых линий наблюдалось снижение числа лимфоидных (у CC57W кратковременно), эритрондных, а у DBA/2 и BALB/c и миелоидных клеток в костном мозге, наряду с увеличением количества миелоидных (у СВА/Са Lac, С57В1/6 и CC57W) элементов. Введение циклофосфана приводило к снижению содержания лимфоидных элементов в селезенке у мышей линий СВА/Са Lac, C57BI/6 н DBA/2 (кратковременно), к нх увеличению у BALB/c и CC57W и возрастанию количества миелоидных и эритроидных элементов у мышеи всех исследуемых линий, кроме DBA/2. Применение циклофосфана приводило к снижению числа лим-фоидных клеток в тимусе у мышей линии СВА/Са Lac, DBA/2 и у CC57W (кратковременно), у мышей линии С57В1/6 их количество было в пределах ннтактных значений, а у мышей линии BALB/c увеличено.

Впервые изучены реакции кроветворных и лнмфоидных органов в отдаленные сроки после введения циклофосфана у мышей линии DBA/2 и СВА/Са Lac. Показано, что у мышей указанных линий происходило восстановление к концу первого месяца исследования количества лнмфоидных и эритроидных клеток в костном мозге, увеличение числа миелоидных элементов (у мышей линии СВА/Са Lac). В последующем наблюдалось уменьшение содержания лнмфоидных, эритроидных и миелоидных клеток у мышей линии DBA/2. В отдаленные сроки после введения циклофосфана наблюдалась гиперплазия селезеночного кроветворения и увеличение числа лнмфоидных элементов в тимусе с последующим снижением у мышей линии DBA/2.

Впервые были проведены исследования по изучению реакций кроветворных и лнмфоидных органов у мышей, иммунизированных в ранние сроки после введения циклофосфана. Показано, что иммунизация тимусзависимым антигеном мышей линий СВА/Са Lac и DBA/2, получивших циклофосфан, приводила к ускоренному восстановлению количественного и качественного состава клеток во всех изучаемых органах, у мышей линии С57В1/6 и BALB/c - в костном мозге, относительно значений у мышей, получивших только цитостатнк. У мышей линии CC57VV происходило уменьшение количества лнмфоидных и эритроидных клеток в костном мозге, а у BALB/c, С57В1/6 и CC57W содержания лнмфоидных элементов в селезенке и тимусе.

При исследовании кроветворных и лнмфоидных органов мышей линий СВА/Са Lac и DBA/2, иммунизированных в отдаленные срокн после введения циклофосфана, было показано, что содержание лнмфоидных и эритроидных клеток в костном мозге, лнмфоидных элементов в селезенке н тимусе выше, чем у мышей этих линий, иммунизированных в ранние сроки после введения цнтостатика.

Проведенные эксперименты позволили выделить высокоотвечающие (СВА/Са Lac и DBA/2), среднеотвечающие (BALB/c) и низкоотвечающне (С57В1/6 и CC57W) линии мышей по ответу на тимусзависимый антиген.

Введение циклофосфана мышам линий СВА/Са Lac и DBA/2, приводит к угнетению первичного гуморального иммунного ответа на тимусзависимый антиген, вследствие подавления функциональной активности иммунокомпетентных клеток и уменьшения их количественного состава.

Впервые показано, что у мышей линий С57В1/6, BALB/c и CC57W, получивших цнклофосфан, происходит активация первичного гуморального иммунного ответа, что обусловлено сохранением числа и функциональной активности иммунокомпетентных клеток.

В отдаленные сроки после введения циклофосфана мышам линии СВА/Са Lac, происходит угнетение первичного гуморального иммунного ответа, стимулированного тимусзависимым антигеном. У мышей линии DBA/2 восстанавливается синтетическая способность клеток-антителопродуцентов. Динамика первичного гуморального иммунного ответа у мышей линии BALB/c, получивших цитостатик, соответствует таковой у только иммунизированных мышей.

Изменения в кроветворной и иммунной системе мышей линий СВА/Са Lac и DBA/2, получивших циклофосфан в дозе 250 мг/кг, можно охарактеризовать как нммунодефицнтное состояние.

