Реакции иммунной и кроветворной систем мышей с различным генотипом на стресс

Чурин, Алексей Александрович

Диссертации по медицине → Патологическая физиология

Автореферат и диссертация по медицине (14.00.16) на тему:Реакции иммунной и кроветворной систем мышей с различным генотипом на стресс

ДИССЕРТАЦИЯ

АВТОРЕФЕРАТ

Чурин, Алексей Александрович Томск 2005 г.

Ученая степень: доктора медицинских наук

ВАК РФ: 14.00.16

Автореферат диссертации по медицине на тему Реакции иммунной и кроветворной систем мышей с различным генотипом на стресс

На правах рукописи

ЧУРИН Алексей Александрович

РЕАКЦИИ ИММУННОЙ И КРОВЕТВОРНОЙ СИСТЕМ МЫШЕЙ С РАЗЛИЧНЫМ ГЕНОТИПОМ НА СТРЕСС

14.00.16 - патологическая физиология

АВТОРЕФЕРАТ диссертации на соискание ученой степени доктора медицинских наук

Томск - 2004

Работа выполнена в ГУ НИИ фармакологии ТНЦ СО РАМН

Научные консультанты: доктор медицинских наук, профессор, академик РАМН, заслуженный деятель науки РФ

доктор медицинских наук

Гольдберг Евгений Данилович Шерстобоев Евгений Юрьевич

Официальные оппоненты: доктор медицинских наук, профессор

доктор медицинских наук доктор медицинских наук, профессор

Агафонов Владимир Иванович Карпова Мария Ростиславовна

Маслов Леонид Николаевич

Ведущая организация: ГУ НИИ физиологии СО РАМН (г. Новосибирск).

Защита состоится «& » 2005 г. в ЬО часов на заседании

диссертационного совета Д 001.031.01 при ГУ НИИ фармакологии Томского научного центра СО РАМН (634028, г. Томск, пр. Ленина, 3).

С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке ГУ НИИ фармакологии Томского научного центра СО РАМН.

Автореферат разослан октября 2004 г.

Ученый секретарь диссертационного совета кандидат биологических наук

Амосова Е.Н.

ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ

Актуальность проблемы. Бурное развитие техногенной деятельности человека, интенсивное загрязнение окружающей среды и другие воздействия чрезвычайного характера создают весьма жесткие внешние условия жизнедеятельности, неадекватные врожденным и приобретенным свойствам организма. Пребывание в таких условиях ведет к дополнительному расходованию резервных возможностей гомеостатических систем [Меерсон Ф.З., Пшенников М.Г., 1988; Новиков B.C., Смирнов B.C., 1995; Гольдберг Е.Д., Дыгай А.М., Хлусов И.А., 1997; Гольдберг Е.Д., Дыгай А.М., Прова-лова Н.В. и др., 2004].

Исследования последних лет показали, что реакция организма на стресс сопровождается угнетением функциональной активности различных систем организма [Kort W.J., 1994; Суслов Н.И., Дыгай A.M., Скурихин Е.Г. и др., 1997; Нестерова И.В., 1999; McCarty R., Aguilera G., Sabban E.L., Kvetnansky R., 2002; Гольдберг Е.Д., Дыгай A.M., Провалова Н.В. и др., 2004]. Одно из ведущих мест в этих процессах принадлежит иммунной и кроветворной системам. С одной стороны, это эффекторные системы, выполняющие гомеостатические функции, подобно пищеварительной, эндокринной и др. С другой, иммунная и кроветворная системы выполняет, подобно нейроэндокринной системе, регуляторные функции в отношении пролиферации и дифференцировки клеток, возможно, всех тканей организма [Kort W.J., 1994; Абрамов В.В., Егоров Д.Н., Вардосанидзе К.В., Козлов В.А., 1998; Девойно Л.В., 1998; Ширинский И.В., Ширин-ский B.C., 2001; Fullford A.J., Jessop D.S., 2002]. Отсюда происходят ранние изменения в иммунной и кроветворной системах, возникающие уже на начальных стадиях адаптивных реакций, и "повсеместное" участие иммунной системы в патогенезе многих заболеваний человека.

В случае истощения приспособительных механизмов формируется комплекс изменений, классифицируемый как вторичное иммунодефицитное состояние, являющееся наиболее ожидаемой реакцией организма на любое чрезвычайное воздействие и одной из этиологических причин развития иммунозависимых заболеваний [Новиков B.C., Смирнов B.C., 1995; Ковальчук Л.В., Пинегин Б.В., 1999; Лолор Г., Фишер Т., Адельман Д., 2000; Нестерова И.В., 1999, 2002; Капля О.А., Шерстобоев Е.Ю., Зуева Е.П. и др., 2004].

Однако, несмотря на неослабевающий интерес исследователей и врачей к этой проблеме, до сих пор остается открытым вопрос о механизме развития и характере изменений в иммунной и кроветворной системах в ответ на чрезвычайное воздействие. В большинстве случаев возможно лишь диагностическое выявление проявлений имму-нопатогенеза для подтверждения диагноза того или иного иммунодефицита, и только лишь обсуждение этиологических аспектов этих состояний [Козлов В.А., 1997; Лолор Г., Фишер Т., Адельман Д., 2000; Нестерова И.В., 1999,2002].

Поиск решения проблемы коррекции упомянутых состояний иммунной системы привело к появлению в середине 80-х годов XX века нового направления медицины — иммунореабилитации [Петров Р.В., 1984; Сепиашвили Р.И., 1996,1999; Караулов А.В., 1999; Нестерова И.В., Старченко А.А., Иванова С.А., Симбирцев А.С., 2002] и появлению новых лекарственных препаратов с иммунотропным действием. Вместе с тем, выбор препарата для направленной коррекции сдвигов в иммунной системе в ответ на неинфекционное экстремальное воздействие остается сложной задачей в связи с тем, что в большинстве случаев попытки вычленить "главный дефект" иммунного ответа у соматических больных не представляется возможным [Козлов ВА, 1997; Караулов А.В., 1999]. Поэтому, наряду с расшифровкой

стояний практически значимым является поиск модификаторов биологических реакций, действие которых направлено не только на иммунные, но и другие клетки и системы организма.

Этим требованиям полностью отвечают методы фитотерапии. Использование лекарственных растений представляется перспективным направлением дальнейшего развития, совершенствования методов иммунореабилитации, так как современная фармакология не располагает достаточным арсеналом эффективных средств для профилактики, лечения хронических заболеваний, стресса и его последствий [Шанин С.Н., Рыбакина Е.Г., Фомичева Е.Е, 1999; Шанин С.Н., Козинец ИЛ., Фомичева Е.Е, 1996].

Тем не менее, несмотря на широкое использование фитопрепаратов в народной медицине, возрастающий интерес врачей и исследователей к изучению эффектов природных соединений, механизмы их влияния на защитные реакции организма (в частности, иммунную и кроветворную системы) при воздействиях различной природы, в том числе и при стрессе, остаются малоизученными [Шанин С.Н., Рыбакина Е.Г., Фомичева Е.Е, 1999; Шанин С.Н., Козинец И.А., Фомичева Е.Е, 1996].

Наиболее удобной, но, в то же время, недостаточно изученной моделью для исследования характера дисфункции иммунной и кроветворной систем при воздействии информационно-семантических экстремальных факторов является экспериментальный стресс, который позволяет регулировать направленность и глубину изменений в работе этих систем, а также оценивать эффективность препаратов, претендующих на роль корректоров и модуляторов их функции. Использование данной модели для изучения особенностей функционирования иммунной и кроветворной систем животных с различным генотипом, по разному реагирующих как на антигенный стимул, так и на стрессорные воздействия, даст возможность изучить механизмы влияния экстремальных ситуаций на иммунный ответ, а привлечение адекватных фармакологических методов позволит осуществлять эффективный поиск методов направленной коррекции обнаруженных нарушений. Удобной моделью генетически обусловленных различий по реакции на антигенный и стрессорный стимулы являются мыши инбредных линий. Анализ межлинейных различий позволит сделать заключение о наличии или отсутствии различий в чувствительности кроветворной и иммунной систем к чрезвычайным факторам.

Цель исследования: исследовать особенности нарушений ответа иммунной и кроветворной систем на тимусзависимый антиген после иммобилизационного стресса у животных с разным генотипом и провести коррекцию выявленных нарушений препаратами природного происхождения.

Задачи исследования:

1. Исследовать общие закономерности и особенности функционирования кроветворной и иммунной систем животных разных линий при иммунизации тимусзави-симым антигеном.

2. Изучить особенности реакций кроветворной и иммунной систем животных с различным генотипом в ответ на стрессорное воздействие в различные сроки исследования.

3. Выявить различия в формировании иммунного ответа животных разных линий при иммобилизационном стрессе.

4. Изучить механизмы иммунодепрессивных состояний у животных различных линий при экстремальном воздействии.

5. Произвести коррекцию иммунодефицитного состояния, вызванного иммоби-лизационным стрессом, у мышей линий СВА/Са Lac и DBA/2 с помощью препаратов природного происхождения.

Положения, выносимые на защиту.

1. Введение тимусзависимого антигена приводит к увеличению абсолютного количества антителообразующих клеток и титра специфических антител в начальные сроки наблюдения после иммунизации у высокоотвечающих мышей CBA/CaLac, DBA/2, BALB/c и задержке накопления клеток антителопродуцентов у низкоотвечаю-щих на антиген мышей С57В1/6, CC57W. Специфический гуморальный ответ после иммобилизационного стресса, проведенного на фоне иммунизации, угнетался в большей степени у высокоотвечающих (CBA/CaLac, DBA/2, BALB/c), чем у низкоотве-чающих (С57В1/6, CC57W) линий.

2. Иммобилизационный стресс изменяет не только соотношение иммунокомпе-тентных клеток, но и их функциональную активность (продукция цитокинов, проли-феративная активность).

3. Применение тимусзависимого антигена приводит к гиперплазии кроветворных и лимфоидных органов мышей линий CBA/CaLac, DBA/2, BALB/c, C57B1/6 и CC57W.

4. В костном мозге иммобилизированных мышей CBA/CaLac, BALB/c, C57B1/6 и CC57W наблюдается активация лимфоидного ростка кроветворения, эритроидного -у CBA/CaLac и C57BI/6, миелоидного - у BALB/c, C57B1/6 и CC57W. В селезенке происходит повышение численности лимфоидного ростка кроветворения у CC57W, CBA/CaLac, угнетение - у BALB/c, снижение с последующей стимуляцией изучаемого ростка - у DBA/2 и С57В1/6. Эритроидный росток в селезенке стимулируется стрессом у всех изученных линий мышей. Количество миелоидных клеток повышается у CC57W и С57В1/6, снижается у BALB/c. У мышей CBA/CaLac, DBA/2 и CC57W происходит инволюция тимуса, у BALB/c и С57В1/6 - увеличение клеточности этого лим-фоидного органа.

5. У иммобилизированных и иммунизированных мышей CBA/CaLac, DBA/2 и С57В1/6 происходит депрессия, у BALB/c и CC57W - активация лимфоидного ростка в костном мозге, снижение количества эритроидных клеток у С57В1/6 и повышение - у BALB/c. Количество миелоидных клеток в костном мозге возрастает у CBA/CaLac, BALB/c и CC57W, и снижается - у С57В1/6. В селезенке происходит увеличение численности лимфоидного ростка у мышей DBA/2, CC57W и CBA/CaLac (после кратковременного снижения), уменьшение - у С57В1/6. Миелоидный росток селезенки стимулируется у BALB/c, C57B1/6, и CC57W. У мышей CBA/CaLac, DBA/2, C57B1/6 и CC57W, перенесших иммунизацию и иммобилизацию, развивается инволюция тимуса

6. Введение экстракта шлемника байкальского мышам, иммунизированным на фоне перенесенного иммобилизационного стресса, приводит к угнетению костномозгового и стимуляции селезеночного кроветворения, гиперплазии тимуса. Использование пантовита у мышей, иммунизированных после перенесенного иммобилизационно-го воздействия, активизирует эритроидный, миелоидый и лимфоидный ростки кроветворения.

7. Применение пантовита, экстрактов шлемника байкальского, бадана толстолистного, лабазника вязолистного и настойки пиона уклоняющегося после иммобили-зационного стресса, но перед иммунизацией способствует восстановлению содержания

антителообразующих клеток. Применение пантовита, экстракта шлемника байкальского и настойки эхинацеи пурпурной стимулирует пролиферативную активность В-лимфоцитов селезенки мышей.

Научная новизна.

Впервые выявлены и охарактеризованы различия в реакции кроветворной и лимфоидной ткани на тимусзависимый антиген у мышей разных линий (CBA/CaLac, DBA/2, BALB/c, С57В1/6, CC57W). Показаны выраженные отличия при формировании гуморального иммунного ответа у высоко- (CBA/CaLac, DBA/2, BALB/c) и низкоотве-чающих (C57BI/6, CC57W) на антиген линий животных, что выражается в значительном увеличении абсолютного количества антителообразующих клеток в селезенке и титра антител в сыворотке крови в начальные сроки после иммунизации мышей линий CBA/CaLac, DBA/2, BALB/c и задержке накопления клеток-антителопродуцентов после иммунизации мышей С57В1/6, CC57W. Установленные в работе отличия в реакции иммунной системы мышей на антиген основаны на различной функциональной активности компонентов иммунного ответа (макрофаги, Т-, В-лимфоциты, антителопроду-цирующие клетки).

В работе впервые продемонстрировано, что иммобилизационный стресс угнетает развитие специфического гуморального ответа и фагоцитарной активности пери-тонеальных макрофагов у иммунизированных высокоотвечающих линий мышей (CBA/CaLac, DBA/2, BALB/c) и, оказывая незначительное влияние на продуктивную фазу гуморального иммунного ответа, угнетает активность перитонеальных макрофагов в группе низкоотвечающих мышей (С57В1/6, CC57W). При этом происходит снижение количества Т-общих и В-розеткообразующих лимфоидных клеток и увеличение числа Т-хелперов в костном мозге и селезенке у мышей DBA/2 и С57В1/6.

Выявлено снижение числа CD4+ - лимфоцитов у всех линий, подвергнутых иммобилизации (кроме CBA/CaLac), и увеличение количества CD8+ - клеток у всех линий, за исключением DBA/2. Впервые установлено, что под влиянием иммобилизаци-онного стресса у мышей CBA/CaLac, BALB/c, C57B1/6 происходит снижение пролифе-ративной активности Т- и В- лимфоцитов в селезенке, у мышей DBA/2 - повышение индекса стимуляции КонА-стимулированных Т-лимфоцитов. Показано, что на фоне развития иммунного ответа, стресс увеличивает уровень ИЛ-2 и снижает синтез ИЛ-10 у мышей CBA/CaLac, у С57В1/6 происходит усиление синтеза ИЛ-2 и ИЛ-10. Установлено, что синтез ИЛ-2 и ИЛ-10 угнетается в группах мышей CBA/CaLac и С57В1/6, перенесших иммобилизационный стресс, наряду со снижением способности Т-лимфоцитов продуцировать провоспалительные цитокины у CBA/CaLac и нарушением процессов активации антиген-специфических лимфоцитов и синтеза ими цито-кинов у С57В1/6.

Показано, что иммунизация приводит к гиперплазии кроветворных и лимфоид-ных органов CBA/CaLac, DBA/2, BALB/c, C57B1/6 и CC57W. Иммобилизационный стресс активизирует костномозговое кроветворение за счет лимфоидного ростка у мышей линий CBA/CaLac, BALB/c, C57B1/6 и CC57W, эритроидного - CBA/CaLac и С57В1/6, миелоидного - у BALB/c, C57B1/6 и CC57W. В селезенке наблюдается повышение численности лимфоидного ростка кроветворения у CC57W, CBA/CaLac, эрит-роидного ростка - у всех изученных линий мышей. У мышей CBA/CaLac, DBA/2 и CC57W наблюдается развитие гипоплазии тимуса, у BALB/c и C57BI/6 - увеличение числа лимфоцитов всех степеней зрелости в центральном лимфоидном органе. Впервые продемонстрировано, что иммобилизационный стресс, проведенный на фоне раз-

вивающегося иммунного ответа, угнетает лимфоидный росток у мышей CBA/CaLac, DBA/2 и С57В1/6, и стимулирует его у BALB/c и CC57W, наряду с миелоидным ростком у BALB/c, CC57W и CBA/CaLac. В селезенке наблюдается увеличение числа лим-фоидных клеток у мышей DBA/2, CC57W и CBA/CaLac (после кратковременного снижения), уменьшение - у С57В1/6. Миелоидный росток селезенки активизируется у BALB/c, C57BV6 и CC57W. У мышей CBA/CaLac, DBA/2, C57B1/6 и CC57W наблюдается развитие гипоплазии тимуса.

Впервые установлено, что применение экстракта шлемника байкальского и пан-товита восстанавливает угнетенный иммобилизационным воздействием гемо- и лим-фопоэз. Использование растительного препарата у иммунизированных на фоне перенесенного иммобилизационного стресса мышей приводит к развитию депрессии кроветворения и гиперплазии тимуса. В группе мышей, иммунизированных после перенесенного иммобилизационного воздействия, применение пантовита активизирует мие-лоидый, лимфоидные и эритроидный ростки кроветворения в костном мозге и селезенке.

Применение пантовита, экстрактов шлемника байкальского, бадана толстолистного, лабазника вязолистного и настойки пиона уклоняющегося для коррекции имму-нодефицитного состояния (после иммобилизационного стресса, но перед иммунизацией) способствует восстановлению содержания антителообразующих клеток и увеличению продукции ими специфических антител. Экстракты бадана, лабазника вязолистно-го и настойки эхинацеи пурпурной обладают противовоспалительными свойствами, снижая индекс воспаления в реакции гиперчувствительности. Применение пантовита, экстракта шлемника байкальского и настойки эхинацеи пурпурной стимулирует про-лиферативную активность ЛПС-стимулированных В-лимфоцитов в селезенке экспериментальных животных.

Практическое значение работы.

Результаты работы значительно расширяют представление об особенностях реагирования кроветворной и иммунной систем на введение тимусзависимого антигена и иммобилизационный стресс у мышей линий СВА/Са Lac, C57B1/6, DBA/2, BALB/c и CC57W. Показаны различия в реакции костного мозга, тимуса и селезенки, а также клеток, участвующих в формировании иммунного ответа у мышей разных линий после иммобилизационного стресса. Благодаря полученным данным, внесен вклад в понимание общих закономерностей и особенностей развития иммунного ответа, стимулированного тимусзависимым антигеном, после иммобилизационного стресса Показана принципиальная возможность и проведено патогенетическое обоснование применения препаратов природного происхождения в терапии иммунодефицитных состояний.

Апробация работы.

народным участием «Фундаментальные науки и прогресс клинической медицины» (Москва, 2001); на научной молодежной конференции СО РАМН «Фундаментальные и прикладные проблемы современной медицины» (Новосибирск, 2001); на конференции «Актуальные проблемы экспериментальной и клинической фармакологии» (Томск, 2001, 2002); на IV съезде физиологов Сибири с международным участием (Новосибирск, 2002); на IV молодежной научной конференции СО РАМН «Фундаментальные и прикладные проблемы современной медицины» (Новосибирск, 2002); на Всероссийской конференции «Компенсаторно-приспособительные процессы: фундаментальные и клинические аспекты» (Новосибирск, 2002); на конференции «Актуальные проблемы фармакологии» (Томск, 2004).

Публикации. По теме диссертации опубликовано 42 научные работы, из них 13 - в центральных реферируемых журналах.

Объем и структура работы.

Диссертация представлена в двух томах. Том I изложен на 390 страницах машинописного текста и состоит из введения, четырех глав, выводов, списка литературы. Том II (приложение) - на 122 страницах. Работа иллюстрирована 47 рисунками и 124 таблицами (таблицы 15-124 размещены в приложении). Библиографический указатель включает 510 источников, из них 379 отечественных и 131 иностранных.

МАТЕРИАЛ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

Эксперименты были проведены на 915 мышах 5 линий, из них: СБА/СаЬас (п=565), С57Б1/6 (п=80), ББА/2 (п=140), БАЬБ/с (п=65), СС5Ж (п=65) массой 18-20 г. Животные 1 категории (конвенциональные линейные мыши) получены из коллекционного фонда лаборатории экспериментального биомоделирования НИИ фармакологии ТНЦ СО РАМН (сертификат имеется). До начала исследования животных выдерживали в течение недели на обычном пищевом режиме по 10 особей в пластиковых клетках.

Модель экспериментального иммобилизационного стресса создавали в полых замкнутых цилиндрах в течение 16 часов. В данной постановке модели достигалось угнетение кроветворной и иммунной систем мышей линии СБА/СаЬас (общепринятой экспериментальной биологической модели), которое можно охарактеризовать как им-мунодефицитное состояние [Чурин А.А., Масная Н.В., Шерстобоев Е.Ю., Борсук О.С., 2002].

Для исследования функциональной активности иммунной системы, другую группу животных каждой линии иммунизировали корпускулярным тимусзависимым антигеном - эритроцитами барана (ЭБ), полученными из НПО "Вирион". ЭБ трижды отмывали стерильным физиологическим раствором и вводили однократно внутри-брюшинно по 0,2 мл 15 % взвеси эритроцитов.

Для исследования функциональной активности иммунной системы после перенесенного иммобилизационного стресса, животных всех изучаемых линий иммобили-зировали на 3 сутки после иммунизации тимусзависимым антигеном (ТЗА). Забор материала для исследования осуществляли на 4, 7, 14, 21 сутки после иммунизации и на 1,4,11,18 сутки после иммобилизации.

Для коррекции иммунодефицитного состояния у мышей линии СБА/СаЬас и ББА/2, вызванного иммобилизационным стрессом, в работе использовали пантовит («Фармпанто» г.Томск, Россия; разрешен к применению на территории России, рег.

№ 000954.Р.643.06.99), настойки эхинацеи пурпурной («ГаленоФарм» г. Санкт-Петербург, Россия; разрешена к применению на территории России, per. № PN000167.01-2000) и пиона уклоняющегося (ЗАО ЭВАЛАР, Россия; разрешена к применению на территории России, per. № 000638/01-2001), экстракты шлемника байкальского (ГНЦЛС г. Харьков, Украина; стандартизован по содержанию байкалина -32-36%), бадана толстолистного (ГНЦЛС г. Харьков, Украина; стандартизован по содержанию арбутина - не менее 18 %), лабазника вязолистного (получен на кафедре фармацевтической химии, СГМУ, г. Томск) и душицы обыкновенной. Экстракт душицы обыкновенной получен методом реперколяции по НА. Чулкову, в качестве экстра-гента использовался 40% спирт [Иванова Л.И., 1991]. Препараты вводили животным через зонд в желудок курсами, начиная со дня экспериментального воздействия (им-мобилизационный стресс) и далее в течение 5 дней, в дозе 50 мг/кг в объеме 0,2 мл дистиллированной воды. Контрольным животным вводили соответствующий объем растворителя (дН2О). Иммунизировали мышей, получавших курсовое введение препарата природного происхождения, на 5 день эксперимента (что соответствует 4 сут после иммобилизационного стресса). Животных опытной группы, перенесших иммоби-лизационный стресс и получивших курсовое (5-дневное) введение препарата, иммунизировали на 4 сут после стресса.

Мышей умерщвляли методом декапитации. Сравнение данных, полученных при изучении иммунной и кроветворной систем животных опытных групп (антиген + им-мобилизиационный стресс), производили с соответствующими значениями у интакт-ных мышей, а также животных, получивших только антиген, либо перенесших иммо-билизационный стресс. Группу мышей, перенесших иммобилизационный стресс и получивших препарат и антиген сравнивали с мышами, иммунизированными после им-мобилизационного стресса.

Изучение показателей кроветворных (костный мозг, периферическая кровь) и лимфоидных (тимус, селезенка) органов осуществляли стандартными гематологическими методами [Гольдберг Е. Д., Дыгай А. М., Шахов В. П., 1992].

Фагоцитарную активность перитонеальных макрофагов определяли методом, основанным на измерении оптической плотности лизирующего раствора после разрушения фагоцитов, поглотивших частицы нейтрального красного [Vray В., Hoebeke J., Saint - Guillain M. e.a., 1980].

Количественное определение уровня Т-общих-лимфоцитов [Jondal M., Holm G., Wigrell H., 1972], Т-хелперов [Гольдберг Е. Д., Дыгай А. М., Шахов В. П., 1992] и В-лимфоцитов [Пастер Е. У., Овод В. В., Позур В. К., Вихотью Н. Е., 1989] (в модификации ЦНИЛ г. Томска) в костном мозге и селезенке проводили методом розеткообра-зования.

Определение субпопуляций лимфоцитов (CD4+-, СБ8+-клеток) в селезенке осуществляли методом непрямой иммунофлюоресценции [Лефковитс И., Пернис Б., 1981] с помощью моноклональных антител фирмы "Caltag Laboratories" согласно методическим указаниям фирмы изготовителя, прилагаемым к наборам. Доводили концентрацию лимфоидных клеток до 2х106клеток/мл в среде 199. На предметном стекле осаждали 25 мкл мононуклеаров в течение 30 мин во влажной камере при комнатной температуре. Убирали надосадок, высушивали, фиксировали в ацетоне в течение 7 мин. К осадку добавляли 25 мкл меченых FITC моноклональных антител (мАТ). Инкубировали во влажной камере при +4°С в течение 40 мин. Отмывали раствором Хенкса (по 1 мл на лунку). Подсчет производили с помощью люминисцентного микроскопа "Лю-мам". Результаты выражали в процентах.

Измерение пролиферативной активности лимфоидных клеток производили с помощью метода основанного на способности действующих (метаболически активных) клеток разлагать соль тетразолия ХТТ с образованием цветного соединения фор-мазана. Это соединение растворимо в водном растворе и можно определить поглощение света при определенной длине волны с помощью иммунноферментного анализатора. Интенсивность света пропорциональна количеству метаболически активных клеток [Scudiero D. A., Shoemaker R. H., Paul К. D. et al., 1988]. В планшетах с 96 лунками, с плоским дном соединяли 100 мкл спленовзвеси в концентрации 2х106клеток/мл и 100 мкл митогенов (для активации В-лимфоцитов использовали ЛПС в конечной концентрации 10 мкг/мл, для Т-лимфоцитов — Кон А в конечной концентрации 5 мкг/мл). Инкубировали в СО2-инкубаторе при 37°С в течение 72 ч. За 4 ч до окончания инкубации в каждую лунку добавляли 50 мкл реакционной смеси и инкубировали планшет при 37°С в СО2-инкубаторе. Для приготовления реакционной смеси к 5 мл реагента ХТТ добавляли 0,1 мл раствора активации. Встряхивали планшет для однородного распространения цвета в каждой лунке. Измеряли поглощение света на анализаторе иммуноферментных реакций АИФР-01 "Униплан7"" при длине волны - 450-500 нм. Вычисление индекса стимуляции (ИС) осуществляли по формуле: ИС=(ОПо/ОПк), где ОПо - оптическая плотность в лунках с митогеном, ОПк - оптическая плотность в лунках без митогена.

Уровень ИЛ-2 и ИЛ-10 в культуральных супернатантах не прилипающих к пластику спленоцитов, стимулированных конканавалином A ("ICN Biomedicals Inc."), тестировали твердофазным иммуноферментным методом "сэндвича". Принцип метода заключается в конъюгации одного эпитопа молекулы цитокина моноклональными антителами, сорбированными на твердой фазе микропланшета. Другой тип антител - по-ликлональные специфичные против мышиных цитокияов. Антитела соединяются с независимым эпитопом цитокина. Избыток специфичных против мышиных цитокинов антител удаляется. К сорбированным на твердой фазе комплексам цитокин-антитело добавляется окрашивающий раствор. Оптическая плотность раствора пропорциональна концентрации определяемого цитокина и регистрируется колориметрически. Калибровочная кривая строится с использованием среды, не содержащей продукты жизнедеятельности клеток "0 доза" и стандартных растворов цитокинов с известной концентрацией. Процедура выполнения ИФА проводилась с использованием наборов фирмы "Amersham Pharmacia Biotech" (Великобритания) согласно методическим указаниям, прилагаемым к наборам.

Для этого микропипеткой добавляли по 50 мкл "0 дозы" и стандартов. В оставшиеся ячейки помещали по 50 мкл супернатантов и 50 мкл антител против исследуемых цитокинов и инкубировали планшет в зависимости от требований в инструкции. После трехкратного цикла промывок автоматическим вошером, в каждую ячейку добавляли по 100 мкл стрептовидинового коньюгата (при тестировании ИЛ-10) и инкубировали 30 минут. 100 мкл окрашивающего раствора помешали в лунки после очередного цикла промывок и инкубировали 30 минут при комнатной температуре. Завершающая фаза инкубации заканчивалась добавлением в ячейки стоп-реагента (0,5 М серная кислота). Оптическую плотность планшета регистрировали на анализаторе иммуноферментных реакций "Униплан" АИФР-01, производства ЗАО "Пикон", г. Москва при длине волны 450 нм. Концентрацию цитокинов определяли по калибровочной кривой.

Определение количества антителообразующих клеток (АОК) в селезенке осуществляли методом локального гемолиза [Cunningham A. J., 1965], основанным на спо-

собности антиэритроцитарных антител, секретируемых антителообразующими клетками иммунизированных животных, лизировать в присутствии комплемента эритроциты барана (антиген). На основе способности антител, содержащихся в сыворотке крови иммунизированных животных, агглютинировать эритроциты барана, используемые в качестве антигена, проводили определение уровня гемагглютининов в сыворотке крови [Линг Н.Р., Кэтти Д., 1991]. Для определения изотипа антител к 50 мкл разведенной в пять раз инактивированной сыворотки крови добавляли 50 мкл 0,1 М раствора 2-меркаптоэтанола (восстанавливая дисульфидные связи 2-МЭ вызывает диссоциацию IgM-антител на субъединицы, не способные агглютинировать эритроциты барана, в то время как IgG-антитела резистентны к его действию, что позволяет сравнивать уровень специфических IgM- и IgG-гемагглютининов).

При постановке реакции гиперчувствительности замедленного типа для сенсибилизации мышам вводили подкожно 1хЮ7 эритроцитов барана в объеме 100 мкл. Разрешающую дозу антигена (1x108 в объеме 20 мкл) вводили на 5 день после сенсибилизации под апоневротическую пластинку одной из задних конечностей. В контралате-ральную лапу в качестве контроля вводили физиологический раствор в таком же объеме. Учет интенсивности воспалительной реакции осуществляли через 24 часа после введения разрешающей дозы антигена. Индекс воспаления (ИВ) определяли по разнице массы опытной (О) и контрольной лап (К): ИВ=((0-К)/К)х100%

С целью изучения влияния препаратов природного происхождения на различные стадии клеточного иммунного ответа препарат вводили перед сенсибилизацией в течение 5 дней в дозе 50 мг/кг в объеме 0,2 мл, заканчивая курсовое введение препарата одновременно с введением сенсибилизирующей дозы (1 схема), или в период между сенсибилизацией и введением разрешающей дозы антигена, при этом, последнее введение препарата животным совмещалось по времени с введением разрешающей дозы (2 схема). В первом случае оказывается влияние на процесс образования клона анти-генспецифических Т-лимфоцитов, во втором случае - на способность этих лимфоцитов продуцировать провоспалительные цитокины при встрече с антигеном [Хаитов Р. В., Гущин И. С, Пинегин Б. В., Зебрев А. И., 1999].

Полученные в ходе исследования данные обрабатывали методом вариационной статистики. Для каждой выборки вычисляли среднее арифметическое (X), ошибку среднего арифметического (т), среднее квадрагическое отклонение (а). Проверку на нормальность распределения проводили с помощью стандартизированных коэффициентов ассиметрии и эксцесса. В случае нормального распределения, сравнение выборочных средних осуществляли по t - критерию Стьюдента, при несоответствии распределения нормальному закону использовали непараметрический критерий Вилкок-сона, Манна-Уитни, Колмогорого-Смирнова Уровень значимости критериев задавали равным 0,1%, 1% либо 5%. Для оценки степени связи между признаками использовали двумерный корреляционный анализ. Влияние иммобилизационного стресса либо иммунизации (фактора) на изменения признака исследовали с помощью факторного анализа в среде программ "Statistica for Windows" [Иванов Ю. И., Погорелюк О. Н., 1990; Лакин Г. Ф., 1990; Боровиков В.П., Боровиков И.П.,1997].

РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ

По нашим данным у мышей линии CBA/CaLac после иммобилизационного стресса (ИС) к 4-7 сут эксперимента наблюдалось повышение общей клеточности костного мозга (ОКК), с восстановлением до фонового значения на 14 сут и последующим снижением к 21 сут. Увеличение ОКК в течение первой недели опыта происходи-

ло за счет возрастания абсолютного количества лимфоидных клеток: лимфоцитов и пролимфоцитов, вызванного, по всей видимости, миграционными процессами из тимуса и селезенки [Горизонтов П.Д., Белоусова О.И., Федотова М.И., 1983; Гольдберг Е.Д., Дыгай А.М., Шахов В. П., 1986; Богдашин И. В., Дыгай А. М., Шерстобоев ЕЛО., 1991], приводящими по нашим данным к снижению общей клеточности этих органов на 4 сут эксперимента. В пользу существования миграционных процессов на ранних этапах исследования указывает факт увеличения абсолютного количества лимфоцитов в костном мозге на фоне достоверно сниженного числа лимфоидных клеток в тимусе — на 4 сут и селезенке — на 4 и 21 сут эксперимента. Наблюдаемое увеличение в костном мозге числа эритроидных предшественников можно связать с влиянием р2-адренергических стимулов на синтез и секрецию эритропозтина почками и, непосредственно, на ПСКК и КОЕ - ГЭММ, направляющих дифференцировку данных прекурсоров преимущественно в сторону эритропоэза [Орловская И. А., Шкловская Е. В., Козлов В. А., 1996; Гольдберг Е. Д., Дыгай А. М, Хлусов И. А., 1997; Дыгай А.М., Суслов Н.И., Скурихин Е.Г., Чурин А.А., 1997; Гольдберг Е.Д., Дыгай А.М., Суслов Н.И. и др., 1998]. Снижение ОКК к концу исследования было обусловлено уменьшением абсолютного числа клеток миелоидного ряда, что, возможно, было вызвано перераспределительными реакциями и смещением на ранних этапах наблюдения процессов дифференцировки ПСКК в сторону эритропоэза [Гольдберг Е.Д., Дыгай A.M., Шахов В.П., 1988; Гольдберг Е.Д., Дыгай А.М., Хлусов И.А., 1997].

В следующей серии экспериментов, для выявления функциональных резервов кроветворных и лимфоидных органах в условиях развития первичного иммунного ответа, производили иммунизацию мышей линии CBA/CaLac тимусзависимым антигеном. Иммунизация приводила к достоверному снижению ОКК только к 14 сут эксперимента. Наблюдаемое уменьшение исследуемого показателя, вероятно, было связано с перераспределением морфологического состава, что приводило к снижению абсолютного числа миелоидных клеток всех степеней зрелости, сохраняющемуся до конца эксперимента. Это сопровождалось повышением числа сегментоядерных нейтрофилов в периферической крови (на 7 и 14 сут). Реакция лимфоидного ростка кроветворения на антиген заключалась в значительном увеличении абсолютного количества лимфоцитов на 4 и 21 сут. В первом случае, вероятно, за счет их миграции из тимуса и накопления в костном мозге. Во втором случае, возможно, происходило усиление проли-феративных процессов. В наших экспериментах были получены данные об увеличении абсолютного числа моноцитоидных клеток на 7 и 21 сут, с возможным усилением их функциональной активности. По данным литературы, костномозговые макрофаги и моноциты также могут стимулировать пролиферацию эритроидных прекурсоров путем выработки гуморальных факторов регуляции (эритропозтина, ИЛ-1, простагландинов и др.) [Гольдберг Е.Д., Дыгай А.М., Хлусов И.А., 1997]. Увеличение количества клеток моноцитоидного ряда, возможно, оказало стимулирующее влияние на процессы пролиферации и дифференцировки эритроидных клеток [Горизонтов П.Д., Белоусова О.И., Федотова М.И., 1983], и привело, в свою очередь, к увеличению их числа к 7 - 14 сут после иммунизации.

Результаты, полученные в группе мышей, перенесших ИС на фоне иммунизации, показали, что увеличение числа пролимфоцитов в костном мозге на ранних этапах исследования, возможно, обусловленное антигенной стимуляцией, не приводило к дальнейшему увеличению количества малых лимфоцитов, так как повышение уровня глю-кокортикоидов (ГК) и влияние Р-адренергической стимуляции, вызванных стрессом, приводят к блоку экспрессии рецепторов к ИЛ-2 (типичного ростового фактора клеток

лимфо-миелоидного комплекса) и активации клеток с супрессорной активностью. Данные факторы негативно влияют на пролиферацию и дифференцировку лимфоид-ных клеток [Корнева Е. А., Казакова Т. Б., 1999]. Иммобилизация иммунизированных животных также приводила к снижению абсолютного количества моноцитов на 7 сут, несмотря на достоверное увеличение содержания промоноцитов на 4 сут опыта, в отличие от иммунизации, приводящей к повышению числа моноцитов на 7 сут и лимфоцитов на 4 и 21 сут. Эти данные свидетельствуют о нарушении созревания лимфоцитов и моноцитов в ответ на антигенную стимуляцию на фоне перенесенной иммобилизации. Кроме того, иммобилизация на фоне иммунизации приводила на 7 сут к повышению абсолютного количества эритроидных элементов и зрелых форм клеток нейтро-фильного ряда в сравнении с группой иммунизированных мышей с одновременным снижением числа гранулоцитов в периферической крови.

Таким образом, как иммунизация, так и иммобилизация приводили к увеличению абсолютного количества лимфоидных и эритроидных клеток в костном мозге, на фоне угнетения миелоидного ростка кроветворения, но, по-видимому, механизм возникновения данных изменений был различен. Иммобилизация на фоне иммунизации вызывала снижение абсолютного количества лимфоидных клеток и моноцитов, с одновременной активацией эритропоэза и накоплением в костном мозге зрелых форм клеток нейтрофильного ряда.

Антигенная стимуляция животных приводила к увеличению содержания в тимусе абсолютного количества лимфоидных клеток всех степеней зрелости, сохранившемуся до конца эксперимента, что сопровождалось высокими значениями общей клеточно-сти. Известно, что антиген (эритроциты барана, ЭБ) разносится по всему организму, попадая в центральные и периферические органы иммунной системы, захватывается макрофагами, моноцитами и перерабатывается [Маянский А.Н., Маянский Д.Н., 1989; Пухальский A.JL, Кузьменко Л.Г., 1998; Плейфер Дж., 1999]. Активированные макрофаги начинают синтезировать ИЛ-1 (фактор активации лимфоцитов). В свою очередь, ИЛ-1 совместно с ИЛ-7 способствуют к вступлению в S-фазу ранних гемопоэтических предшественников (КОЕс-5, 8, 11) [Громыхина Н.Ю., 1982; Гайдуль К.В., 1986; Орловская И.А., Шкловская Е.В., Козлов ВА., 1996; Гольдберг Е.Д., Дыгай A.M., Жданов В.В., Хлусов И.А., 1999]. Усиливается процесс пролиферации незрелых лимфоцитов, активно мигрирующих в тимус, где по мере продвижения от коркового слоя к медуллярному включаются в цепь пролиферативно-дифференцировочных процессов, экс-прессируя на своей поверхности маркерные антигены. В дальнейшем Т-лимфоциты заселяют костный мозг и периферические органы (лимфоузлы и селезенку), осуществляя регуляцию процессов в них [Бернет Ф., 1971; Ярилин А. А., 1985, Дыгай А.М., Клименко H.A., 1992; Ломакин М. С, Арцимович Н. Г., 1992], и тем самым приводят к увеличению общей клеточности данных органов.

После ИС в тимусе было выявлено кратковременное снижение к 4 сут, с последующим повышением на 7 - 21 сут абсолютного числа лимфоидных элементов всех степеней зрелости и ретикулярных клеток (необходимых для их дифференцировки).

Проведение иммобилизации на 3 день после иммунизации приводило к снижению общей клеточности тимуса (ОКТ) на первой неделе эксперимента за счет уменьшения абсолютного количества малых и средних лимфоцитов, временное увеличение их числа наблюдалось на 14 сут. Низкая клеточность тимуса на 4 сут была обусловлена, по всей видимости, миграцией Т-лимфоцитов в стимулированный антигеном костный мозг, а также нельзя исключить в этом случае гибель лимфоцитов под действием высоких концентраций ГК [Корнева ЕА, Клименко В.М., Шхинек Э.К., 1978; Корнева

Е. А., 1990; Дыгай A.M., Клименко НА., 1992; Гольдберг Е.Д., Дыгай A.M., Шерстобоев Е.Ю., 2000]. В сравнении с группой только иммунизированных животных, абсолютное число лимфобластов в группе иммунизированных и иммобилизированных мышей было снижено на 7 и 21 сут. Вероятно, в результате активации в тимусе клеток с супрессорной активностью, рецепторы которых обладают повышенной аффинностью к Р2-адренэргическому влиянию, а также прямого действия глюкокортикоидов на моноциты и другие иммунокомпетентные клетки (нарушение экспрессии рецепторов к ИЛ-2) происходит нарушение пролиферативно-дифференцировочных процессов и усиление миграции Т-лимфоцитов в костный мозг и селезенку [Гольдберг Е. Д., Дыгай А. М., Кириенкова Е. В., 1986; Гольдберг Е. Д., Дыгай А. М., Шахов В. П., 1986; Кор-нева Е. А., Казакова Т. Б., 1999]. Увеличение к 14 сут абсолютного количества лимфо-идных клеток, вероятно, связано со снижением супрессорной активности и ослабления процессов миграции. Результаты эксперимента свидетельствуют о том, что иммобили-зационный стресс, проведенный на 3 сут после иммунизации, приводил к временному нарушению процессов пролиферации и дифференцировки в костном мозге и тимусе активированных антигеном лимфоцитов. Кроме того, как следствие нарушения проли-феративных процессов, было снижено число средних (на 4, 7 и 14 сут) и малых (на 4 и 7 сут) лимфоцитов в тимусе иммунизированных и иммобилизированных мышей в сравнении с только иммунизированными.

Таким образом, иммунизация тимусзависимым антигеном приводила к гипертрофии тимуса, обусловленной увеличением абсолютного числа лимфоидных клеток всех степеней зрелости. ИС на 3 сут после иммунизации и иммобилизационное воздействие также приводили к увеличению числа лимфоидных клеток, но только к 14 и 7 сут соответственно, тогда как первоначальный эффект (4 сут) от воздействия данных факторов заключался в снижении числа лимфоидных клеток и как следствие, уменьшении общей клеточности тимуса.