Показано, что применение экстракта шлемника байкальского либо пантовнта у мышей линии СВА/Са Lac, получивших циклофосфан, приводит к ускорению регенераторных процессов в исследуемых органах за счет активации практически всех ростков кроветворения (кроме лимфондного в тимусе и селезенке у мышей, получивших пантовит).

Впервые изучены механизмы коррекции нммунодепрессии у мышей линии СВА/Са Lac препаратами природного происхождения. Показано, что применение пантовнта, настоек эхинацеи пурпурной и пиона уклоняющегося и экстракта шлемника байкальского приводит к восстановлению динамики образования антителооб-разующих клеток до уровня у иммунизированных животных; после применения пантовнта, экстрактов лабазника вязолистного, душицы обыкновенной и шлемника байкальского наблюдается усиление синтетической активности клеток - антитело-продуцентов; курсовое введение пантовнта, настойки пиона уклоняющегося, экстрактов лабазника вязолистного и душицы обыкновенной приводит к стимуляции неспецифнческой резистентности (фагоцитарной активности перитонеальных макрофагов). Наиболее эффективным корректором нммунодефицитного состояния у мышей линии СВА/Са Lac, вызванного введением циклофосфана, является панто-внт.

Практическое значение работы. Данные, полученные в ходе работы, значительно расширяют представление об особенностях реагирования кроветворной и иммунной систем на введение тнмусзависнмого антигена и циклофосфана у мышей линий СВА/Са Lac, С57В1/6, DBA/2, BALB/c и CC57W. В частности, показаны различия в чувствительности клеток костного мозга, тимуса и селезенки, а также клеток, участвующих в формировании иммунного ответа у мышей разных линий к антигену и циклофосфану. Благодаря этому удалось внести вклад в понимание общих закономерностей н особенностей развития иммунного ответа, стимулированного тимусзависнмым антигеном, в ранние и отдаленные сроки после введения противоопухолевого препарата у мышей исследованных линий. Использование модели цнклофосфановой иммунодепрессии позволило вскрыть некоторые механизмы действия препаратов природного происхождения, что позволит использовать их в качестве патогенетически обоснованных корректоров.

Апробация работы. Материалы диссертации докладывались и обсуждались на Ш-м Съезде физиологов Сибири и Дальнего Востока (Новосибирск, 1997); на конференции «Актуальные проблемы фармакологии и поиска новых лекарственных препаратов» (Томск, 1997); на юбилейной конференции, посвященной 35-летию ЦНИЛ г. Томска «Медико-биологические аспекты нейро-гуморалыюй регуляции» (Томск, 1997); на конференции, посвященной 15-летию НИИ фармакологии ТНЦ СО РАМН «Актуальные проблемы фармакологии и поиска новых лекарственных препаратов» (Томск, 1999); на международной научной конференции "Поиск, разработка и внедрение новых лекарственных средств и организационных форм фармацевтической деятельности" (Томск, 2000); на 2-й Российской конференции молодых ученых России с международным участием «Фундаментальные науки и прогресс клинической медицины» (Москва, 2001); на научной молодежной конференции СО РАМН «Фундаментальные и прикладные проблемы современной медицины» (Новосибирск, 2001); на конференции «Актуальные проблемы экспериментальной и клинической фармакологии» (Томск, 2001, 2000); на IV съезде физиологов Сибири с международным участием (Новосибирск, 2002); на Всероссийской конференции "Компенсаторно-приспособительные процессы: фундаментальные и клинические аспекты» (Новосибирск, 2002); на конференции «Актуальные проблемы фармакологии» (Томск, 2004).

Публикации. По теме диссертации опубликовано 38 научных работ, из них 13 - в центральных журналах.

Объем и структура работы.

Диссертация представлена в двух томах. Том I изложен на 440 страницах машинописного текста и состоит из введения, четырех глав, выводов, списка литературы. Том II (приложение) - на 146 страницах. Работа иллюстрирована 52 рисунками и 139 таблицами (таблицы 14-139 размещены в приложении). Библиографический указатель включает 557 источников, из них 412 отечественных и 145 иностранных.

ВЫВОДЫ

1. В основе различий в реагировании кроветворной и иммунной систем у мышей линии СВА/Са Lac, С57В1/6, DBA/2, BALB/c и CC57W на введение тимус-зависимого антигена либо циклофосфана лежит разная чувствительность клеток этих систем к применяемым агентам.

2. У мышей, иммунизированных тнмусзависимым антигеном, изменение клеточного состава костного мозга обусловлено: увеличением числа лимфоидных клеток у мышей линии СВА/Са Lac, возрастанием количества миелоидных и уменьшением содержания эритроидных элементов у мышей линий С57В1/6, CC57W и BALB/c и снижением числа лимфоидных, эритроидных и миелоидных клеток у мышей линии DBA/2, В селезенке всех исследованных линий преобладает стимуляция лимфондного и эритроидного ростков кроветворения, а у CC57W и мнелоидного. В тимусе увеличивается число лимфоидных клеток всех степеней зрелости (кроме малых лимфоцитов у мышей линии СВА/Са Lac).

3. У мышей линий СВА/Са Lac, С57В1/6, DBA/2, BALB/c и CC57W в ранние сроки после введения циклофосфана характерными изменениями в кроветворных органах являются угнетение лимфондного (у CC57W активация) и эритроидного ростков кроветворения и стимуляция (у мышей линий СВА/Са Lac, С57В1/6 и CC57W) мнелоидного. Введение циклофосфана мышам линий СВА/Са Lac и С57В1/6 приводит к уменьшению в селезенке лимфоидных и увеличению эритроидных и миелоидных клеток, у DBA/2 снижению числа лимфоидных и эритроидных клеток (кратковременно). У мышей линий BALB/c и CC57W после введения циклофосфана происходит стимуляция лимфондного, эритроидного и мнелоидного (кроме BALB/c) ростков в селезенке. Применение циклофосфана приводит к снижению числа лимфоидных клеток в тимусе у мышей линий СВА/Са Lac, DBA/2 и кратковременно у CC57W, увеличению у мышей линии BALB/c, не изменяет у мышей линии С57В1/6. В отдаленные сроки после введения циклофосфана у мышей линий СВА/Са Lac и DBA/2 в костном мозге восстанавливается число лимфоидных и эритроидных клеток, но сохраняется дезорганизация клеточного состава лимфоидных органов.

4. У животных линий СВА/Са Lac, DBA/2, С57В1/6, BALB/c и CC57W, иммунизированных в ранние сроки после введения циклофосфана, изменения в изучаемых кроветворных и лимфоидных (у СВА/Са Lac и DBA/2) органах однона-нравлены, но менее выражены, чем у мышей, получивших циклофосфан, вследствие ускорения после введения антигена восстановительных процессов. У мышей линий BALB/c и CC57W в селезенке снижается число лимфоидных, у С57В1/6 эритрондных клеток; в тимусе уменьшается содержание лимфоидных элементов, относительно мышей, получивших циклофосфан.

5. У мышей линий СВА/Са Lac и DBA/2, иммунизированных в отдаленные сроки после введения циклофосфана, изменения в кроветворных и лимфоидных органах, менее выражены, чем у животных, иммунизированных в ранние сроки, вследствие практически полного восстановления клеточного состава исследуемых органов к моменту введения антигена.

6. По реагированию на введение тимусзависимого антигена (накопление антителообразующих клеток в селезенке) высокоотвсчающими являются мыши линий СВА/Са Lac и DBA/2, среднеотвсчающими животные линии BALB/c и низ-коотвечающими С57В1/6 и CC57VV. В основе отличий в реагировании иммунной системы животных разных линий лежат различия в функциональной активности клеток, участвующих в формировании первичного гуморального иммунного ответа (макрофаги, Т-, В-лимфоциты, клетки-антителопродуценты).