Исследование общей клеточности селезенки (ОКС) животных после иммунизации позволило выявить высокое содержание спленоцитов на 4 и 21 сут в основном за счет повышения числа лимфоцитов и лимфобластов, а пролимфоцитов и стромальных элементов на протяжении всего эксперимента, что может свидетельствовать о мощной пролиферативной и дифференцировочной активности лимфоидных клеток, индуцированной ЭБ. Возможно, что миграция незрелых В-клеток из костного мозга и зрелых активированных Т-лимфоцитов из тимуса (необходимых компонентов "трехклеточной системы кооперации"), также вносит свой вклад в увеличении клеточности селезенки [Петров Р.В., Манько В.М., 1983; Галактионов В.Г., 1998; Ярилин А.А., 1999]. Подтверждением усиления пролиферативно-дифференцировочных и миграционных процессов служит увеличение в селезенке на 4, 7 и 21 сут после введения антигена абсолютного количества моноцитов. Известно, что они выполняют антигенпрезентирую-щую функцию путем поглощения антигена, переработки и презентации его в иммуно-генной форме в комплексе с молекулой II класса МНС [Галактионов В.Г., 1998; Яри-лин А.А., 1999]. Антиген, ассоциированный с макрофагом, в 100 - 1000 раз более им-муногенен, чем нативный антиген [Кульберг А.Я.,1985; Галактионов В.Г., 1986,1998].

ИС приводил к снижению ОКС на 21 сут за счет снижения абсолютного количества малых лимфоцитов, наблюдаемого также и на 4 сут. В связи с тем, что число лим-фобластов на 4 сут, пролимфоцитов и ретикулярных клеток на 4, 7, 14 сут было повышено, можно предположить наличие в селезенке активных пролиферативно-дифференцировочных процессов, а снижение количества зрелых форм лимфоцитов может говорить об активации перераспределительных процессов, приводящих к по-

вышению числа данных форм клеток в костном мозге на 4-7 сут ("лимфоидный пик") и в периферической крови (к 21 сут).

Проведение ИС после иммунизации приводило к снижению на 4 сут абсолютного числа лимфоцитов до уровня фоновых значений, что, вероятно, связанно с миграцией данных клеток в периферическую кровь. Уменьшение содержания количества лимфоцитов и лимфобластов на 21 сут - возможно, с нарушением дифференцировки молодых активированных лимфоидных клеток, вызванным миграцией из костного мозга и тимуса лимфоцитов с супрессорной активностью, а также синтезом активированными макрофагами (увеличение их абсолютного количества на 14 сут) ПГЕ2, который приводит к отмене аутостимулирующего влияния ИЛ-1 на свою продукцию [Маркова Е.В., 1991; Гольдберг Е.Д., Дыгай А.М., Хлусов ИА, 1993; Орловская И.А., Шкловская Е.В., Козлов В.А., 1996], ингибирует пролиферацию лимфоцитов, стимулированных антигеном, и усиливает супрессорные функции Т-лимфоцитов [Повещенко А.Ф., 1987; Маркова Е.В., 1991]. После иммобилизации иммунизированных животных не наблюдалось повышения абсолютного числа моноцитов на 4 и 21 сут, как при иммунизации, а увеличение было отмечено лишь на 14 сут и, возможно, было связано с накоплением в селезенке в данный период Т-хелперных клеток, секретирующих цитокины, способные усиливать хемотаксис и функциональную активность моноцитов [Петров Р.В., Манько В.М., 1983; Гольдберг Е.Д., Дыгай А.М., Богдашин И.В., 1992; Натан Д.Г., Зифф К.А., 1994; Галактионов В.Г., 1998].

Иммунизация приводила к снижению абсолютного количества клеток эритро-идного ростка в селезенке, возможно, в результате торможения синтеза моноцитами и активированными Т-лимфоцитами эритропоэтина, а также за счет снижения миграции эритроидных прекурсоров го костного мозга в селезенку [Гольдберг Е.Д., Дыгай А.М., Хлусов И.А., 1997]. ИС, в свою очередь, приводил к повышению числа эритроидных клеток, сохранившемуся на протяжении всего эксперимента. Это могло быть связано с активацией пролиферации эритроидных прекурсоров в ответ на увеличении секреции макрофагами селезенки ЭПА и миграции их из костного мозга. Иммобилизация на 3 сут после антигенной стимуляции не приводила к каким либо изменениям эритропоэза в селезенке.

Таким образом, антигенная стимуляция вызывала увеличение ОКС за счет значительного повышения содержания лимфоидных клеток всех степеней зрелости и моноцитов. Иммобилизация приводила к снижению числа зрелых форм лимфоидных клеток и увеличению абсолютного количества пролимфоцитов, моноцитов и эритро-идных клеток. Абсолютное количество малых лимфоцитов после ИС, проведенного на фоне иммунизации, оставалось неизменным и находилось на уровне фона, а незначительное повышение общей клеточности селезенки было вызвано увеличением числа пролимфоцитов и митозов лимфоидных клеток.

В результате проведенных исследований было установлено, что иммунизация тимусзависимым антигеном мышей линии СБА/СаЬас приводила к стимуляции лим-фоидного и эритроидного ростков кроветворения в костном мозге, лимфоидного - в селезенке и тимусе, увеличивала количество сегментоядерных нейтрофилов, лимфоцитов и моноцитов в периферической крови. Иммобилизация вызывала увеличение абсолютного количества лимфоидных и эритроидных клеток в костном мозге, лимфоидных элементов - в тимусе. Стресс приводил к увеличению абсолютного количества про-лимфоцитов, моноцитов и эритроидных клеток в селезенке, общего количества лейкоцитов в периферической крови. Иммобилизация на фоне иммунизации вызывала снижение абсолютного количества лимфоидных клеток и моноцитов, с одновременной ак-

тивацией эритропоэза и накоплением в костном мозге зрелых форм клеток нейтро-фильного ряда. После ИС на фоне иммунизации в тимусе отмечалось снижение абсолютного числа лимфоидных, ретикулярных и эритроидных клеток, в селезенке — возрастание содержания молодых форм лимфоидных элементов, ретикулярных клеток и эозинофилов и достоверное снижение числа плазматических и эритроидных клеток. Таким образом, ИС, проведенный на 3 сут после иммунизации, приводил к угнетению лимфоидного и эритроидного ростков кроветворения в центральных и периферических лимфоидных органах, в отличие от иммунизированных и только иммобилизированных животных, у которых наблюдалась стимуляция указанных ростков кроветворения.

На следующем этапе нами были исследованы некоторые показатели гуморального и клеточного иммунитета, неспецифической резистентности организма. В частности, изучение фагоцитарной активности перитонеальных макрофагов (ФАПМ) выявило ее повышение на 4 и снижение на 21 сут после антигенной стимуляции. Повышение ФАПМ было вызвано взаимодействием резидентных макрофагов с антигеном, которое приводит к их активации и синтезу ИЛ-1 и ФНО, обладающих аутоактивационными способностями [Козлов В. А., Громыхина Н. Ю., 1987; Маянский А. Н., Невмятуллин А.Л., Маянский Н.А., 1995; Симбирцев А. С, 1998]. Снижение ФАПМ к 21 сут, вероятно, связано с элиминацией антигена и запуском центральных механизмов супрессии, вызванных повышением концентрации ИЛ-1 и ФИО в нейрональных структурах гипоталамуса, посредством усиления синтеза кортиколиберина и последующим увеличением уровня глюкокортикоидных гормонов [Михайлова А. А., 1992; Девойно Л. В., 1998; Корнева Е. А., Рыбакина Е. Г. и др., 1998; Акмаев И. Г., Гриневич В. В., 2001]. ИС на фоне иммунизации, а также одна иммобилизация в отличие от иммунизации не только не приводили к увеличению ФАПМ на 4 сут, но и достоверно снижали ее как к 4-7 сут. На 14 и 21 сут в этих группах наблюдалась обратная динамика изучаемого показателя, характеризующаяся увеличением по сравнению с иммунизированной группой. Снижение ФАПМ на первой неделе эксперимента могло быть вызвано чрезмерной активацией макрофагов (синтез ИЛ-1, ИЛ-6, ФНОа и ПГЕ2а), обусловленной наложением стимулирующего влияния ИС [Гольдберг Е. Д., Дыгай А. М., Хлусов И. А., 1997] и иммунизации [Громыхина Н. Ю., Орловская И. Н., Дубинина Л. В., 1995], приводящих к усилению синтеза и секреции надпочечниками ГК, которые блокируют синтез растворимых активационных факторов макрофагами и моноцитами и их функциональную активность [Манько В. М., 1981; Девойно Л. В., Ильюченок Р. В., Калашникова Е. А., Кокаровцева С. Н., Пухальский А. Л., 2000]. Увеличение поглотительной активности макрофагов на 14 и 21 сут могло быть вызвано снижением супрессорного влияния ГК и миграцией моноцитов из костного мозга и селезенки на периферию.

У иммунизированных мышей СВА/Са Lac было выявлено снижение абсолютного количества СЕ)4+-лимфоцитов в селезенке на 4 сут исследования, в то время как количество CD8+- клеток в селезенке возросло. Хорошо известно, что иммунизация антигеном уже через 3 сут приводит к увеличению числа Т- клеток с супрессорной активностью, которые ингибируют иммунный ответ, воздействуя на Т-хелперы [Кульберг АЛ., 1985; Манько В.М., Хаитов P.M., 1987]. По-видимому, роль Т- клеток, осуществляющих супрессирующую функцию, состоит в генерации неспецифических сулрес-сорных сигналов, направленных на ограничение и прекращение иммунного ответа [Хаитов P.M., 2001]. Выявленное повышение числа CD4+- лимфоцитов на 4 сут в группе иммобилизированных животных может быть связано с перераспределением лимфо-идных клеток, вызванным иммобилизацией. Обусловленное стрессом повышение уровня ГК и р-адренергическая стимуляция приводят к блоку экспрессии рецепторов к

ИЛ-2 и активации лимфоцитов с супрессорной активностью, что, в свою очередь, подавляет пролиферацию и дифференцировку лимфоидных клеток [Корнева Е. А., Казакова Т. Б., 1999]. Данный факт нашел свое подтверждение в эксперименте по определению пролиферативной активности Т- и В-лимфоцитов, где было зафиксировано снижение индекса стимуляции Т-лимфоцитов у иммунизированных и Т- и В- лимфоцитов у иммобилизированных мышей. При этом изучение пролиферативной активности В-лимфоцитов селезенки иммунизированных мышей не выявило достоверных изменений в индексе стимуляции этих клеток. Полученные результаты соответствуют данным литературы, согласно которым ИС снижает активность лимфоцитов, стимулированных Кон A [Minton J.E., Apple J.K., Parsons K.M., Blecha F., 1995], при этом состояние равновесия между Т- и В - лимфоцитарной активностью, характерной для нормальной жизнедеятельности, нарушается из-за угнетения Т-звена иммунитета кор-тизолом, синтез которого индуцируется стрессовым воздействием [Hassing A., Wen-Xi L., Stampfli К., 1996].

При исследовании уровня цитокинов в супернатантах, стимулированных Кон А лимфоцитов селезенки мышей, иммунизированных ЭБ, наблюдалось снижение выработки ИЛ-2 на 7 сут исследования. Исследуемый цитокин вырабатывается наивными Т-лимфоцитами и активизирует их дифференцировку до зрелых Т-лимфоцитов посредством активации продукции ИФН-у [Беклемишев Н.Д., 1995; Галактионов В.Г., 1998; Хаитов Р.М., 2001]. Затем ИЛ-2 продуцируется Т-хелперами 1 типа, влияя на функциональную активность АПК. При этом был зарегистрирован высокий уровень ИЛ-10 на 4 сут опыта. Известно, что данный лимфокин, вырабатываемый Т-хелперами 2 типа, ингибирует Т-хелперы 1 типа [Беклемишев Н.Д., 1995; Sedlik С, De'riaud E., Leclerc С, 1997; Галактионов В.Г., 1998; Хаитов P.M., 2001], и, вероятно, поэтому нами было выявлено снижение продукции ИЛ-2 спленоцитами, угнетение пролифера-тивной активности Т-лимфоцитов в селезенке иммунизированных мышей и активация гуморального иммунного ответа

ИС подавлял синтез ИЛ-2 на 1 и 4 сут, а ИЛ-10 - на 1 сут эксперимента, что объясняется тем, что ГК ингибируют транскрипцию генов провоспалительных и про-аутоиммунных обязательных для пролиферации Т-хелперных лимфо-

цитов в Th I [Wick G., Hu Y., Schwarz S., Kroemer G., 1993], но не влияют на продукцию ИЛ-10 [Elenkov I.J., Webster EX., Torpy D.J., Chrousos G.P., 1999]. Иммобилизаци-онное воздействие, проведенное на фоне иммунизации, приводило к активации синтеза ИЛ-2 и угнетало выработку ИЛ-10 на начальных сроках наблюдения. Известно, что введение антигена, в частности, эритроцитов барана, направляет иммунный ответ по Th 2, запуская процессы пролиферации и дифференцировки В-лимфоцитов, так же, как и стрессовое воздействие сдвигает баланс Th 1/Ih 2 в сторону цитокинов второго типа (в нашем исследовании - ИЛ -10) [Elenkov I.J., Chrousos G.P., Wilder R.L., 2000], что приводит к дисрегуляции иммунного ответа [Marshall G.D., Agarwal S.K., Lloyd С. et al., 1998]. Возможно, истощение Th 2 звена явилось следствием его гиперактивации, а антагонизм между ТЫ и Th2 звеньями привел к активации синтеза ИЛ-2 [Беклемишев Н.Д., 1995; Галактионов В.Г., 1998; Хаитов Р.М., 2001; Sedlik С, De'riaud E., Leclerc С, 1997; Ahmed S. Т., Ivashkiv L. В., 2000].

Влияния ИС на клеточный иммунный ответ исследовали в реакции гиперчувствительности замедленного типа при моделировании однократной 16-часовой иммобилизации одновременно с сенсибилизацией или в период после сенсибилизации одновременно с введением разрешающей дозы антигена. Согласно нашим данным, ИС не угнетал процесс образования клона антигенспецифических Т-лимфоцитов, но подав-

лял способность этих лимфоцитов продуцировать провоспалительные цитокины, что согласуется со сниженным уровнем ИЛ-2 (провоспалительный и проаутоимунный ци-токин) под влиянием ИС, выявленного нами в предыдущей серии экспериментов.

После антигенной стимуляции ЭБ нами было выявлено достоверное увеличение абсолютного количества антителообразующих клеток в селезенке на 4 и 21 сут эксперимента, с пиком накопления на 4 сут. Снижение до фоновых значений АОК в селезенке на 7 сут исследования может быть связано с активацией Т-лимфоцитов с супрес-сорной активностью, ответственных за снижение уровня и продолжительность иммунного ответа. Помимо Т-лимфоцитов регуляторную роль могут играть и В-клетки, которые содержатся в костном мозге, селезенке и лимфатических узлах и угнетают анти-телогенез in vivo [Петров Р.В., Хаитов P.M., 1982; Калинкович А. Г., Карсонова М. И., 1989; Пинегин Б.В. Калинкович А. Г., 1986; Сидорович И.Г., Власов АЛ., Хаитов Р.М., 1987; Хаитов Р. М., 2001].

ИС, проведенный на фоне иммунизации, не приводил к повышению абсолютного количества АОК в селезенке, и их число было достоверно снижено по сравнению с иммунизированными животными. Учитывая факт повышения общей клеточности селезенки на 4 и 21 сут, можно предположить, что снижение числа АОК связано с нарушение дифференцировочных процессов. Причиной нарушения созревания АОК на ранних этапах исследования может служить миграция из тимуса и костного мозга клеток с супрессорной активностью, в связи с тем, что данная популяция клеток наиболее чувствительна к влиянию адреналина и норадреналина при психоэмоциональном стрессе [Корнева Е. А., Казакова Т. Б., 1999]. Супрессорные клетки снижают функциональную активность Т-хелперных клеток и, соответственно, уменьшают возможность перехода зрелых В-лимфоцитов в антителопродуценты. Необходимо отметить, что снижение уровня ИЛ-10, зафиксированное в нашем эксперименте, по всей видимости, также повлияло на содержание АОК в селезенке, так как в норме данный цитокин направляет иммунный ответ по Th 2, запуская процессы пролиферации и дифференци-ровки В-лимфоцитов [Беклемишев Н.Д., Хаитов P.M., 2001; Sedlik С, De'riaud E., Le-clerc С, 1997; Ahmed S. Т., Ivashkiv L. В., 2000].

При определении суммарного титра антител после иммунизации животных эритроцитами барана было выявлено достоверное его увеличение, с максимумом на 7 сут, сохранившееся на протяжении всего эксперимента. Известно, что титр различных изотипов иммуноглобулинов имеет характерную временную динамику [Петров Р. В., 1982; Кульберг А. Я., 1985; Ройт А., 1991; Галактионов В.Г., 1998]. Первыми синтезируются низкоаффинные IgM, титр которых достигает максимума на 4 сут, с последующим резким снижением. Затем, АОК селезенки начинают синтезировать специфические высокоаффинные IgG, достигающие максимальной секреции и выхода на плато к 7 сут. С 14 по 21 сут отмечается снижение их до фоновых значений [Петров Р. В. 1981,1985; Кульберг А.Я., 1985; Галактионов В.Г., 1998]. Иммобилизация на фоне антигенной стимуляции также приводила к увеличению суммарного титра антител, сохранявшегося до конца эксперимента, но уже с максимумом на 14 сут. Данная динамика повышения уровня антител в сыворотке крови может быть обусловлена нарушением дифференцировки плазматических клеток, выражающейся в нарушении процесса переключения синтеза иммуноглобулинов, вызванной дефицитом растворимых акти-вационных факторов Т-хелперных клеток (ИЛ-4, 5, 6) [Гольдберг Е.Д., Дыгай A.M., Богдашин И.В., 1991; Забродский П.Ф., Германчук В.Г., 2000].

Таким образом, иммунизация животных тимусзависимым антигеном приводила к стимуляции иммунной системы, характеризующейся увеличением активности пери-

тонеальных макрофагов, высоким уровнем ИЛ-10, ответственного за развитие иммунного ответа по ТЬ2 типу, абсолютного числа антителообразующих клеток в селезенке, суммарного титра антител в сыворотке крови.

ИС снижал ФАПМ, индекс стимуляции как Т-, так и В-лимфоцитов в селезенке, уровень ИЛ-2 и ИЛ-10, способность антиген-специфических Т-лимфоцитов продуцировать провоспалительные цитокины в очаге воспаления, повышая при этом количество СБ4+ и СБ8+ лимфоцитов в селезенке.

Проведенный на фоне развивающегося иммунного ответа ИС снижал поглотительную способность макрофагов, активизировал синтез ИЛ-2 и подавлял ИЛ-10, угнетая развитие иммунного ответа по гуморальному ТИ2 типу, не приводил к увеличению абсолютного количества АОК в селезенке, суммарный титр антител в сыворотке крови значительно снижался по сравнению с иммунизированной группой и достигал максимума только на 14 сут.

Иммунизация мышей линии ББД/2 приводила к снижению общего количества миелокариоцитов по сравнению с фоновой группой. Наибольший вклад в снижение клеточности костного мозга внесло уменьшение числа лимфоидных, эритроидных клеток и незрелых нейтрофильных лейкоцитов. При этом, в периферической крови, было отмечено уменьшение абсолютного числа палочкоядерных и сегментоядерных ней-трофилов и моноцитов, сохранившееся практически на протяжении всего эксперимента. Наблюдавшееся уменьшение общей клеточности костного мозга, вероятно, связано с миграцией клеток из центрального кроветворного органа на периферию.

Возрастание числа лимфоидных клеток всех степеней зрелости и ретикулярных клеток в тимусе в ранние сроки после иммунизации приводило к увеличению общей клеточности исследуемого органа. Косвенным свидетельством запуска пролифератив-но-дифференцировочных процессов может служить увеличение числа бластных форм лимфоцитов и ретикулярных клеток в тимусе, роль которых заключается в создании микроокружения гемопоэтическим клеткам [Гольдберг Е.Д., 1989].

Иммунизация вызывала увеличение количества спленоцитов на 4 и 21 сут эксперимента в основном за счет возрастания числа лимфоидных клеток на ранних сроках наблюдения и эритроидных - на поздних. Нарастание количества лимфоидных клеток в селезенке, возможно, было обусловлено процессами миграции из центральных лим-фоидных органов в периферические и необходимостью регуляции процессов, проходящих на их территории [Ярилин А. А., 1985, Ломакин М. С, Арцимович Н. Г., 1992].

ИС приводил к снижению ОКК мышей в сравнении с фоном, что сохранилось в течение всего периода исследования. Уменьшение общего числа миелокариоцитов было вызвано падением численности лимфоидного и эритроидного ростков кроветворения и ретикулярных клеток. В периферической крови в течение всего периода наблюдения отмечалось высокое содержание сегментоядерных нейтрофильных лейкоцитов и лимфопения. Отмеченная в периферической крови лимфопения может свидетельствовать о том, что через кровоток происходит транспортировка лимфоцитов, а количество лимфоцитов в крови отражает баланс между приходящими и уходящими клетками [Зимин Ю.И., 1983].

Проведенное 16-часовое стрессовое воздействие приводило к падению ОКТ по сравнению с фоном, явившимся следствием депрессии количественного состава лимфо-идных элементов всех степеней зрелости и снижения числа ретикулярных клеток. Падение абсолютного количества ретикулярных клеток может служить косвенным признаком нарушения процессов пролиферации и дифференцировки в тимусе, инициированного стрессовым воздействием [Зимин Ю.И., 1983; Баева Е.В., Бабарэ Г.М., 1987].

В группе мышей, подвергнутых ИС, снижение общей клеточности селезенки на раннем этапе наблюдения происходило в основном за счет лимфоидных клеток, эрит-рокариоцитов, моноцитов, которое в дальнейшем сменялось нарастанием числа эрит-роидных и лимфоидных элементов и, как следствие, приводило к повышению клеточ-ности исследуемого органа. Селезенка принимает активное участие в процессах кровообразования, кроверазрушение и регуляции гемопоэза. У грызунов селезенка является активным гемопоэтическим органом и при ряде патологических процессов берет на себя кроветворную функцию [Iverson P.O., Benestad H.B., Nicolaysen G., 1992]. С учетом данных о снижении клеточности костного мозга и нарушении процессов пролиферации в костном мозге и тимусе, вызванным ИС, можно предположить, что повышение клеточности селезенки является следствием перераспределения морфологического состава центральных лимфоидных органов по направлению к селезенке.

Иммобилизация после иммунизации у мышей линии DBA/2 приводила к достоверному снижению общего количества ядросодержащих клеток костного мозга относительно фоновых значений на протяжении всего периода наблюдения. При этом в сравнении с группой иммунизированных животных, в группе иммобилизированных и иммунизированных мышей общая клеточность костного мозга превышала соответствующие значения на 7 сут за счет нарастания числа незрелых нейтрофильных грануло-цитов в эти же сроки наблюдения и эритрокариоцитов - на 7 и 21 исследования. В периферической крови наблюдалось снижение числа лимфоцитов, палочкоядерных ней-трофильных и эозинофильных лейкоцитов и моноцитов.

У мышей DBA/2, иммобилизированных на 3 сут после иммунизации, в сравнении с иммунизированными животными, клеточность тимуса была существенно снижена на 4 сут, при этом отмечено падение числа властных форм на 7 и 21 сут и малых форм лимфоцитов - на 4 и 7 сут. Падение интенсивности пролиферативных процессов в тимусе сопровождалось снижением числа молодых (бластных) форм лимфоцитов и ретикулярных клеток (клеток микроокружения). Миграционные процессы, происходившие в центральном лимфоидном органе, нашли свое отражение в снижение числа малых форм лимфоцитов в тимусе и повышении абсолютного количества лимфоидных клеток в селезенке мышей этой же группы. Таким образом, основной вклад в снижение клеточности органа внесло уменьшение абсолютного числа лимфобластов, малых лимфоцитов и ретикулярных клеток.

В сравнении с иммунизированными животными, в группе мышей, перенесших иммобилизацию на фоне иммунизации, ОКС превышала соответствующие значения на 7 и 14 сут и уменьшалась на 21 сут. Основную роль сыграло в этом повышение числа лимфоцитов на 7 и 14 сут и эритрокариоцитов на 7 сут, с последующим снижением показателя к 21 сут в сравнении с иммунизированной группой. Таким образом, повышение клеточности исследуемого органа было связано с возрастанием абсолютного количества лимфоидных клеток и эритроидных клеток.

Итак, как показали наши исследования, иммунизация антигеном мышей DBA/2 приводила к перераспределению морфологического состава клеток костного мозга за счет снижения содержания лимфоидных и эритроидных клеток, в меньшей степени -за счет незрелых нейтрофильных лейкоцитов. При этом в тимусе наблюдалось увеличение клеточности органа за счет повышения количества лимфоидных элементов всех степеней зрелости и ретикулярных клеток, а в селезенке - стимуляция лимфоидного и эритроидного ростков кроветворения. ИС приводил к снижению ОКК за счет уменьшения числа лимфоидных, эритроидных и ретикулярных клеток в костном мозге, числа палочкоядерных нейтрофилов, эозинофилов и моноцитов в периферической крови,

вызывал снижение количества лимфоидных элементов всех степеней зрелости и числа ретикулярных клеток в тимусе и стимуляцию эригроидного и лимфоидного ростков кроветворения в селезенке. В группе животных, перенесших ИС после иммунизации антигеном, основной вклад в снижение ОКК вносило падение числа лимфоидных, эритроидных и ретикулярных клеток, тимуса - уменьшение абсолютного числа лим-фобластов, малых лимфоцитов и ретикулярных клеток, тогда как в селезенке наблюдалась стимуляция лимфоидного и эритроидного ростков кроветворения.

Иммунизация животных тимусзависимым антигеном и ИС, проведенный на фоне иммунизации, способствовали статистически значимому повышению фагоцитарной активности. В тоже время, в группе иммунизированных и иммобилизированных мышей уровень ФАПМ на 4 и 7 сут исследования был ниже, чем в группе иммунизированных животных. ИС приводил к снижению изучаемого показателя относительно фона, что можно рассматривать как результат действия ГК [Манько В.М., 1981; Калашникова Е.А., Кокаровцева С.Н., Пухальский А.Л., 2000], которые снижают функциональную активность макрофагов и моноцитов.

На следующем этапе эксперимента было выявлено, что иммунизация мышей тимусзависимым антигеном приводила к снижению числа Т-общих лимфоцитов в костном мозге и селезенке, повышению числа Т-хелперов в костном мозге и снижению числа В-лимфоцитов ниже фоновых значений в селезенке. ИС вызывал снижение количества В-лимфоцитов в костном мозге на 4 сут, Т-общих клеток - в костном мозге и селезенке на все сроки исследования, Т-хелперов - в селезенке на 4, 11 и 18 и повышение числа Т-хелперов в костном мозге (на 1 сут). ИС, проведенный на фоне иммунизации, приводил к снижению количества Т-общих лимфоцитов и В-лимфоцитов и возрастанию числа Т-хелперов в костном мозге и селезенке. При этом как иммунизация, так и ИС приводили к снижению числа СБ4+- и СВ8+-лимфоцитов в селезенке экспериментальных животных. ИС, проведенный на 3 сутки после иммунизации, приводил к увеличению количества СБ4+- и СБ8+-лимфоцитов.

В эксперименте по определению пролиферативной активности Т- и В- лимфоцитов селезенки у иммунизированных и иммобилизированных мышей было показано, что у животных, перенесших иммунизацию, либо ИС, было отмечено повышение индекса стимуляции Т-лимфоцитов на 4 сут исследования. Стимуляции пролифератив-ной активности В-лимфоцитов при их культивировании с ЛПС в группах иммунизированных, либо иммобилизированных мышей, не наблюдалось.

В ходе проведенного исследования было выявлено, что иммунизация антигеном приводила к повышению абсолютного числа АОК в селезенке мышей относительно фона на всем протяжении исследования. ИС, проведенный на 3 сут после иммунизации, вызывал повышение числа плазматических клеток на 4, 7 и 21 сут, но на 4,7 и 14 сут изучаемый показатель был ниже соответствующего значения в иммунизированной группе. Причиной нарушения созревания АОК может служить поступление из тимуса и костного мозга клеток с супрессорной активностью, так как считается, что данная популяция клеток чувствительна к влиянию адреналина и норадреналина при стрессе [Корнева Е. А., Казакова Т. Б., 1999]. Результаты нашего исследования по определению пролиферативной активности В-лимфоцитов при их культивировании с ЛПС в группах иммобилизированных мышей дают основание полагать, что нарушение процессов пролиферации и дифференцировки незрелых форм В-лимфоцитов до антитело-продуцентов в селезенке мышей ББД/2 при стрессе не являются определяющими в механизме снижения абсолютного числа АОК в селезенке.

При изучении функциональной активности плазматических клеток с помощью определения уровня специфических гемагглютининов в сыворотке крови иммунизированных животных было выявлено, что максимальный титр ^М-антител приходился на 4 сут, а 1яО- на 14 сут. В группе животных, перенесших ИС на фоне иммунизации антигеном, наблюдалось два пика накопления 1яМ-антител в сыворотке крови - на 7 и 21 сут. При этом, максимальный титр 1яО-антител наблюдался на 14 сут. Таким образом, иммунизация антигеном приводила к увеличению числа антителообразующих клеток на всем протяжении наблюдения с пиком накопления антителопродуцентов в селезенке и 1яМ-антител в сыворотке крови на 4 сут опыта, 1яО - на 14 сут. ИС, проведенный на фоне иммунизации, вызывал повышение числа плазматических клеток на 4 и 21 сут, но в меньшей степени, чем у иммунизированных животных, в сыворотке крови наблюдался сдвиг накопления титра 1яМ-антител на 7 сут.

Подытоживая результаты исследования можно заключить, что иммунизация антигеном стимулировала ФАПМ у мышей ББД/2, приводила к снижению числа Т-общих лимфоцитов в костном мозге и селезенке, повышению числа Т-хелперов в костном мозге и снижению числа В-лимфоцитов ниже фоновых значений в селезенке, снижению числа СБ4+- и СБ8+-лимфоцитов в селезенке, стимулировала пролифера-тивную активность Т-лимфоцитов, приводила к увеличению числа АОК на всем протяжении наблюдения. ИС вызывал угнетение ФАПМ, снижал число В-лимфоцитов в костном мозге на 4 сут, Т-общих клеток в костном мозге и селезенке на все сроки исследования, и повышал числа Т-хелперов в костном мозге, приводил к снижению числа СБ4+- и СБ8+-лимфоцитов в селезенке, стимулировал пролиферативную активность Т-лимфоцитов. ИС, проведенный на фоне иммунизации, стимулировал ФАПМ, приводил к снижению количества Т-общих лимфоцитов и возрастанию числа Т-хелперов в костном мозге и селезенке, снижению числа В-лимфоцитов в селезенке, повышало количество СБ4+- и СБ8+-лимфоцитов и число АОК на 4 и 21 сут, но в меньшей степени, чем у иммунизированных животных, в сыворотке крови наблюдался сдвиг накопления титра 1яМ-антител на 7 сут.

Влияние иммунизации на костномозговое кроветворение у мышей линии БЛЬБ/с, заключалось в том, что ОКК мышей на 4 сут наблюдения была достоверно ниже фоновых значений за счет лимфоидных элементов, эозинофильных и зрелых нейтрофильных лейкоцитов. На 7 сут содержание зрелых нейтрофилов увеличивалось на 72% от фона, а эритроидных - снижалось. На 14 и 21 сут отмечалось существенное снижение числа лимфоидных клеток, зрелых нейтрофилов. В периферической крови процессы, залу-, щенные введением антигена, сопровождались развитием лимфоцитоза и нейтрофильно-го лейкоцитоза Наблюдаемое уменьшение исследуемых показателей в костном мозге, вероятно, связано с перераспределением морфологического состава кроветворного органа, при этом снижение абсолютного числа миелоидных клеток, сопровождалось повышением числа сегментоядерных нейтрофилов в периферической крови.

ИС приводил к снижению в костном мозге числа ретикулярных клеток на всем протяжении наблюдения. На 11 сут после экспериментального воздействия наблюдалось увеличение ОКК в основном за счет зрелых нейтрофильных лейкоцитов. На 18 сут было выявлено увеличение числа лимфоидных клеток в костном мозге. Увеличение ОКК было вызвано, по всей видимости, миграционными процессами из тимуса и селезенки, стимулированных стрессом [Горизонтов П.Д., Белоусова О.И., Федотова М.И., 1983; Богдашин И.В., Дыгай А.М., Шерстобоев Е.Ю., 1991].

Иммобилизация, проведенная после иммунизации антигеном, приводила к увеличению ОКК. Существенный вклад в нарастание изучаемого показателя внесло уве-

личение числа зрелых клеток миелоидного ряда, лимфоидных и эритроидных клеток. В сравнении с группой иммунизированных животных, в группе мышей, перенесших комбинированное воздействие, ОКК увеличивалась на 4, 14 и 21 сут, при этом был отмечен вклад числа лимфоцитов на 7,14 и 21 сут, зрелых нейтрофильных гранулоцитов на 4,14 и 21 сут и эритрокариоцитов на 7 и 14 сут.

Таким образом, иммунизация тимусзависимым антигеном мышей БДЬБ/с, так же как и у мышей СБД/СаЬас и ББА/2, приводила к перераспределению морфологического состава клеток костного мозга за счет снижения содержания лимфоидных клеток, в меньшей степени, за счет нейтрофильных лейкоцитов. ИС вызывал повышение числа зрелых нейтрофилов и лимфоидных клеток в костном мозге. ИС, проведенный на 3 сутки после иммунизации, вызывал развитие гиперплазии костного мозга за счет увеличения числа зрелых миелоидных, лим-фоидных и эритроидных клеток.

После иммунизации отмечалось увеличение клеточности тимуса в сравнении с фоном на протяжении всего эксперимента, что сопровождалось возрастанием числа лимфобластов, средних и малых лимфоцитов во все сроки исследования. Косвенным подтверждением запуска пролиферативно-дифференцировочных процессов в тимусе в ответ на антиген служит увеличение числа лимфобластов и клеток микроокружения.

16-часовой ИС привел к увеличению общей клеточности тимуса по сравнению с фоном у мышей БДЬБ/с с максимумом накопления тимоцитов (до 605%) на 11 сут после иммобилизации. Повышение клеточности тимуса было обусловлено увеличением числа лимфобластов (на 390%) на 11 сут, средних лимфоцитов во все сроки исследования, малых лимфоцитов на 4, 11 и 18 сут. Вероятно, повышение к 7 сут числа лим-фоидных клеток в тимусе было вызвано миграцией из костного мозга незрелых клеток.

В группе мышей, иммобилизированных после иммунизации, отмечалось увеличение общего числа ядросодержащих элементов в тимусе на 4,14 и 21 сут эксперимента, которое сопровождалось возрастанием количества малых и средних лимфоцитов, лимфобластов - на 14 сут в сравнении с фоновыми животными. Увеличение числа малых и средних лимфоцитов может свидетельствовать о преобладании миграционных процессах в начальной стадии ответа на ИС и подключении пролиферативных процессов после ослабления супрессорного влияния стресса. При сравнении с группой иммунизированных животных отмечалось снижение клеточности тимуса на 4, 7 сут за счет уменьшения числа лимфобластов, средних и малых лимфоцитов.

Таким образом, иммунизация корпускулярным антигеном вызывала увеличение числа лимфоидных элементов всех степеней зрелости и ретикулярных клеток в тимусе мышей БДЬБ/с. Изменение морфологического состава тимуса иммобилизированных животных заключалось в основном в нарастании числа больших и малых форм лим-фоидных клеток, а у мышей, перенесших иммобилизацию на 3 сутки после иммунизации, - средних и малых лимфоцитов.

Иммунизация приводила к увеличению количества спленоцитов по сравнению с фоном. В большей степени это было связано с высоким содержанием лимфоидных клеток, эритрокариоцитов, ретикулярных и незрелых миелоидных клеток. При этом количество эритроидных и ретикулярных клеток было достоверно выше фоновых значений на всем протяжении исследования. ИС вызывал достоверное снижение общей клеточности селезенки за счет уменьшения количества зрелых нейтрофилов, лимфо-идных и ретикулярных клеток. Количество эритроидных клеток превышало фоновые значения на 1, 4 и 11 сут. ИС, проведенный после иммунизации, вызывал увеличение клеточности селезенки на 14 и 21 сут. При этом, содержание эритроидных клеток было выше фоновых значений с 4 по 21 сут, незрелых - на 4, 7,14 и 21 сут и зрелых нейтрофильных лейкоцитов на 7 и 14 сут исследования. В сравнении с группой иммунизиро-

ванных животных общая клеточность селезенки была ниже соответствующих значений на 4,14 и 21 сут, при этом количество лимфоцитов было ниже значений в иммунизированной группе на всем протяжении наблюдения, эритрокариоцитов - на 14 и 21 сут, а число нейтрофильных гранулоцитов превышало соответствующие значения у иммунизированных животных на всем протяжении исследования.

Таким образом, иммунизация тимусзависимым антигеном приводила к гиперплазии селезенки и была связана с увеличением содержания лимфоидных, эритроид-ных и ретикулярных клеток. Иммобилизация вызывала снижение числа зрелых ней-трофильных лейкоцитов, лимфоидных и ретикулярных клеток и стимуляцию эритро-идного ростка кроветворения. Иммобилизационный стресс, проведенный после иммунизации, приводил к увеличению числа миелоидных клеток всех степеней зрелости и эритрокариоцитов.

Как показали наши исследования, иммунизация мышей БАЬБ/с корпускулярным антигеном приводила к снижению в костном мозге числа лимфоидных, зрелых миелоидных клеток и увеличению числа лимфоцитов и сегментоядерных лейкоцитов в периферической крови. Гиперплазия тимуса развивалась за счет нарастания числа средних и малых форм лимфоидных клеток, а в селезенке - за счет повышения количества лимфоидных, эритроидных и ретикулярных клеток. Иммобилизационное воздействие вызывало повышение числа зрелых нейтрофилов и лимфоидных клеток, увеличение числа лимфоцитов и сегментоядерных лейкоцитов в периферической крови. В тимусе наблюдалось нарастание числа средних и малых форм лимфоидных клеток. ИС приводил к снижению числа зрелых нейтрофильных лейкоцитов, лимфоидных и ретикулярных клеток и стимуляции эритроидного ростка кроветворения в селезенке. ИС, проведенный на 3 сутки после иммунизации, вызывал развитие гиперплазии костного мозга за счет повышения количества зрелых миелоидных, лимфоидных и эритроидных клеток, увеличение числа лимфоцитов и сегментоядерных лейкоцитов в периферической крови. Изменение морфологического состава тимуса мышей, перенесших иммо-билизационное воздействие на фоне иммунизации, заключалось в нарастании числа средних и малых форм лимфоидных клеток, в селезенке - числа миелоидных клеток всех степеней зрелости и эритрокариоцитов.

В следующей серии экспериментов исследовались некоторые показатели гуморального и клеточного иммунитета мышей БАЬБ/с. В частности, при иммунизации мышей антигеном было выявлено значительное увеличение ФАПМ на протяжении всего исследования. ИС приводил к стимуляции ФАПМ на 1 сут эксперимента относительно фона, сохранившейся высокой и в другие сроки наблюдения. У мышей, иммо-билизированных на 3 сут после иммунизации, было выявлено достоверное повышение ФАПМ в сравнении с фоновыми животными на 4 сут. Высокая поглотительная активность макрофагов сохранилась и в последующие сроки наблюдения. При этом изучаемый показатель на 14 сут превышал соответствующее значение в группе иммунизированных животных.

У иммунизированных мышей было выявлено снижение абсолютного количества как СБ4+, так и СБ8+- клеток в селезенке, пролиферативной активности Т-лимфоцитов и повышение индекса стимуляции В-лимфоцитов селезенки на 4 и 7 сут. ИС приводил к снижению числа СБ4+- лимфоцитов и повышению числа СБ8+-лимфоцитов на 4 сут, достоверному снижению пролиферативной активности Т- и В-лимфоцитов.

В прямой связи с пролиферативной активностью В-лимфоцитов селезенки, иммунизированных мышей БАЬБ/с находились пики максимального накопления АОК в селезенке - на 4 и 14 сут. Максимальная выработка ^М-антител приходилась на 4 сут, а ^О-антител - на 21 сут. У мышей, иммобилизированных после иммунизации,

минимальное содержание АОК в селезенке выявлено на 7 сут эксперимента, отмечена задержка переключения синтеза ¡яМ-антител на ¡яО-антител в сыворотке крови. При этом выявлено снижение числа АОК на 4 и 7 сут в сравнении с иммунизированными животными.

Итак, иммунизация антигеном стимулировала ФАПМ, снижала число СБ4+- и СБ8+-лимфоцитов в селезенке, угнетала пролиферативную активность Т-лимфоцитов селезенки и стимулировала пролиферацию В-лимфоцитов. У иммунизированных мышей наблюдалось два пика накопления антителообразующих клеток в селезенке - на 4 и 14 сут. Максимальная выработка ¡яМ-антител приходилась на 4 сут, а ¡яО-антител — на 21 сут. Стрессовое воздействие повышало фагоцитарную активность перитонеаль-ных макрофагов, уменьшало количество СБ4+- и увеличивало число СБ8+-лимфоцитов. Стресс угнетал пролиферативную активность Т- и В-лимфоцитов селезенки. ИС, проведенный на 3 сутки после иммунизации, вызывал снижение числа кле-ток-антителопродуцентов на 7 сут и задержку переключения синтеза ¡яМ-антител на ¡яО-антител в сыворотке крови.

Иммунизация мышей линии С57В1/6 приводила к повышению содержания в костном мозге абсолютного количества лимфоидных клеток на 14 и 21 сут. Возможно, за счет их миграции из тимуса и накопления в костном мозге, где мигрировавшие Т-клетки повышают функциональную активность резидентных макрофагов и стромаль-ных механоцитов, формирующих гемопоэзиндуцирующее микроокружение (ГИМ) [Дыгай А.М., Шахов В.П.,1989], в кооперации с которыми усиливают пролифератив-ный и дифференцировочный статус стволовых и коммитированных прекурсоров эрит-ро- и гранулоцитопоэза [Горизонтов П.Д., Белоусова О.И., Федотова Т.А., 1983; Гольдберг Е.Д., Дыгай А.М., Хлусов ИЛ., 1997; Гольдберг Е.Д., Дыгай А.М., Шерстобоев Е.Ю., 2000].

Иммобилизация мышей С57В1/6 приводила к повышению ОКК на 1 сут, сохранявшемуся на протяжении всего периода наблюдения, за счет повышения абсолютного количества лимфоидных клеток, вызванного, вероятно, миграционными процессами из селезенки, приводящими, по нашим данным, к снижению общей клеточности селезенки на 1 сут эксперимента.