7. Угнетение первичного гуморального иммунного ответа (снижение амплитуды накопления антителообразующих клеток в селезенке и смещение синтеза специфических антител) у мышей линий СВА/Са Lac, иммунизированных в ранние сроки после введения циклофосфана, обусловлено снижением числа лимфоидных клеток в костном мозге, селезенке и тимусе, угнетением пролиферативной активности Т- и В-лимфоцитов, подавлением продукции ИЛ-2 после введения циклофосфана. Подавление иммунного ответа (смещение пика накопления антителообразующих клеток в селезенке и синтеза специфических антител) у мышей линии DBA/2, иммунизированных в ранние сроки после введения циклофосфана, обусловлено уменьшением количества лимфоидных клеток в костном мозге, селезенке и тимусе, Т-хелперов и В-лнмфоцитов в селезенке, угнетением функциональной активности В-лимфоцитов после воздействия циклофосфана.

8. Стимуляция гуморального иммунного ответа тнмусзавнсимым антигеном у мышей линий BALB/c (синтеза специфических антител), С57В1/6 и CC57W ускорения накопления антнтелообразующих клеток в селезенке и синтеза специфических антител), получивших цнклофосфан, обусловлена сохранением фагоцитарной активности макрофагов (кроме С57В1/6), пролиферативной активности Т- и В-лнмфоцнтов (у BALB/c), числа лимфоидных клеток в тимусе, увеличением количества лимфоидных элементов и иммунокомпетентных клеток (Т-хелперы, антите-лопродуценты) в селезенке.

9. Угнетение первичного гуморального иммунного ответа у мышей линии СВА/Са Lac, иммунизированных в отдаленные сроки после введения циклофосфана, менее выражено, чем у мышей, получивших антиген в ранние сроки после введения цитостатика, что обусловлено восстановлением количественного состава и функциональной активности иммунокомпетентных клеток к моменту иммунизации. У животных линии DBA/2, получивших антиген в отдаленные сроки после введения противоопухолевого препарата, количество антнтелообразующих клеток в селезенке снижено, но при этом повышена их функциональная активность. Иммунный ответ у мышей линии BALB/c в отдаленные сроки после введения циклофосфана сохраняется на уровне такового у иммунизированных животных.

10. Введение мышам линии СВА/Са Lac, получившим цнклофосфан, экстракта шлемника байкальского ускоряет процессы восстановления морфологического состава кроветворных (преимущественно за счет лимфоидного и эритроидного ростков кроветворения, и, позднее, мнелоидного) и лимфоидных органов (лимфоидные и эритроидные элементы). После введения экстракта шлемника байкальского мышам, получившим цнклофосфан и антиген, происходит значительная стимуляция лимфоидного, эритроидного и мнелоидного ростков кроветворения, в лимфоидных органах увеличивается число эрнтроидных (селезенка), лимфоидных (селезенка, тимус) и миелоидных клеток (тимус).

11. Введение мышам линии СВА/Са Lac, получившим цнклофосфан, пантовита приводит к ускорению процессов восстановления эритроидного и лимфоидного ростков гемопоэза, миелоидных и, в меньшей степени, лимфоидных клеток в селезенке и тнмусе. Применение пантовита у мышей, получивших цитостатик и антиген, стимулирует восстановление лимфоидного и эритроидного ростков в костном мозге и селезенке. В тимусе активация регенераторных процессов запускалась позже, чем в других исследованных органах.

12. Изменения в иммунной системе мышей линий СВА/Са Lac и DBA/2, иммунизированных в ранние сроки после введения циклофосфана, можно охарактеризовать как иммунодефицитное состояние. Коррекция иммунодепрессии у мышей линии СВА/Са Lac пантовитом, настойками эхинацеи пурпурной и пиона уклоняющегося и экстрактом шлемника байкальского обусловлена восстановлением количества антнтелообразующих клеток в селезенке до уровня у только иммунизированных животных. Применение пантовита, экстрактов лабазника вязолистного, душицы обыкновенной, шлемника байкальского характеризуется усилением синтетической активности клеток - антителопродуцентов. Введение пантовита, настойки пиона уклоняющегося, экстрактов лабазника вязолистного и душицы обыкновенной приводит к стимуляции неспецифической резистентности (фагоцитарной активности перитонеальных макрофагов). Наиболее эффективным корректором им-мунодефицитного состояния у мышей линии СВА/Са Lac, вызванного введением циклофосфана, является пантовит.