Увеличение абсолютного числа лимфоидных клеток в костном мозге иммобили-зированных на фоне иммунизации мышей на 4 сутки исследования, возможно, обусловлено антигенной стимуляцией, в дальнейшем не сохранялось, вероятно, вследствие повышения уровня ГК, вызванного стрессом, что приводит к блоку экспрессии рецепторов к ИЛ-2 (ростовой фактор для лимфоидных клеток) [Корнева Е.А., Казакова Т.Б., 1999]. Иммобилизация после иммунизации тимусзависимым антигеном приводила к снижению абсолютного количества моноцитоидных и лимфоидных клеток в костном мозге на 14 и 21 сут опыта, в отличие от иммунизированных животных. Кроме того, наблюдалось снижение числа незрелых нейтрофильных гранулоцитов на 14 и 21 сут и эритроидных клеток на 4, 7 и 14 сут исследования, в сравнении с иммунизированными животными.

Таким образом, как иммунизация тимусзависимым антигеном, так и иммобили-зационный стресс, приводили к увеличению абсолютного количества лимфоидных клеток и зрелых клеток миелоидного ростка кроветворения. Иммобилизация на фоне иммунизации вызывала угнетение всех ростков кроветворения в костном мозге.

Антигенная стимуляция мышей линии С57В1/6 приводила к увеличению содержания в тимусе абсолютного количества малых (с 7 по 21 сут) и средних (4, 14,21 сут)

лимфоидных клеток. После иммобилизации животных было выявлено повышение ОКТ, за счет увеличения абсолютного количества малых и средних лимфоидных клеток. ИС, проведенный на 3 сут после иммунизации, приводил к снижению ОКТ с 7 по 21 сутки по сравнению со значениями фоновой и иммунизированной групп, за счет уменьшения абсолютного количества лимфоидных клеток всех степеней зрелости. Низкая клеточность тимуса, по всей видимости, была связана со снижением миграции предшественников Т-лимфоцитов из костного мозга, стимулированного антигеном.

Таким образом, иммунизация и ИС приводили к гипертрофии тимуса, обусловленной увеличением абсолютного количества малых и средних лимфоидных клеток. ИС на фоне иммунизации приводил к угнетению лимфоидного ростка кроветворения.

Иммунизация мышей линии C57BI/6 антигеном приводила к увеличению числа лимфоидных клеток на 4 сут эксперимента.

ИС приводил к снижению ОКС на 1 сут, с последующим увеличением данного показателя на 11 и 18 сут эксперимента. Понижение ОКС на 1 сут сопровождалось уменьшением абсолютного числа лимфоидных клеток и зрелых клеток миелоидного ростка. Увеличение содержания лимфоидных элементов к 11 сут, возможно связано с активацией процессов пролиферации и дифференцировки в селезенке.

ИС, проведенный после иммунизации, вызывал увеличение абсолютного количества эритроидных клеток в селезенке на 4, 14 и 21 сут, числа незрелых миелокарио-цитов. Иммобилизационный стресс после иммунизации приводил к уменьшению количества лимфоидных клеток в селезенке на 4 и 14 сут.

Таким образом, антигенная стимуляция приводила к повышению ОКС, за счет увеличения абсолютного числа лимфоидных клеток и незрелых клеток миелоидного ростка. После ИС наблюдалось незначительное уменьшение числа лимфоидных клеток, с последующим повышением и возрастанием количества клеток эритроидного ряда. Иммобилизация на 3 сут после иммунизации вызывала угнетение лимфоидного и стимуляцию эритроидного ростков кроветворения в селезенке.

Итак, у иммунизированных мышей С57В1/6 наблюдалась стимуляция лимфоид-ного ростка кроветворения в костном мозге, числа малых и средних лимфоцитов в тимусе и снижение числа лимфоцитов, зрелых миелоидных клеток и увеличение числа эритрокариоцитов в селезенке. ИС приводил к увеличению числа лимфоидных, эритро-идных и моноцитоидных клеток в костном мозге, числа малых и средних лимфоцитов -в тимусе, незрелых клеток миелоидного ростка и эритроидных клеток - в селезенке. После ИС на фоне иммунизации отмечалось угнетение всех ростков кроветворения в костном мозге, снижение числа лимфоцитов всех степеней зрелости в тимусе, увеличение числа эритрокариоцитов в селезенке на всем протяжении наблюдения.

Изучение ФАПМ у животных, иммунизированных тимусзависимым антигеном, выявило ее повышение на 7 сут, с последующим снижением до фоновых значений на 14 сут. ИС и иммобилизация после иммунизации, в отличие от иммунизации не приводили к увеличению ФАПМ, а достоверно снижали ее с 4 по 21 сут эксперимента. Снижение функциональной активности перитонеальных макрофагов могло быть вызвано чрезмерной активацией макрофагов, обусловленной наложением стимулирующего влияния им-мобилизационного стресса [Гольдберг Е.Д., Дыгай A.M., Хлусов И.А.,1997; Дыгай A.M., Суслов Н.И., Скурихин Е.Г., Чурин А.А., 1997], приводящего к усилению синтеза и секреции надпочечниками глюкокортикоидов [Манько В.М., 1981], блокирующих функциональную активность макрофагов и моноцитов и синтез ими монокинов [Фомичева Е.Е., Рыбакина Е.Г., 1998].

После введения антигена наблюдалось снижение Т-общих и В- лимфоцитов в костном мозге и селезенке. Подобное снижение свидетельствует о наличии процессов миграции иммунокомпетентных клеток из центрального в периферические лимфоид-ные органы [Галактионов В.Г., 1998; Ярилин А.А., 1999; Хаитов P.M., 2001]. Количество Т-хелперов в костном мозге было выше фоновых значений на всем протяжении наблюдения. ИС повышал количество Т-общих клеток и снижал число В-лимфоцитов в костном мозге, Т-общих и В-лимфоцитов - в селезенке. ИС, проведенный на фоне иммунизации, вызывал снижение числа Т-общих и В-лимфоцитов и повышал число Т-хелперных лимфоцитов, как костном мозге, так и в селезенке.

Иммунизация мышей линии С57В1/6 антигеном приводила к снижению числа CD4+-клеток на 4 сут и повышению количества CD4+- и СD8+-лимфоцитов на 7 сут в селезенке экспериментальных животных. Иммобилизационный стресс вызывал повышение количества СD8+-лимфоцитов и снижение числа CD4+-клеток.

Иммунизация угнетала пролиферативную активность стимулированных Кон А Т-лимфоцитов селезенки и не влияла на пролиферацию В-лимфоцитов, стимулированных ЛПС. Иммобилизационный стресс угнетал пролиферативную активность, как Т-, так и В-лимфоцитов селезенки, что соответствуют данным литературы, согласно которым иммобилизационный стресс снижает активность лимфоцитов, стимулированных Кон A [Minton J.E., Apple J.K., Parsons K.M., Blecha F., 1995].

В группе иммунизированных мышей и животных, иммобилизированных на фоне иммунизации, наблюдалась активация синтеза ИЛ-2 спленоцитами. ИС снижал уровень выработки ИЛ-2 в супернатантах стимулированных Кон А спленоцитов, что объясняется тем, что ГК ингибируют транскрипцию генов провоспалительных и проауто-иммунных ИЛ-2 и ИФНу, обязательных для пролиферации ThO - лимфоцитов в Th 1 [Wick G., Ни Y., Schwarz S., Kroemer G., 1993], но не влияют на продукцию ИЛ-10 [Elenkov I.J., Webster E.L., Torpy D.J., Chrousos G.P., 1999]. Во всех группах животных наблюдалась стимуляция по сравнению с исходным уровнем выработки активизированными Кон А спленоцитами ИЛ-10. Так как стрессовое воздействие сдвигает баланс Th 1/Th 2 в сторону цитокинов второго типа (в нашем исследовании — ИЛ-10) [Elenkov I.J., Chrousos G.P., Wilder R.L., 2000], то, возможно, происходит дисрегуляция иммунного ответа [Marshall G.D., Agarwal S.K., Lloyd С. et al., 1998] из-за взаимного наложения стимулирующего действия экспериментальных воздействий. В тоже время, повысившийся уровень ИЛ-2 может свидетельствовать о торможении развития гуморального иммунного ответа из-за неполного подавления синтеза цитокина.

При изучении влияния иммобилизационного стресса на процесс образования клона антиген-специфических Т-лимфоцитов в реакции ГЗТ было выявлено снижение индекса воспалительной реакции (ИВР) по сравнению с фоновыми значениями. При исследовании способности Т-лимфоцитов продуцировать провоспалительные цитоки-ны при встрече с антигеном отмечено снижение ИВР, что подтверждается результатами исследования пролиферативной активности Т-лимфоцитов и уровня ИЛ-2 после иммобилизационного стресса.

Исследование специфического гуморального иммунного ответа в группе иммунизированных животных выявило увеличение содержания АОК в селезенке на 7 сут эксперимента. Снижение содержания АОК в селезенке у иммунизированных животных на 14 и 21 сутки было связано с уменьшением числа лимфоидных клеток в селезенке, что, возможно, свидетельствует о развитии физиологических процессов торможения пролиферации и дифференцировки. Иммобилизация после иммунизации приводила к снижению содержания АОК в селезенке на 4 и 7 сут эксперимента по сравнению с фоновой и

иммунизированной группами. Учитывая факт уменьшения общей клеточности селезенки на 4 и 7 сут, а также то, что ИС угнетал пролиферативную активность В-лимфоцитов селезенки в эти же сроки, можно сделать вывод о нарушении процессов пролиферации и дифференцировки в селезенке. Иммунизация тимусзависимым антигеном не приводила к достоверному изменению титра ^М в сыворотке крови. При определении титра ^О-антител в сыворотке крови у животных иммунизированных выявлено достоверное его увеличение на 4,7,14 сут. Иммобилизация после введения антигена приводила к увеличению титра ^О на 4 и 7 сут, с максимумом на 7 сут.

Таким образом, иммунизация животных тимусзависимым антигеном приводила к стимуляции иммунной системы, характеризующейся увеличением содержания антителообразующих клеток в селезенке, титра ^О в сыворотке крови Иммобилизация на фоне иммунизации тимусзависимым антигеном вызывала снижение содержания АОК в селезенке и увеличение титра ^О.

Итак, у мышей линии С57В1/6 введение антигена снижало число Т-общих лимфоцитов в костном мозге и увеличивало их число в селезенке, повышало количество Т-хелперов в костном мозге и селезенке, но подавляло их пролиферативную активность и стимулировало продукцию ИЛ-2; снижало число В-лимфоцитов в костном мозге и селезенке, но не влияло на их пролиферативную способность и повышало количество СБ4+- и СБ8+-лимфоцитов в селезенке. Иммунизация антигеном приводила к повышению абсолютного числа АОК в селезенке и накоплению специфических иммуноглобулинов в сыворотке крови.

ИС снижал число В-лимфоцитов в костном мозге, Т-общих и В-лимфоцитов — в селезенке, приводил к увеличению количества СБ8+-лимфоцитов и снижению числа СБ4+-клеток, угнетая при этом пролиферативную активность как Т-, так и В-лимфоцитов селезенки, процессы образования клона антиген-специфических Т-лимфоцитов и способность Т-лимфоцитов продуцировать провоспалительные цитоки-ны. ИС снижал уровень выработки ИЛ-2 в супернатантах стимулированных конкана-валином А спленоцитов

ИС, проведенный на фоне иммунизации, вызывал снижение числа Т-общих и В-лимфоцитов как костном мозге, так и в селезенке. Содержание Т-хелперных лимфоцитов было выше значений фоновой и иммунизированной групп. Наблюдалась активация синтеза активизированными конканавалином А спленоцитами ИЛ-2 и ИЛ-10. Иммо-билизационный стресс на фоне иммунизации тимусзависимым антигеном приводил к снижению содержания абсолютного количества АОК и повышению титра ^О.

Введение антигена мышам CC57W приводило к снижению количества зрелых нейтрофилов, эритроидных клеток и моноцитов в костном мозге на 4 сут исследования. На 7, 14, 21 сут наблюдалось увеличение содержания незрелых нейтрофильных лейкоцитов, зрелых - на 7 сут. В тимусе иммунизация мышей приводила к увеличению количества лимфоидных элементов всех степеней зрелости и ретикулярных клеток. Максимальное количество лимфобластов, средних лимфоцитов и ретикулярных клеток было зафиксировано на 7 сут, малых лимфоцитов - на 21 сут. Гиперплазия селезенки иммунизированных животных была связана с накоплением незрелых и зрелых ней-трофилов, лимфоидных клеток и эритрокариоцитов в течение всего исследования

ИС вызывал увеличение числа незрелых нейтрофилов на 18 сут, лимфоидных клеток в костном мозге на 1,4 и 18 сут эксперимента. У иммобилизированных животных в тимусе было выявлено снижение абсолютного числа лимфобластов и средних лимфоцитов на 1 сут, малых лимфоцитов - на 1 и 4 сут. В дальнейшем, процессы инволюции тимуса сменились нарастанием клеточности органа на И и 18 сут, что, в

свою очередь, было связано с увеличением числа лимфобластов на 11 сут, средних лимфоцитов - на 4, 11 и 18 сут, малых - на 11 и 18 сут. В группе мышей, перенесших ИС, было выявлено увеличение клеточности селезенки, что было связано с увеличением числа незрелых и зрелых нейтрофилов, лимфоидных клеток и эритрокариоцитов.

В группе мышей, перенесших ИС на 3 сутки после иммунизации, в костном мозге было выявлено увеличение числа незрелых на 7 и 21 сут, и зрелых нейтрофилов на 4 и 7 сут, лимфоидных клеток - на 4 и 21 сут наблюдения относительно фоновой группы. При этом было отмечено снижение числа эритроидных клеток на 4,7 и 21 сут в сравнение с фоном и на 4 суг в сравнение с иммунизированными животными. В исследуемой группе количество миелокариоцитов превышало соответствующие значения у иммунизированных животных на 4 сут, лимфоцитов — на 4, 7 и 21 сут, зрелых миелокариоцитов — на 4 сут. В группе мышей, иммобилизированных после иммунизации антигеном, отмечалось снижение относительно иммунизированных животных клеточности тимуса на 4, 7 и 21 сут, преимущественно за счет падения числа лимфобластов на 7 суг, средних лимфоцитов - на 7 и 21 суг и малых - на 4 и 7 сут наблюдения. На 14 сут было выявлено увеличение общего числа тимоцитов за счет малых лимфоцитов. ИС, проведенный на 3 сутки после иммунизации, вызывал повышение общей клеточности селезенки на 4, 7 и 14 сут, при этом количество спленоцитов на 7 и 21 сут было достоверно ниже соответствующих значений в группе иммунизированных животных, за счет снижения числа лимфоцитов на 4,7 и 21 сут, эритроидных клеток - на 7,14 и 21 сут.

Итак, в ходе экспериментов было выявлено, что иммунизация тимусзависимым антигеном мышей линии CC57W приводила к кратковременному угнетению миелоид-ного и эритроидного ростков кроветворения в костном мозге с последующей их активацией, возрастанию числа лимфоидных клеток в тимусе, наряду с высоким содержанием эритроидных и миелоидных элементов в селезенке. Влияние иммобилизационно-го стресса на костномозговое кроветворение мышей заключалось в увеличении числа незрелых миелоидных и лимфоидных клеток, при этом наблюдалась инволюция тимуса на начальные сроки исследования и повышение общего количества тимоцитов в дальнейшем, числа миелоидных, лимфоидных и эритроидных клеток в селезенке. Иммобилизация, проведенная после иммунизации, стимулировала миелоидный и лимфо-идный, и угнетала эритроидный ростки кроветворения в костном мозге, снижала кле-точность тимуса на начальные сроки наблюдения и приводила в дальнейшем к развитию гиперплазии тимуса и селезенки.

Следующим этапом исследования явилось изучение некоторых звеньев клеточного и гуморального иммунитета. Было показано, что иммунизация мышей приводила к значительному снижению ФАПМ в сравнении с фоновыми значениями на 4 сут, что сохранялось на протяжении всего периода наблюдения. В группе иммобилизирован-ных животных изучаемый показатель был снижен на 7 сут наблюдения относительно фона. ИС, проведенный на фоне иммунизации, подавлял фагоцитарную активность макрофагов на 7 и 14 сут относительно интактных значений и на 7 и 21 сут относительно иммунизированных животных. Следует отметить, что иммобилизационный стресс не влиял на число СБ4+- клеток в селезенке и вызывал рост количества СБ8+-клеток. После иммунизации и иммобилизационного стресса у мышей линии CC57W не было отмечено достоверных изменений в пролиферативной активности Т- и В-лимфоцитов.

При изучении динамики содержания АОК в селезенке иммунизированных мышей было выявлено максимальное их содержание на 7 сут исследования. В группе животных, перенесших ИС на фоне иммунизации, максимум содержания клеток-

антителопродуцентов отмечался на 7 сут исследования относительно интактных значений и снижение показателя на 21 сут относительно группы иммунизированных животных. Изучение функциональной активности плазматических клеток с помощью определения уровня специфических гемагтлютининов в сыворотке крови мышей исследуемых групп показало, что наибольший титр ¡яМ-антител у иммунизированных мышей был выявлен на 4 и 7 сут. Переключение на синтез ¡яО-антител отмечалось на 14 сут. У мышей, иммобилизированных на фоне иммунизации, максимальный титр ¡яМ-антител был выявлен на 4 сут, переключение на синтез ¡яО-антител, в отличие от группы иммунизированных животных, отмечалось на 21 сут.

Итак, иммунизация тимусзависимым антигеном мышей линии CC57W угнетала фагоцитарную активность перитонеальных макрофагов, не влияла на пролифератив-ную активность Т- и В-лимфоцитов селезенки. Максимальное накопление антителооб-разующих клеток в селезенке после иммунизации тимусзависимым антигеном происходило на 7 сут, а переключение на синтез ¡яО-антител было выявлено на 14 сут. Им-мобилизационный стресс существенно подавлял активность перитонеальных макрофагов и не оказывал значимого влияния на количество СБ4+- клеток, повышая число СБ8+- клеток в селезенке на 4 сут. Иммобилизационный стресс, проведенный на фоне иммунизации, повышал число СБ8+- клеток в селезенке и не оказывал существенного влияния на количество СБ44- клеток и пролиферативную активность Т- и В-лимфоцитов. У мышей, иммобилизированных на фоне иммунизации, значительное число клеток-антителопродуцентов отмечалось на 7 сут. Максимальный титр специфических ¡яМ-антител наблюдался на 4 сут, с переключением на синтез ¡яО-антител на 21 сут.

Таким образом, на основании полученных данных и анализа показателей иммунного ответа нами сделан вывод о различной чувствительности изучаемых линий мышей к тимусзависимому антигену и иммобилизационному стрессу. К подобному заключению нас привели следующие наблюдения.

По уровню гуморального иммунного ответа и поглотительной активности пери-тонеальных макрофагов изученные линии инбредных мышей можно разделить на высоко- и низкоотвечающие на тимусзависимый антиген. В группу высокоотвечающих животных были отнесены мыши линий СБА/СаЬас, ББА/2 и БАЬБ/с.

Иммунизация мышей СБА/СЛас приводила к достоверному возрастанию абсолютного количества АОК в селезенке на 4 сут наблюдения, с сохранением уровня изучаемого показателя выше фоновых значений в течение всего периода исследования. Введение антигена мышам ББА/2 вызывало изменение абсолютного количества АОК, сходные с динамикой соответствующего показателя у мышей СБА/СаЬас, у БАЬБ/с -повышение количества АОК в селезенке на 4 и 14 сут эксперимента по сравнению с фоном.

Наибольший уровень суммарных гемагглютининов в сыворотке крови СБА/СаЬас, иммунизированных эритроцитами барана, наблюдался на 7 сут эксперимента. Максимальное содержание ¡яМ-антител у иммунизированных мышей ББА/2 было зарегистрировано на 4 сут, переключение на синтез ¡яО-антител происходило к 14 сут исследования. Максимум накопления ¡яМ-гемагглютининов в иммунизированной группе мышей БАЬБ/с наблюдался на 4 сут, переключение синтеза ¡яМ- на ¡яО-антитела - на 7 сут.

Иммунизация способствовала усилению ФАПМ мышей СБА/СаЬас, с последующим снижением данного показателя до уровня фона, увеличению активности пе-

ритонеальных макрофагов мышей ББД/2. У БДЬБ/с ФАПМ значительно превышала фоновые показатели, с максимальным пиком на 7 сут.

ИС, проведенный на 3 сут после иммунизации, вызывал снижение числа АОК у мышей СБД/СаЬас в сравнении с иммунизированной группой, при этом на 4 и 14 сут наблюдения изучаемый показатель оставался выше соответствующих значений в ин-тактной группе животных. Содержание АОК в селезенке ББД/2 после ИС на фоне иммунизации к 14 сут снижалось ниже фонового показателя и на 4, 7 и 14 сут ниже значений в иммунизированной группе. В отличие от мышей СБД/СаЬас у ББД/2 количество АОК после ИС восстанавливалось к 21 сут. Стрессовое воздействие после иммунизации у БАЬБ/с вызывало снижение АОК относительно соответствующих значений в иммунизированной группе с 4 по 14 сут исследования.

В группе иммунизированных и иммобилизированных мышей СБД/СаЬас уровень суммарного титра антител оставался ниже уровня соответствующих значений у иммунизированных животных на протяжении всего периода наблюдения. В группе животных ББД/2, перенесших иммобилизационный стресс на 3 сут после иммунизации, отмечалось два пика содержания ^М-антител в сыворотке крови экспериментальных животных - на 7 и 21 сут, что может свидетельствовать о смещение синтеза этого типа гемагтлютининов на более поздние сроки относительно соответствующих значений в иммунизированной группе. Переключение синтеза ^М- на ^О-антитела в группе иммунизированных и иммобилизированных мышей происходило на 14 сут наблюдения. Максимум накопления ^М-гемагглютининов в иммобилизированной и иммунизированной группе мышей БДЬБ/с наблюдался на 4 сут, переключение синтеза ^М- на ^О-антитела - на 7 сут.

ИС приводил к снижению ФАПМ в группах иммунизированных и иммобилизи-рованных животных СБД/СаЬас и ББА/2 на 4 и 7 сут наблюдения в сравнении с соответствующими значениями в фоновой и иммунизированной группах и последующим возрастанием уровня изучаемого показателя выше соответствующих значений в фоновой и иммунизированной группах у мышей СБД/СаЬас. ФАПМ в группе иммунизированных и иммобилизированных мышей БДЬБ/с превышала фоновые показатели с наибольшим уровнем поглотительной активности на 7 сут.

Среди изученных линий инбредных мышей низкий уровень специфического гуморального ответа на тимусзависимый антиген в сравнении с высокоотвечающими животными был отмечен у С57Б1/6 и СС57^

Повышение числа АОК в селезенке мышей С57В1/6 и CC57W в ответ на введение ЭБ отмечалось лишь к 7 сут. Максимальное содержание ^М-антител у иммунизированных мышей С57В1/6 наблюдалось на 4 сут, ^О-гемагпнотининов - на 14 сут. Максимальный титр ^М-антител в сыворотке крови мышей CC57W, получивших ЭБ, отмечался на 4 сут, уровень ^О-гемагглютининов оставался высоким на протяжении всего периода исследования. Иммунизация мышей CC57W приводила к значительному снижению ФАПМ в сравнении с фоновыми значениями на 4 сут.

ИС, проведенный на фоне иммунизации, вызывал снижение количества АОК в селезенке мышей С57В1/6 ниже фона, которое сохранилось на протяжении всего периода исследования. Максимум накопления АОК в селезенке мышей CC57W в группе иммобилизированных и иммунизированных животных был отмечен на 7 сут наблюдения. Высокий титр ^М-антител в сыворотке крови иммунизированных и иммобилизированных мышей С57В1/6 наблюдался на 4 сут, ^О-гемагглютининов - на 7 сут. ИС, проведенный на фоне иммунизации CC57W, не оказывал существенного влияния на динамику выработки специфических антител клетками-антителопродуцентами.

ИС после иммунизации приводил к снижению ФАПМ у С57В1/6 на 4, 14 и 21 сут эксперимента в сравнении с иммунизированной группой. В иммобилизированной на фоне иммунизации группе CC57W поглотительная активность макрофагов была снижена на 7 сут наблюдения относительно фона.

Таким образом, нами выявлены различия в реакциях системы иммунитета ин-бредных мышей на однократный 16-часовой ИС после иммунизации ЭБ. При анализе полученных данных следует обратить внимание на исходные различия в уровне гуморального иммунного ответа инбредных линий мышей, использованных в работе. По уровню формирования АОК в селезенке в ответ на введение ЭБ животные разделились на следующие группы: высокоотвечающие - CBA/CaLac, DBA/2, BALB/c; низкоотве-чающие - С57В1/6, CC57W.

Продемонстрированные межлинейные различия у инбредных мышей обусловлены генетически и зависят от множества параметров, в том числе, от скорости переработки и презентации антигена на мембране макрофагами и дендритными клетками в составе комплекса МНС П класса (1а), что, в свою очередь, играет важную роль в полноценном взаимодействии иммунокомпетентных клеток при формировании первичного иммунного ответа [Медуницын Н.В., Алексеев Л.П., 1987; Галактионов В.Г., 1998]. Так, низкий уровень гуморального иммунного ответа у мышей С57В1/6, CC57W может быть обусловлен нарушением процессов презентации антигена с рецепторами гисто-совместимости макрофагов или низкой концентрацией IaR на презентирующих клетках [Медуницын Н.В., Алексеев Л.П., 1987]. Данный факт косвенно подтверждается низкой ФАПМ в группах мышей С57В1/6, CC57W, получивших ЭБ.

У мышей линий CBA/CaLac, DBA/2, BALB/c гуморальный ответ в группах, получивших антиген, был более интенсивным в сравнении с низкоотвечающими животными, и сопровождался высокой фагоцитарной активностью макрофагов. Снижение абсолютного количества АОК в группах мышей, иммобилизированных на фоне иммунизации, может быть обусловлено изменением цитокинового и гормонального баланса, вызванного стрессом, усилением действия ГК, катехоламинов на иммунную систему и снижением презентации молекул МНС II на мембране под их влиянием [Zwilling B.S., Brown D., Feng N. et al., 1993], что, в свою очередь, приводит к снижению уровня гуморального иммунного ответа.

Выявленные отличия в реакциях на стресс обусловлены не только высоким уровнем продукции глюкокортикоидов, но и различиями в уровне синтеза цитокинов, ответственных за регуляцию иммунного ответа. Так, у мышей DBA/2, в сравнении с BALB/c, был обнаружен более высокий уровень синтеза ИЛ-12, ИФН-у и, как следствие, индукция МНС II и ТЫ-ответа в звене трехклеточной кооперации [Gieni R., Fang Y., Trienchieri G. et al., 1996].

Причиной различной восприимчивости к стрессовому воздействию, и, следовательно, разного уровня иммунного ответа и неспецифической резистентности, может быть неодинаковый исходный нейромедиаторный баланс у изучаемых линий мышей. Так, уровень серотонина у интактных мышей С57В1/6 по сравнению с CBA/CaLac выше в гипоталамусе и стволе мозга [Девойно Л.В., 1998; Августинович Д.Ф., Липина Т.В., Кудрявцева Н.Н., 2001]. Как известно, преобладание серотонинэргического влияния над дофаминэргическим приводит к понижению уровня ответа иммунной системы на антиген [Девойно Л.В., 1998]. Как показали Hayley S. et al. (2001), мыши BALB/c исходно более реактивны к стрессовым воздействиям в сравнении с С57В1/6 и дают больший рост уровня катехоламинов в плазме, чем С57В1/6, а уровень глюкокортико-идных гормонов у С57В1/6 при развитии реакции на стресс ниже, чем у CBA/CaLac

[Петров Р.В., Хаитов P.M., 1984]. Подобные врожденные поведенческие, метаболические и другие межлинейные различия, по всей видимости, являются причиной различий в регуляции и уровне иммунного ответа.

Таким образом, выявленные отличия в реакциях системы иммунитета инбред-ных мышей на иммобилизационный стресс носят генетически обусловленный характер. Изучаемые линии мышей по уровню реакции на тимусзависимый антиген делятся на высоко- и низкоотвечающие. При этом у высокоотвечающих линий мышей (CBA/CaLac, DBA/2, BALB/c) наблюдается высокая чувствительность продуктивной фазы гуморального иммунного ответа и ФАПМ к иммобилизационному стрессу, что выражается в угнетении изучаемых показателей. В группе низкоотвечающих животных (С57В1/6, CC57W) отмечено незначительное влияние стресса на продуктивную фазу гуморального ответа и снижение активности перитонеальных макрофагов.

Анализ данных показал, что иммунизация антигеном в одной для всех дозировке изучаемых линий мышей приводит к различным реакциям со стороны лимфоидных и кроветворных органов. Наибольшие различия в ответе на антиген на этой экспериментальной модели проявляют костный мозг, в меньшей степени - селезенка и тимус. В костном мозге мышей линии CBA/CaLac наблюдалась повышение числа лимфоидных клеток, тогда как у DBA/2, BALB/c и C57BI/6 было выявлено снижение количества лимфоидных элементов, а у мышей CC57W этот показатель не отличался от соответствующего фонового значения. В последующем, у мышей CBA/CaLac количество лимфоидных клеток снижалось, у мышей BALB/c и С57В1/6 - возрастало относительно соответствующих значений в интактной группе животных. Стимуляция эритроидного ростка костномозгового кроветворения после иммунизации наблюдалась у мышей CBA/CaLac и С57В1/6 (на начальные сроки исследования), а у мышей DBA/2, BALB/c, CC57W- снижение количества эритрокариоцитов. При этом наблюдалась депрессия миелоидного ростка кроветворение к концу исследования у CBA/CaLac, у DBA/2 наблюдалось снижение числа незрелых миелокариоцитов, у BALB/c и CC57W после кратковременного снижения клеточности миелоидного ростка на ранних сроках наблюдения была зафиксирована стимуляция изученного ростка в дальнейшем в сравнении с фоновым уровнем. Введение антигена приводило к гиперплазии тимуса у всех изученных линий мышей. В селезенке наблюдалась стимуляция миелоидного ростка у BALB/c (за счет незрелых миелоцитов), С57В1/6 и CC57W, эритроидного ростка - у CC57W, BALB/c и DBA/2, и у всех линий мышей наблюдалась стимуляция лимфоид-ного ростка кроветворения. Таким образом, активную роль в ответе на антиген играют костномозговые ростки кроветворения (лимфоидный, эритроидный и миелоидный), лимфоциты всех степеней зрелости в тимусе и селезенке, что подтверждается и результатами дополнительного исследования с помощью корреляционного и факторного методов анализа.

В группах мышей, перенесших однократный 16-часовой ИС, наблюдалась реакция как кроветворной, так и лимфоидной тканей. Так, в костном мозге отмечалось повышение числа лимфоидных клеток у мышей CBA/CaLac, BALB/c, C57BI/6 и CC57W, а у мышей линии DBA/2 - снижение ниже соответствующих фоновых значений. Эритро-идный и миелоидные ростки кроветворения реагировали так же, как и в случае иммунизации антигеном. Наблюдалось повышение числа эритроидных клеток у CBA/CaLac и С57В1/6, и снижение - у DBA/2 и CC57W. У мышей BALB/c, C57B1/6 и CC57W наблюдалась гиперплазия миелоидного ростка кроветворения после иммобилизации в сравнении с фоном. У линий CBA/CaLac, DPA^ м rP^7W вяйттипм га«™ гипоплазии

центрального лимфоидного органа

причем у

ББА/2 подобная реакция тимуса сохранялась до конца наблюдения. У мышей БАЬБ/с и С57Б1/6, в свою очередь, наблюдалась гиперплазия изучаемого лимфоидного органа в сравнении соответствующими фоновыми значениями. В селезенке наблюдалось повышение численности лимфоидного ростка кроветворения у CC57W, незначительное повышение - у СБА/СаЬас, снижение - у БАЬБ/с, снижение с последующей стимуляцией изучаемого ростка - у ББА/2 и С57В1/6. После иммобилизации была выявлена стимуляция эритроидного ростка в селезенке у всех изученных линий мышей. Количество мие-лоидных клеток повышалось у CC57W и С57В1/6 (за счет незрелых миелоцитов) и снижалось у БАЬБ/с. Таким образом, по результатам анализа данных в реакции на стресс наибольшим изменениям подвергались лимфоидный и эритроидный ростки костномозгового кроветворения и лимфоидный росток в селезенке.

У мышей изучаемых линий, иммобилизированных на фоне развивающегося иммунного ответа, были выявлены наибольшие различия в реагирования кроветворных и лимфоидных тканей на сочетанное воздействие, в сравнении с иммунизированной или иммобилизированной группами. Лимфоидный росток костномозгового кроветворения угнетался у мышей СБА/СаЬас, ББА/2 и С57В1/6, и стимулировался у БАЬБ/с и CC57W в отличие от иммунизированной группы соответствующей линии животных. При этом реакция лимфоидного ростка у всех линий мышей отличалась от таковой у соответствующей группы иммунизированных животных, кроме мышей ББА/2, у которых гипоплазия данного ростка развивалась как при иммунизации, так и иммобилизации. Динамика содержания эритрокариоцитов была сходной с соответствующим показателем в контрольных группах (иммобилизация и иммунизация) у мышей СБА/СаЬас, ББА/2 и CC57W, стимуляция данного ростка наблюдалась у БАЬБ/с, и снижение кле-точности эритрокариоцитов - у С57В1/6 (в сравнение с соответствующими иммунизированными группами). Миелоидный росток после иммобилизации на фоне иммунизации в сравнение с контрольной группой, подвергался стимуляции у СБА/СаЬас, БАЬБ/с и CC57W, и подавлялся у С57В1/6 (за счет незрелых миелокариоцитов). Реакция тимуса на иммобилизационный стресс, проведенный после иммунизации, была сходной с реакцией на стресс, за исключением мышей С57В1/6, у которых произошла инволюция тимуса, в отличие от соответствующей иммобилизированной группы. Лимфоидный росток селезенки стимулировался у ББА/2 и CC57W (так же как в соответствующих иммунизированных группах), угнетался у С57В1/6, у БАЬБ/с - только к концу исследования, а у мышей СБА/СаЬас после кратковременного снижения кле-точности исследуемого ростка, наблюдалась ее возрастание. Иммобилизационный стресс на фоне иммунизации стимулировал эритроидный росток селезенки у мышей ББА/2, БАЬБ/с и CC57W, также как в соответствующих иммунизированных группах. У С57В1/6, в отличие от контрольной группы иммунизированных животных наблюдалось повышение числа эритрокариоцитов, а у СБА/СаЬас возрастание количества эритроидных клеток - после кратковременного снижения на ранних сроках наблюдения. Миелоидный росток активизировался у тех же линий мышей, что и у соответствующих иммунизированных групп, в частности, у БАЬБ/с, С57Б1/6 и СС57^ Таким образом, по результатам анализа данных, активными участниками ответа на иммоби-лизационный стресс, проведенный после иммунизации антигеном, являются лимфоциты всех степеней зрелости тимуса, лимфоидный и эритроидный ростки селезенки и костного мозга. Складывается впечатление об устойчивости кроветворной и лимфоидной ткани к стрессовому воздействию у мышей БАЬБ/с, в меньшей степени у СС57^

Следующим этапом нашего исследования явилось изучение возможности коррекции сдвигов в иммунной и кроветворной системах, вызванных иммобилизацион-ным стрессом, препаратами природного происхождения, в частности, шлемником байкальским и пантовитом у мышей CBA/CaLac, наряду с DBA/2, являющимися наиболее чувствительными к стрессовому воздействию.

16-часовой ИС приводил к снижению числа незрелых и зрелых форм миелоид-ных клеток, эозинофильных гранулоцитов, эритроидных и лимфоидных элементов у животных относительно фоновой группы на 8,11 и 18 сут эксперимента.

Введение ЭШБ мышам, подвергнутым ИС, приводило к стимуляции под влиянием изучаемого препарата, преимущественно, лимфоидного ростка кроветворения и, в меньшей степени, гранулоцитарного. На 18 и 25 сут после ИС влияние изучаемого препарата проявлялось, в основном, в повышении числа лимфоидных клеток.

Существует мнение, что гемопоэзстимулирующие свойства ЭШБ связаны с его способностью снижать психоэмоциональное напряжение [Дыгай А.М., Суслов Н.И., Скурихин Е.Г. и др., 1997], в механизме развития которого существенная роль принадлежит адренергическим структурам [Вальдман А.В., Александровский ЮА, 1987]. Экспериментальными и клиническими исследованиями у препаратов шлемника байкальского выявлен анксиолитический эффект [Гольдберг Е.Д., Дыгай А.М., Литвиненко В.И. и др., 1994]. Кроме того, в литературе имеются данные о том, что действие ЭШБ в условиях экспериментального стресса аналогично введению антагонистов адренергиче-ских структур [Скурихин Е.Г., Провалова Н.В., 1997]. Также известно, что ЭШБ оказывает стимулирующее влияние на Т-хелперные клетки [Агафонов В.И., 1994; Рыжаков В.М., 1998]. Закономерным следствием введения животным растительного экстракта является повышение хелперно-супрессорного соотношения [Матяш М.Г., 1996], при этом доказано, что Т-хелперы занимают одно из ведущих мест в регуляции кроветворения в норме и при патологии, влияя на процессы миграции, пролиферации и дифферен-цировки кроветворных клеток-предшественников [Манько В.М., 1981; Манько В.М., Хаитов Р.М., 1987; Бабаева А.Г, 1990; Дыгай А.М., Клименко НА, 1992].

Введение мышам пантовита после ИС приводило к увеличению количества мие-лоидных, эритроидных и лимфоидных клеток. Это, вероятно, явилось следствием стимуляции под действием исследуемого препарата процессов пролиферации прекурсоров соответствующих ростков кроветворения. Известно, что обладающие схожим с пантовитом составом пантогематоген и кропанол способны усиливать функциональную активность гранулоцито-макрофагальных предшественников [Гурьянцева Л.А., 2001; Хричкова Т.Ю., 2002]. В основе активирующего влияния пантогематогена на процессы костномозгового кроветворения лежит увеличение продукции адгезирую-щими клеточными элементами гемопоэзиндуцирующего микроокружения короткодис-тантных гуморальных регуляторов (КСА и ЭПА), стимуляция образования гемопоэти-ческих островков, процессов пролиферации коммутированных клеток-предшественников грануломоноцитопоэза типа КОЕ-Э и КОЕ-ГМ [Гольдберг Е.Д., Дыгай А.М., Жданов В.В., 1999; Жданов В.В., Ошанина Е.В., Поженько Н.С., 1999; Удут Е.В., Хричкова Т.Ю., Гольдберг В.Е., 1999; Поженько Н.С., Хричкова Т.Ю., 2000; Дыгай А.М., Гольдберг Е.Д., Жданов В.В., 2000; Гурьянцева Л. А., 2000; Поженько Н.С., Хричкова Т.Ю., 2000; Гольдберг Е.Д., Дыгай A.M., Жданов В.В., 2000; Дыгай А.М., Жданов В.В., Поженько Н.С., 2000]. По-видимому, пантовит, обладая схожим химическим составом, оказывает подобное действие.

Кроме того, интерпретируя полученные данные, не следует забывать о ноотроп-ных свойствах пантовита. Было показано, что пантовит существенно увеличивает вы-

живаемость и восстановление функций ЦНС после гипоксической травмы у мышей, одновременно предохраняя внутренние органы и системы от повреждающего действия невротических и стрессовых ситуаций [Першина О.В., Суслов Н.И., Провалова Н.В. и др, 2002]. Таким образом, вполне вероятно, что в основе активации данным препаратом гемопоэза лежит модуляция тонуса вегетативной нервной системы, которая, в свою очередь, действует через гипоталамо-гипофизарный комплекс и через нервные волокна, иннервирующие различные органы гемопоэза (селезенка, костный мозг, тимус, лимфоузлы) [Гольдберг Е.Д., Дыгай A.M., Хлусов И.А., 1997; Крыжановский Г.Н., Магаева СВ., Макаров СВ., 1997].

После ИС было отмечено снижение числа лимфоидных и эритроидных клеток в селезенке во все сроки исследования. ОКТ иммобилизированных мышей также было существенно ниже фоновых значений вследствие снижения абсолютного числа малых и средних лимфоцитов во все сроки исследования и лимфобластов на 8 и 11 сут эксперимента При этом на 8,11 и 18 сут после стрессирования нами было выявлено повышение количества незрелых и зрелых форм нейтрофилов. Уменьшение числа эритроидных клеток может являться следствием истощения кроветворной ткани в результате длительной иммобилизации [Гольдберг Е. Д., Дыгай А. М., Шерстобоев Е. Ю., 2000]. Возрастание количества миелоидных клеток, возможно, связано с увеличением числа клеточных элементов гранулоцитарного ростка гемопоэза в костном мозге и их дальнейшей миграцией [Гольдберг Е.Д., Дыгай A.M., Шахов В.П. и др., 1987; Дыгай А.М., Кириен-кова Е.В., Михленко А.В., 1986; Дыгай А.М., Михленко А.В., Шахов В.П., 1988].

У мышей, подвергнутых ИС на фоне введения ЭШБ, общее содержание сплено-и тимоцитов превышало контрольные значения (показатели животных, подвергнутых ИС) во все сроки исследования за счет увеличения абсолютного числа лимфоидных и миелоидных клеток всех степеней зрелости.

Влияние пантовита на количественные и качественные показатели селезенки мышей, подвергнутых ИС, заключалось в повышенном (по сравнению с контрольными животными) содержании недифференцированных бластов, миелоидных клеток.

В тимусе мышей, получивших пантовит после ИС, отмечалось увеличение содержания практически всех клеточных элементов, но в большей степени лимфоидных клеток. Увеличение клеточности центрального лимфоидного органа в данном случае, вероятно, явилось следствием усиления процессов миграции незрелых Т-клеток из костного мозга для дальнейших процессов дифференцировки.

Введение ЭБ интактным животным приводило к снижению общего числа ядро-содержащих клеток костного мозга на 4 и 14 сут эксперимента, по-видимому, за счет миграции лимфоидных и гранулоцитарных клеток на периферию и в селезенку.

У мышей, иммунизированных после ИС, отмечалось существенное снижение ОКК на 4 сут исследования (что соответствует 8 сут после стрессирования) за счет уменьшения абсолютного числа миелоидных клеток всех степеней зрелости, эритро-идных элементов и моноцитов по сравнению с группой "чистой" иммунизации. Низкое число миелоидных клеток в костном мозге относительно иммунизированных животных может быть связано с их миграцией в селезенку и на периферию. Вместе с тем, наблюдалось увеличение содержания лимфоидных клеток относительно группы, подвергнутой только стрессовому воздействию, что, вероятно, явилось следствием стимулирующего влияния вводимого антигена. Известно, что активированные лимфоциты и макрофаги способны синтезировать лей- и мет-энкефалины [Зозуля А.А., Пшеничкин С.Ф., 1990], которые усиливают пролиферацию Т-лимфоцитов и стимулируют синтез ИЛ-1 [PlotnikoffN.R., Murgo A.G., Miller G.C., 1985]. При этом ИЛ-1 способен непо-

средственно стимулировать начало активной пролиферации ранних гемопоэтических прекурсоров [Огава М., 1990; Суслов А.П., 1990]. Кроме того, данный цитокин стимулирует продукцию ИЛ-6, обладающего свойствами мульти-КСФ [1кеЪисЫ К. е.а., 1988].

Введение мышам ЭШБ на фоне ИС и последующая иммунизация приводили к стимуляции миелоидного ростка кроветворения. Вместе с тем, содержание эритроид-ных клеток у мышей данной опытной группы превышало показатели как контрольных, так и только иммунизированных животных на 4 и 7 сут, что, по-видимому, связано с увеличением под действием ЭШБ продукции короткодистантных гуморальных регуляторов типа ЭПА и КСА клеточными элементами ГИМ [Абрамова Е.В., 1992; Агафонов В.И., 1994].

Применение пантовита в условиях ИС и последующего введения антигена способствовало возрастанию ОКК мышей данной опытной группы выше значения контрольных (иммобилизированных и иммунизированных) животных на 4 и 7 сут после иммунизации за счет увеличения содержания зрелых нейтрофилов, эритроидных и лимфоидных клеток. Относительно группы животных с "чистой" иммунизацией ИС с последующей иммунизацией приводил к уменьшению числа незрелых и зрелых ней-трофилов, эритроидных и лимфоидных клеток селезенки. ОКТ также было снижено на 4,7 и 14 сут эксперимента в связи с уменьшением количества лимфоидных клеток всех степеней зрелости.

- По сравнению с группой животных, подвергшихся ИС, ОКС у мышей, перенесших иммобилизацию с последующей иммунизацией, было повышено на 4 сут исследования за счет более высокого числа миелоидных, эритроидных и лимфоидных клеток, что, вероятно, связано с активацией антигеном Т-лимфоцитов, моноцитов и макрофагов, которые начинают вырабатывать вещества, стимулирующие процессы пролиферации и дифференцировки клеток-предшественников, а общее число тимоцитов в эти же сроки понижено за счет уменьшения количества миелоидных элементов и малых лимфоцитов, по-видимому, вследствие их миграции (зрелые Т-лимфоциты являются необходимым компонентом "трехклеточной системы кооперации").

Общая клеточность тимуса и селезенки мышей, получивших растительный препарат на фоне ИС и введения антигена, существенно превышала значения животных в контрольной группе уже с 4 сут после иммунизации. При этом было зафиксировано увеличение абсолютного числа незрелых и зрелых миелоцитов, эритроидных и лим-фоидных клеток всех степеней зрелости.

Морфологический состав селезенки животных, получивших пантовит, не отличался значимо от показателей мышей контрольной группы за исключением 7 сут, когда отмечалось возрастание количества незрелых и зрелых нейтрофильных гранулоцитов, эритроидных и лимфоидных клеток. В тимусе мышей данной опытной группы наблюдалось увеличение числа миелоидных клеток, лимфобластов и средних лимфоцитов на 4 сут после иммунизации, а малых лимфоцитов на протяжении всего эксперимента.

Таким образом, применение ЭШБ восстанавливало угнетенный ИС гемо- и лим-фопоэз, вызывая развитие гиперплазии всех ростков кроветворения: в костном мозге лимфо- и гранулоцитопоэза, в тимусе - лимфопоэза, в селезенке - лимфо- и эритропо-эза. Применение ЭШБ у мышей, иммунизированных на фоне перенесенного ИС, вызывало развитие депрессии костномозгового и стимуляцию селезеночного кроветворения, гиперплазию тимуса Применение пантовита восстанавливало морфологический состав кроветворных и лимфоидных органов после ИС, но, в основном, за счет лимфоидного и миелоидного ростков кроветворения. Применение пантовита у мышей,

иммунизированных после ИС, активизировало миелоидный и лимфоидные ростки кроветворения в костном мозге, эритроидный, миелоидный и лимфоидный ростки - в селезенке и приводило к повышению численности лимфоидного ростка в тимусе.

Иммунизация приводила к снижению ФАПМ на 4 сут и существенному повышению на 14 сут относительно фоновых животных. Понижение ФАПМ на начальных этапах эксперимента, вероятно, связано с чрезмерной активацией макрофагов в первые сутки после введения антигена, вследствие чего, произошел запуск механизмов супрессии [Михайлова АА, 1992; Корнева ЕА, Рыбакина Е.Г., Фомичева Е.Е. и др., 1998; Акмаев И.Г., Гриневич В.В., 2001].

Поглотительная способность перитонеальных макрофагов у мышей, перенесших ИС на фоне применения ЭШБ, восстанавливалась до уровня фоновых значений. ФАПМ в группе мышей, подвергнутых ИС и иммунизированных антигеном на фоне введения ЭШБ, соответствовала значениям в группе с иммобилизацией и иммунизацией.

Применение ЭШБ у мышей, перенесших ИС, не приводило к восстановлению пролиферативной активности Т- и В-лимфоцитов селезенки. В основе стимулирующего влияния ЭШБ на клеточный иммунитет в реакции ГЗТ лежала активация процесса образования клона антиген-специфических Т-лимфоцитов.

ФАПМ у животных, получивших пантовит, существенно превышала показатели контрольной группы на 4 и 7 сут после иммунизации. Введение пантовита стрессиро-ванным мышам приводило к повышению активности фагоцитов по сравнению с фоновыми животными лишь на 7 и 21 сут. ФАПМ у мышей, перенесших ИС и иммунизацию на фоне применения пантовита, была ниже уровня соответствующего показателя у иммобилизированных и иммунизированных животных, но превышала значения иммунизированных животных.

Применение пантовита у мышей, перенесших ИС, не приводило к восстановлению пролиферативной активности Т- лимфоцитов селезенки и нормализовало индекс стимуляции В-лимфоцитов. В основе стимулирующего влияния пантовита на клеточный ответ в реакции ГЗТ лежит активация способности лимфоцитов продуцировать провоспалительные цитокины при встрече с антигеном.

ИС, проведенный за 4 дня до иммунизации, приводил к снижению абсолютного числа АОК в селезенке мышей на 4,7 и 21 сут исследования. Содержание АОК в селезенке иммунизированных мышей, получивших ЭШБ на фоне ИС, превышало показатели контрольных животных на 7 сут после введения ЭБ. Сочетанное применение ИС, пантовита и антигенной стимуляции способствовало увеличению количества АОК в селезенке животных на 4, 7 и 21 сут наблюдения по сравнению с контрольными мышами.

ИС, проведенный перед введением ЭБ, снижал уровень ¡яМ в сыворотке крови мышей на 4,7 и 21 сут эксперимента и ¡яО на 21 сут. При этом на 14 сут исследования титр обоих иммуноглобулинов превышал значения иммунизированной группы. Применение ЭШБ у мышей, подвергнутых иммобилизации, и последующая иммунизация приводили к увеличению титра ¡яМ на 4 сут, а ¡яО на 4, 7 и 21 сут после введения антигена относительно иммунизированных животных. Поскольку достоверных различий в абсолютном числе АОК в селезенке опытных и контрольных мышей на 4 сут выявлено не было, повышение титра иммуноглобулинов, вероятно, связано с активацией под действием исследуемого препарата синтетической способности АОК. Введение пантовита и антигена животным после ИС способствовало повышению титра ¡яМ на 4 сут и ¡яО на 7 и 21 сут после иммунизации в сравнении с контрольной группой.

ИС с иммунизацией приводил к повышению ФАПМ относительно группы "чистой" иммунизации мышей на 4,7 и 21 сут после введения ЭБ (что соответствует 8,11 и 25 сут после стрессирования).

Введение животным, перенесшим ИС, ЭШБ перед иммунизацией способствовало увеличению ФАПМ на 4 и 7 сут относительно мышей с "чистой" иммунизацией, однако активность макрофагов оставалась ниже уровня иммобилизированной и иммунизированной группы на 4 сут эксперимента. Иммунизация после применения панто-вита приводила к увеличению ФАПМ на 4, 7 и 21 сут исследования по сравнению с группой "чистой" иммунизации. Вместе с тем уровень данного показателя оставался ниже значений иммобилизированной и иммунизированной группы на 4 и 7 сут эксперимента.

Таким образом, применение ЭШБ стимулировало функциональную активность перитонеальных макрофагов и активизировало процесс образования клона антиген-специфических Т-лимфоцитов и пролиферативную активность В-лимфоцитов селезенки. Применение ЭШБ у мышей, иммунизированных на фоне перенесенного ИС, восстанавливало ФАПМ до фоновых величин, способствовало восстановлению содержания АОК и увеличению продукции ими специфических антител.

Введение пантовита нормализовало пролиферативную активность В-лимфоцитов. В основе стимулирующего влияния пантовита на клеточный ответ лежала активация способности лимфоцитов продуцировать провоспалительные цитокины при встрече с антигеном. Введение пантовита стрессированным мышам приводило к повышению ФАПМ по сравнению с фоновыми животными. Применение пантовита у мышей, иммунизированных после перенесенного ИС, восстанавливало ФАПМ и содержание АОК и увеличивало продукции ими специфических антител.

В качестве препарата сравнения для коррекции иммунодефицитных состояний нами использовалась настойка эхинацеи пурпурной (НЭП). При изучении динамики ФАПМ после ИС на фоне курсового применения НЭП, было показано, что поглотительная способность макрофагов снижалась на 14 сут эксперимента и на 7 сут была выше соответствующих значений у мышей, перенесших ИС. Введение НЭП приводило к снижению ФАПМ на 4,7, 14 сут.

Иммунизация мышей приводила к снижению ФАПМ на 7 сут и ее повышению на 14 сут. У мышей, иммунизированных после ИС, было выявлено повышение ФАПМ на 4 сут. У мышей, иммунизированных на фоне введения НЭП, наблюдалось повышение ФАПМ на 7 сут в сравнении с иммунизированной группой. Введение НЭП мышам, иммунизированным после ИС, приводило к снижению ФАПМ на 7 сут наблюдения относительно фона. По сравнению с группой животных, иммунизированных после ИС, происходило снижение ФАПМ на 4 сут эксперимента Хотя существуют данные о стимулирующем влиянии эхинацеи и ее компонентов на фагоцитарное звено иммунной системы [Percival S.S., 2000], в экспериментальной модели, использованной в нашей работе, введение мышам данного препарата не повлияло на ФАПМ, по всей видимости, из-за чрезмерного угнетения изученного показателя стрессовым воздействием.

После применения НЭП у мышей, перенесших ИС, наблюдалось снижение про-лиферативной активности Т-лимфоцитов, но индекс стимуляции В-лимфоцитов в этой же группе был выше соответствующего значения у иммобилизированных животных. Существуют данные о том, что арабиногалактан (один из компонентов эхинацеи пурпурной) практически не влияет на Т- и В-лимфоциты, но способствует Т-клеточной пролиферации [Luettig В., Steinmuller С, Giflbrd G. et al., 1989]. В нашей работе были

получены данные о стимулирующем влиянии настойки эхинацеи пурпурной на про-лиферативную активность В-лимфоцитов в условиях ИС.

Курсовое введение НЭП снижало способность Т-лимфоцитов селезенки продуцировать провоспалительные цитокины при встрече с антигеном, что, возможно, связано со способностью эхинацеи стимулировать выработку ИЛ-6 (поддержка развития и пролиферации В-клеток и плазмоцитов), ИЛ-10 (противовоспалительный цитокин, стимулирует пролиферацию тимоцитов, ингибирует синтез цитокинов Т хелперами 1 типа) макрофагами [Burger R.A., Torres A.R., Warren R.P. et al., 1997].

После иммунизации максимальное число АОК в селезенке наблюдалось на 4 сут в сравнении фоновыми животными. У мышей, иммунизированных на 4 сут после ИС, количество АОК было достоверно ниже, чем в иммунизированной группе на 4, 7 сут. У мышей, иммунизированных на фоне введения НЭП, не было выявлено достоверных различий в содержании АОК в селезенке по сравнению с группой иммунизированных животных. После применения НЭП у мышей, иммунизированных после воздействия ИС, максимальное количество АОК в селезенке наблюдалось на 4 сут и не отличалось от соответствующих значений иммунизированной и иммобилизированной группы на 4 и 7 сут.

У иммунизированных мышей максимум накопления IgM-антител приходился на 4 и 14 сут. У животных, получивших антиген после ИС, максимальный титр IgM-антител был выявлен на 14 сут. После введения НЭП у мышей, иммунизированных на фоне перенесенного ИС, уровень IgM-антител был ниже, чем в группе животных, иммунизированных на фоне ИС, на 14 сут. Высокий уровень IgG-антител отмечался на 4 и 14 сут в группе мышей, получивших НЭП на фоне иммунизации антигеном, на 7 и 14 - в группах, получивших антиген на фоне перенесенного ИС и получивших настойку на фоне иммобилизации и иммунизации. При этом в группе мышей, получавших настойку на фоне ИС и иммунизации, значение титра IgG-антител на 7 сут был достоверно выше соответствующего значения в группе иммобилизированных и иммунизированных мышей.

Итак, исследования показали, что курсовое введение экстракта эхинацеи пурпурной мышам, перенесшим иммобилизационное воздействие, снижало фагоцитарную активность перитонеальных макрофагов, угнетало пролиферативную активность Т-лимфоцитов и не влияло на процесс образования клона антиген-специфических Т-лимфоцитов, стимулировало пролиферативную активность В-лимфоцитов.

Курсовое применение экстракта эхинацеи пурпурной у мышей, иммунизированных на 4 сут после иммобилизационного воздействия, не приводило к восстановлению количества АОК в селезенке до соответствующих значений иммунизированных животных и способствовало снижению титра специфических антител в сыворотке крови, относительно группы иммунизированных животных. Абсолютное количество АОК в селезенке мышей, получивших препарат на фоне иммобилизации и иммунизации, не отличалось от соответствующих значений иммунизированной и иммобилизированной группы (контрольная группа), при этом снижался уровень IgM-антител на 14 сут и повышался титр IgG-антител на 7 сут в сравнении с контрольной группой, то есть происходило ускорение переключения синтеза IgM- на IgG-антитела.

При изучении возможности коррекции иммунодепрессивного состояния экстрактом бадана толстолистного (ЭБТ) было выявлено, что в группах мышей линии DBA/2, перенесших ИС (на 4 сут) и стрессовое воздействие на фоне введения ЭБТ (на 4 и 14 сут), уровень ФАПМ был достоверно ниже соответствующих фоновых значений. Применение ЭБТ существенно снижало ФАПМ на всем протяжении эксперимен-

та по сравнению с фоном. Иммунизация приводила к увеличению ФАПМ на 7 сут (р<0,01 от фона), тогда как в другие сроки исследования изучаемый показатель был ниже фоновых значений. Применение экстракта бадана у иммунизированных животных приводило к снижению ФАПМ на 7 сут эксперимента ниже значений как фоновых, так и у иммунизированных животных. Иммунизация мышей на фоне перенесенного ИС и применения ЭБТ приводило к снижению ФАПМ на 14 сут исследования ниже соответствующих значений у иммунизированных и у иммобилизированных и иммунизированных животных.

Введение ЭБТ ограничивало развитие процессов воспаления в реакции гиперчувствительности замедленного типа, снижая способность Т-лимфоцитов синтезировать провоспалительные цитокины в очаге воспаления при встрече с антигеном.

Введение препарата вызывало снижение абсолютного количества АОК в селезенке экспериментальных мышей после иммунизации на 7 и 14 сут в сравнении иммунизированной группой. Коррекция ЭБТ иммунодепрессивного состояния, вызванного однократным ИС, приводила к возрастанию на 7 сут числа клеток-антителопродуцентов выше соответствующих значений в иммобилизированной и иммунизированной группе, с последующим его значимым снижением на 14 сут.

При введении мышам ТЗА наблюдалось возрастание титра ^М-антител в сыворотке крови иммунизированных животных, сохранившееся высоким на всем протяжении исследования. Максимальный титр ^О-антител в сыворотке крови этой группы животных наблюдался на 14 сут эксперимента. Применение ЭБТ приводило к значительному снижению накопления ^М-антител в сыворотке иммунизированных животных к 14 сут в сравнении с контрольной группой и не оказывало существенного влияния на титр ^О-антител. В группе животных, иммунизированных после воздействия ИС, применение ЭБТ приводило на 4 и 7 сут наблюдения к нарастанию титра ^М-антител относительно группы, иммунизированной после ИС. Динамика накопления ^О-антител в исследуемой группе превышала соответствующий показатель в группе животных, иммунизированных на фоне перенесенного ИС, на 4 и 7 сут наблюдения.

Обсуждая механизмы действия экстракта бадана толстолистного на систему иммунитета в модели иммобилизационного стресса можно предположить, что наибольший вклад в иммунотропное действие препарата вносят его ноотропные свойства, показанные ранее [Емельянов С.А., Суслов Н.И., Пашинский В.Г., 1992; Суслов Н.И., Чурин А.А., Скурихин Е.Г. и др., 2002]. Известно, что экстремальные воздействия приводят к стимуляции перекисного окисления липидов и нарушению липидного бис-лоя мембран клеток [Меерсон Ф.З., Пшенников М.Г., 1988]. В то же время, для экстракта бадана показано, что действие препарата направлено на усиление естественных компенсаторных реакций системы энергопродукции и связано с нормализацией активности глутаматзависимой системы переаминирования, процессов перекисного окисления липидов [Смирнова Н.Б., Хазанов ВА, 1998; Смирнова Н.Б., Хазанов ВА, 1999]. В условиях развития иммунодепрессии, вызванной стрессом, введение экстракта бадана толстолистного ускоряет восстановление реакций гуморального звена иммунного ответа, возможно, за счет нормализации функционирования системы энергопродукции клеток-антителопродуцентов, стабилизации мембран и, как следствие, рецепторного аппарата иммунокомпетентных клеток.

Таким образом, проведенные исследования показали, что применение экстракта бадана толстолистного угнетало фагоцитарную способность макрофагов и ограничивало развитие процессов воспаления в реакции гиперчувствительности замедленного типа, снижая способность Т-лимфоцитов синтезировать провоспалительные цитокины

в очаге воспаления при встрече с антигеном. Экстракт бадана толстолистного оказывал модулирующее влияние на первичный гуморальный ответ, в частности, на абсолютное количество антителообразующих клеток. Применение экстракта бадана толстолистного в группе животных, иммунизированных после воздействия иммобилизационным стрессом, приводило к нарастанию титра ¡яМ- и ¡яО-антител относительно группы, иммунизированной после иммобилизационного стресса.

Применение настойки пиона уклоняющегося (НПУ) у мышей линии СБА/СЛас в условиях иммунодепрессивного состояния, вызванного ИС, не оказало существенного влияния на ФАПМ в сравнении с группой иммобилизированных мышей. Введение НПУ приводило к снижению ФАПМ на 7 и 14 сут в сравнении с фоном. ИС угнетал ФАПМ на 4 и 7 сут эксперимента. После курсового применения НПУ у мышей, иммунизированных на фоне перенесенного ИС, выявлено снижение ФАПМ на 14 сут ниже значений иммунизированной и иммунизированной на фоне перенесенного стресса групп.

Введение НПУ угнетало процессы образования клона антиген-специфических Т-лимфоцитов, но активизировало их способность продуцировать провоспалительные цитокины при встрече с антигеном.

Курсовое применение НПУ на фоне введения мышам антигена, приводило к стимуляции содержания АОК в селезенке на 4 сут наблюдения. Введение настойки пиона мышам, иммунизированным на фоне ИС, способствовало повышению уровня накопления АОК в селезенке относительно иммунизированной на фоне ИС группы на 4 и 7 сут, но не достигало значений иммунизированной группы на 4 сут.

После применения НПУ у животных, иммунизированных после ИС, динамика накопления титра ¡яМ-антител в сыворотке крови была аналогична таковой в иммунизированной группе. В группе мышей, получивших исследуемый препарат и иммунизированных на фоне ИС, титр ¡яО-антител в сыворотке крови на 14 сут был ниже, чем в группах иммунизированных и иммунизированных на фоне ИС.

Итак, введение НПУ мышам, перенесшим ИС, угнетало ФАПМ, как на фоне введения антигена, так и без него. Курсовое введение настойки пиона угнетало процессы образования клона антигенспецифических Т-лимфоцитов, но активизировало их способность продуцировать провоспалительные цитокины при встрече с антигеном. Применение НПУ у мышей, иммунизированных на фоне ИС, способствовало увеличению содержания АОК в селезенке, но подавляло синтез специфических антител на поздние сроки наблюдения, в сравнении с группой мышей, получивших антиген на фоне перенесенного ИС.

В группе мышей, получивших курсовое введение экстракта лабазника вязолист-ного (ЭЛВ) на фоне проведенного ИС, наблюдалось повышение ФАПМ на 71% в сравнении с соответствующими значениями в иммобилизированной группе. Применение ЭЛВ у иммунизированных мышей не изменяло динамики ФАПМ относительно группы животных, получивших только антиген. После курсового применения ЭЛВ у мышей, иммунизированных на фоне проведенного ИС, на 7 сут исследования ФАПМ была ниже фонового уровня и показателей иммунизированной группы, достоверно не отличаясь от соответствующих значений у иммобилизированных и иммунизированных животных.

Курсовое применение экстракта лабазника вязолистного у мышей на фоне им-мобилизационного воздействия не влияло на пролиферативную активность ни Т-, ни В-лимфоцитов селезенки, на процесс образования клона антиген-специфических Т-лимфоцитов и снижало способность этих лимфоцитов продуцировать провоспалитель-ные цитокины при встрече с антигеном.

Применение ЭЛВ у иммунизированных мышей снижало уровень накопления АОК в селезенке, относительно иммунизированной группы на 4 и 7 сут. В группе мышей, получивших курсовое введение ЭЛВ на фоне иммобилизации с последующей иммунизацией, была отмечена стимуляция числа АОК на 4 сут относительно иммунизированный на фоне ИС и угнетение - на 7 сут ниже значения иммунизированной группы.

После курсового применения ЭЛВ у животных, иммунизированных после ИС, титр ^М-антител в сыворотке крови был снижен на 4 и 7 в сравнении с иммобилизи-рованными и иммунизированными мышами. В группе мышей, получивших ЭЛВ и иммунизированных после ИС, титр ^О-антител в сыворотке крови на 4 и 7 сут достоверно значимых различий с контрольными данными не имел.

Итак, курсовое применение ЭЛВ у мышей, перенесших ИС, не приводило к значимым изменениям ФАПМ, не влияло на пролиферативную активность Т- и В-лимфоцитов селезенки. Применение ЭЛВ у иммунизированных мышей снижало уровень накопления АОК в селезенке, а в группе мышей, получивших исследуемый препарат на фоне ИС с последующей иммунизацией, отмечено повышение числа АОК и отсутствие влияния на синтез специфических антител.

Динамика ФАПМ после ИС на фоне курсового применения экстракта душицы обыкновенной (ЭДО) снижалась на 4 и 7 сут относительно фона. После курсового применения ЭДО у мышей, иммунизированных на фоне перенесенного ИС, ФАПМ снижалась относительно уровня изучаемого показателя в группе иммобилизированных и иммунизированных животных на 4 сут исследования.

Курсовое введение ЭДО активизировало способность антигенспецифических Т-лимфоцитов продуцировать провоспалительные цитокины при встрече с антигеном.

У мышей, иммунизированных на фоне курсового введения ЭДО абсолютное количество АОК было достоверно ниже, чем в группе «чистой» иммунизации на 4 и 7 сут. В группе с введением препарата у мышей, иммунизированных на фоне перенесенного ИС, не выявлено значимых изменений числа АОК в селезенке по сравнению с группой мышей, иммунизированных на фоне ИС.

После курсового применения ЭДО у мышей, иммунизированных после ИС, уровень ^М-антител был максимальным на 4 сут, но оставался ниже уровня соответствующих значений в группах иммунизированных животных и у мышей, получивших антиген после перенесенного ИС. После введения ЭДО мышам, иммунизированным после ИС, наблюдалась повышение содержания ^О-антител в сыворотке крови на 4 и 7 сут относительно группы мышей, иммунизированных на фоне перенесенного ИС.

Итак, исследования показали, что курсовое введение ЭДО у мышей, перенесших ИС, не влияло на ФАПМ, у животных, иммунизированных на фоне перенесенного ИС, способствовало снижению ФАПМ в сравнении с показателем у иммобилизированных и иммунизированных животных. Применение ЭДО не влияло на процесс образования клона антигенспецифических Т-лимфоцитов и активизировало их способность продуцировать провоспалительные цитокины при встрече с антигеном. Курсовое применение ЭДО у мышей, иммунизированных на фоне ИС, не приводило к восстановлению содержания АОК в селезенке до уровня иммунизированной группы, но способствовало повышению титра специфических ^О-антител в сыворотке крови, относительно им-мобилизированной и иммунизированной группы животных.

Таким образом, подводя итог исследованию возможности коррекции иммуноде-фицитного состояния препаратами природного происхождения, можно сказать, что изученные препараты в целом оказывали положительное влияние на состояние им-

мунной и кроветворной систем. В тех случаях, когда препараты не эффективны (снижение ФАПМ практически у всех изученных препаратов в опытных группах, отсутствие влияния на активность АОК у экстрактов шлемника байкальского, душицы обыкновенной, настойки эхинацеи пурпурной, снижение уровня ^-антител у настоек эхи-нацеи пурпурной, пиона уклоняющегося), по всей видимости, сказывается жесткость воздействия выбранной экспериментальной модели (16-часовой иммобилизационный стресс) на изучаемые кроветворную и иммунную системы, а также фаза развивающейся стрессовой реакции (фаза истощения), в которую, при введении препаратов природного происхождения, достигается иная мобилизирующая стратегия поведения и адаптации, при невыразительном стабилизирующем влиянии на соматические проявления стресса.

ВЫВОДЫ

1. На модели иммунизации тимусзависимым антигеном мышей показаны выраженные отличия при формировании специфического гуморального ответа у изученных линий инбредных животных, что позволяет разделить их на группы высоко-(СВЛ/СаГ-ас, БВЛ/2, ВЛЬВ/с) и низкоотвечающих (С57В1/6, СС57^) на антиген. Формирование гуморального иммунного ответа, стимулированного тимусзависимым антигеном, выражается в значительном увеличении абсолютного количества антитело-образующих клеток в селезенке и титра антител в сыворотке крови в начальные сроки после иммунизации мышей линий СВЛ/СЛас, БВЛ/2, ВЛЬВ/с и задержке накопления клеток-антителопродуцентов после иммунизации мышей С57В1/6, СС57Ж Выявленные отличия в реакции иммунной системы мышей на антиген базируются на различиях в функциональной активности звеньев иммунного ответа (макрофаги, Т-, В-лимфоциты, антителопродуцирующие клетки).

2. 16 - часовой иммобилизационный стресс на фоне иммунизации эритроцитами барана приводит к угнетению специфического гуморального ответа и фагоцитарной активности перитонеальных макрофагов у высокоотвечающих линий мышей (СВЛ/СаЬас, БВЛ/2, ВЛЬВ/с), оказывает незначительное влияние на продуктивную фазу гуморального иммунного ответа и снижает активность перитонеальных макрофагов в группе низкоотвечающих мышей (С57В1/6, СС57М). При этом происходит снижение количества Т-общих и В-розеткообразующих лимфоидных клеток и увеличение числа Т-хелперов в костном мозге и селезенке у мышей БВЛ/2 и С57В1/6.

3. Исследование влияния иммобилизационного стресса на количество СБ4+- и СБ8+-лимфоцитов в селезенке мышей выявило снижение числа Т - хелперов у всех исследуемых линий мышей (кроме СВЛ/СЛас) и увеличение количества СБ8+-клеток у изученных линий, за исключением БВЛ/2. Стресс приводит к увеличению уровня содержания Т - хелперов в селезенке у мышей БВЛ/2, снижает число Т-общих и В-розеткообразующих клеток в костном мозге и селезенке у БВЛ/2 и С57В1/6.

4. Снижение пролиферативной активности Т- и В- лимфоцитов в селезенке мышей под влиянием иммобилизационного стресса отмечается у мышей СВД/СЛас, ВЛЬВ/с, С57В1/6, повышение индекса стимуляции КонА-стимулированных Т-лимфоцитов происходит у мышей БВЛ/2. Иммобилизационный стресс не оказывает существенного воздействия на пролиферативную активность Т- и В- лимфоцитов в селезенке мышей СС57^ Влияние иммобилизационного стресса на синтез цитокинов, на фоне развития иммунного ответа, заключается в активации синтеза ИЛ-2 и снижении уровня ИЛ-10 у

мышей линии СБА/СаЬае, у мышей С57В1/6 наблюдается повышение активности ИЛ-2 и ИЛ-10. В группах мышей линий СБА/СаЬае и С57В1/6, перенесших иммобилиза-ционный стресс, синтез цитокинов угнетается.

5. При исследовании влияния иммобилизационного стресса на клеточный иммунный ответ в реакции гиперчувствительносги замедленного типа показано, что стрессовое воздействие угнетает способность Т-лимфоцитов синтезировать провоспалитель-ные цитокины у мышей СБА/СаЬае, нарушает процессы активации антиген-специфических Т-лимфоцитов и синтеза ими цитокинов у С57В1/6.

6. Иммунизация тимусзависимым антигеном приводит к гиперплазии кроветворных органов у изученных линий животных за счет увеличения абсолютного количества лимфоидных клеток у мышей СБА/СаЬае и БАЬБ/е, эритроидных элементов - у СБА/СаЬае и С57В1/6, миелоидного ростка - у БАЬБ/е и CC57W, и снижению числа лимфоидных, эритроидных и миелоидных клеток у мышей линии ББА/2 в костном мозге. У всех линий мышей после введения антигена наблюдается стимуляция лимфо-идного и эритроидного ростков кроветворения в селезенке, миелоидного ростка кроветворения - у С57В1/6 и СС57^ Иммунизация приводит к гиперплазии тимуса у всех изученных линий мышей.

7. Иммобилизационный стресс активизирует лимфоидный росток костномозгового кроветворения у мышей линий СБАСаЬае, БАЬБ/е, С57Б1/6 и CC57W, эритроидный -у СБАСаЬае и С57В1/6, миеловдный - у БАЬБ/е, С57Б1/6 и СС5т В селезенке наблюдается повышение численности лимфоидного ростка кроветворения у CC57W, СБА/СаЬае, угнетение - у БАЬБ/е, снижение с последующей стимуляцией изучаемого ростка - у ББА/2 и С57В1/6. Эритроидный росток в селезенке стимулируется иммоби-лизационным стрессом у всех изученных линий мышей. Количество миелоидных клеток повышается у CC57W и С57В1/6, снижается у БАЬБ/е. У мышей СБА/СаЬае, ББА/2 и CC57W наблюдается развитие гипоплазии тимуса, у БАЬБ/е и С57В1/6 - увеличение числа лимфоцитов всех степеней зрелости в центральном лимфоидном органе.

8. Иммобилизационный стресс, проведенный на фоне развивающегося иммунного ответа, угнетает у мышей СБА/СаЬае, ББА/2 и С57В1/6 и стимулирует у БАЬБ/е и CC57W лимфоидный росток костномозгового кроветворения, снижает количество эритрокариоцитов у С57В1/6 и повышает - у БАЬБ/е. Количество миелоидных клеток в костном мозге, после иммобилизации на фоне иммунизации, возрастает у СБА/СаЬае, БАЬБ/е и CC57W, и снижается - у С57В1/6. В селезенке наблюдается увеличение числа лимфоидных клеток у мышей ББА/2, CC57W и СБА/СаЬае (после кратковременного снижения), уменьшение - у С57В1/6. Миелоидный росток селезенки активизируется у БАЬБ/е, С57Б1/6 и СС57^ Реакция тимуса на иммобилизационный стресс у мышей СБА/СаЬае, ББА/2, С57Б1/6 и CC57W, проведенный после иммунизации, заключается в инволюции лимфоидного органа

9. Иммобилизационный стресс, продолжительностью 16 часов, приводит к развитию вторичного иммунодефицитного состояния по системному дисрегуляторному типу с нарушением функциональной и пролиферативной активности иммунокомпетентных клеток.

10. Экстракт шлемника байкальского восстанавливает угнетенный иммобилизацион-ным воздействием гемо- и лимфопоэз, вызывая развитие гиперплазии всех ростков кроветворения: в костном мозге лимфо- и гранулоцитопоэза, в тимусе - лимфопоэза, в селезенке - лимфо- и эритропоэза. Введение экстракта шлемника байкальского мышам, иммунизированным на фоне перенесенного иммобилизационного стресса, приводит к развитию депрессии костномозгового и стимуляции селезеночного кроветворения, ги-

перплазии тимуса. Пантовит восстанавливает морфологический состав кроветворных и лимфоидных органов, измененный после стрессового воздействия, но, в основном, за счет лимфоидного и миелоидного ростков кроветворения. Применение пантовита у мышей, иммунизированных после перенесенного иммобилизационного воздействия, активизирует миелоидный и лимфоидные ростки кроветворения в костном мозге, эритроидный, миелоидный и лимфоидный ростки - в селезенке.

11. Применение пантовита, экстрактов шлемника байкальского, бадана толстолистного, лабазника вязолистного и настойки пиона уклоняющегося после иммобилизационного стресса, но перед иммунизацией способствует восстановлению содержания антителообразующих клеток и увеличению продукции ими специфических антител. В основе стимулирующего влияния на клеточный иммунитет экстракта шлемника лежит активация процесса образования клона антигенспецифических Т-лимфоцитов, а пантовита, пиона уклоняющегося и душицы обыкновенной - способности антигенспецифических Т-лимфоцитов продуцировать провоспалительные цитокины при встрече с антигеном. Экстракты бадана, лабазника вязолистного и настойка эхинацеи пурпурной ограничивают развитие процессов воспаления в реакции гиперчувствительности замедленного типа, снижая активность антигенспецифических Т-лимфоцитов. Применение пантовита, экстракта шлемника байкальского и настойки эхинацеи пурпурной повышает пролиферативную активность ЛПС-стимулированных В-лимфоцитов в селезенке экспериментальных животных.

Список работ, опубликованных по теме диссертации

1. Коррекция препаратами природного происхождения изменений в эритропоэзе после иммобилизационного стресса и невротических воздействий// Проблемы экспериментальной и клинической медицины. - Томск, 1996. - Вып.1. -С.36-39.

2. Коррекция препаратами природного происхождения изменений в системе крови после иммобилизационного стресса и невротических воздействий // Экспериментальная и клиническая фармакотерапия язвенной болезни желудка и двенадцатиперстной кишки. Создание новых гемостимуляторов. - Томск, 1996. - С.35 (в соавт. с Сусловым Н.И., Скурихиным Е.Г.).

3. Реакция эритрона на невротические воздействия// Материалы VII Всероссийского симпозиума «Коррекция гомеостаза». - Красноярск, 1996. - С.99-100 (в соавт. с Сусловым Н.И., Скурихиным Е.Г., Проваловой Н.В.).

4. Влияние экстракта шлемника байкальского на выработку условного рефлекса в условиях экспериментального невроза// Актуальные проблемы фармакологии и поиска новых лекарственных препаратов. - Томск, 1997. -Т. 9. - С. 127-128 (в соавт. со Скурихиным Е.Г., Проваловой Н.В.).

5. К вопросу о механизмах соматизации неврозов// 3-й съезд физиологов Сибири и дальнего востока. - Новосибирск, 1997. - С.68 (в соавт. с Дыгаем A.M., Сусловым Н.И., Скурихиным Е.Г. и др.).

6. Реакция эритроидного ростка кроветворения при различных типах невротических воздействий// Бюл. эксперим. биол. и медицины. - 1997. -Т. 123. - № 2. - С. 158-161 (в соавт. с Дыгаем А.М., Сусловым Н.И., Скурихиным Е.Г.).

7. Влияние экспериментального невротического воздействия на поведение и обучаемость мышей// Бюл. эксперим. биол. и медицины. - 1997. -Т. 124. - № 11. - С.506-508 (в соавт. с Сусловым Н.И., Дыгаем А.М., Скурихиным Е.Г.).

8. Модулирующие эффекты препаратов шлемника байкальского на реакции эритрона в условиях невротических воздействий// Эксперим. и клин, фармакология. - 1998. -7.61. - № 1. - С.37-39 (в соавт. с Дыгаем А.М., Сусловым Н.И., Скурихиным Е.Г., Проваловой Н.В.).

9. Механизмы регуляции эритропоэза в условиях экспериментальных невротических воздействий// Бюл. СО РАМН. - 1998. - № 1. - С. 129-134 (в соавт. с Гольдбергом Е.Д., Дыгаем А.М., Сусловым Н.И., Скурихиным Е.Г., Проваловой Н.В.).

10. Коррекция препаратами шлемника байкальского изменений в системе крови при экспериментальных невротических воздействиях// Актуальные проблемы фармакологии и поиска новых лекарственных препаратов. - Томск, 1999. - Т. 10. - С. 166-168 (в соавт. со Скурихиным ЕХ., Проваловой Н.В.).

11. Показатели гуморального иммунного ответа у мышей разных линий и пола// Проблемы эксперим. и клинич. фармакологии. - Томск: Изд-во Том.ун-та, 2000. - С.23-25 (в соавт. с Масной Н.В.)

12. Реакции иммунной системы у мышей, перенесших иммобилизационный стресс// Проблемы эксперим. и клинич. фармакологии. - Томск: Изд-во Том.ун-та, 2000. - С.52-54 (в соавт. с Масной Н.В.).

13. Влияние байкалина на поведение мышей после экспериментального невротического воздействия// Проблемы эксперим. и клинич. фармакологии. - Томск: Изд-во Том.ун-та, 2000. - С.54-55 (в соавт. с Проваловой Н.В., Скурихиным Е.Г.).

14. Новые препараты на основе продуктов пантового мараловодства// Материалы международной научной конференции. Поиск, разработка и внедрение новых лекарственных средств и организационных форм фармацевтической деятельности. - Томск, 2000.- С. 188-189 (в соавт. с Сусловым Н.И., Скурихиным Е.Г., Боровской Т.Г., Полу-эктовой М.Е., Ратнер Г.М., Стахеевой М.Н., Степовой Е.А., Хлусовой М.Ю., Масной Н.В., Шерстобоевым Е.Ю.).

15. Адренергические механизмы влияния препаратов природного происхождения на систему крови в условиях иммобилизационного стресса// Материалы международной научной конференции. Поиск, разработка и внедрение новых лекарственных средств и организационных форм фармацевтической деятельности. - Томск, 2000.- С. 186-187 (в соавт. с Сусловым Н.И., Скурихиным Е.Г., Похомовой А.В., Ратнер Г.М., Масной Н.В., Минаковой М.Ю., Зюзьковым Г.Н.).

16. Отсроченные эффекты доксорубицина и винбластина на реактивность костного мозга в эксперименте//Бюл. эксперим. биол. и медицины. - 2001. -Приложение № 1. -С. 13-17 (в соавт. Шерстобоевым Е.Ю., Масной Н.В., Борсук О.С.).

17. Реакции иммунной системы у мышей, перенесших иммобилизационный стресс// Фундаментальные науки и прогресс клинической медицины. Материалы II Российской конференции молодых ученых с международным участием (24 -28 апреля 2001, Москва). - 2001. - Т.1. - С. 200-201(в соавт. с Масной Н.В.).

18. Влияние препаратов природного происхождения на лимфоидную ткань крыс при иммобилизационном стрессе// Фундаментальные науки и прогресс клинической медицины. Материалы П Российской конференции молодых ученых с международным участием (24 -28 апреля 2001, Москва). - 2001. - Т.2. - С. 85 - 86 (в соавт. с Масной Н.В., Сусловым Н.И., Скурихиным Е.Г., Проваловой Н.В.).

19. Состояние иммунной системы у животных разных линий в условиях введения противоопухолевого препарата// Материалы научной молодежной конференции СО РАМН «Фундаментальные и прикладные проблемы современной медицины». - Новосибирск, 2001. - С.24-25 (в соавт. с Масной Н.В., Борсук О.С.).

20. Особенности реакции иммунной и кроветворной систем мышей линий БВЛ/2 и СВЛ/СаБас на иммобилизационный стресс// Материалы научной молодежной конференции СО РАМН «Фундаментальные и прикладные проблемы современной медицины». - Новосибирск, 2001. - С.40-41 (в соавт. с Масной Н.В., Борсук О.С).

21. Ранние изменения показателей иммунной и кроветворной систем у мышей линии СВЛ/СаБас после воздействия факторов различного генеза// Актуальные проблемы экспериментальной и клинической фармакологии. - Томск: Изд-во Том.ун-та, 2001. -С.31-33 (в соавт. с Борсук О.С, Масной Н.В., Талалаем Д.Н.).

22. Некоторые показатели иммунной и кроветворной систем у мышей линии С57В1/6 в разных моделях// Актуальные проблемы экспериментальной и клинической фармакологии. - Томск: Изд-во Том.ун-та, 2001. - С. 34-35 (в соавт. с Борсук О.С, Масной Н.В., Талалаем Д.Н.).

23. Реакции иммунной и кроветворной систем животных разных генотипов в условиях иммунодефицитного состояния, вызванного введением противоопухолевого препарата// Актуальные проблемы экспериментальной и клинической фармакологии. - Томск: Изд-во Том.ун-та, 2001. - С. 98-101(в соавт. с Масной Н.В., Борсук О.С).

24. Влияние иммобилизационного стресса на некоторые показатели гуморального иммунного ответа у мышей различных линий// Актуальные проблемы экспериментальной и клинической фармакологии. - Томск: Изд-во Том.ун-та, 2001 г. - С. 174-176 (в соавт. с Масной Н.В., Борсук О.С).

25. Реакции иммунной и кроветворной систем на стрессирующие воздействия разного генеза// Бюл. эксперим. биол. и медицины. - М. - 2001. - Приложение № 3. - С.60-63 (в соавт. с Масной Н.В., Шерстобоевым Е.Ю., Борсук О.С).

26. Влияние природных препаратов с ноотропными и адаптогенными свойствами на биоэлектрическую активность коры мозга крыс// Эксперим. и клин, фармакология. -2002. -Т.65, N 1. - С.7-10 (в соавт. с Сусловым Н.И., Скурихиным Е.Г, Проваловой Н.В., Стальбовским А.О., Литвиненко В.И., Дыгаем А.М.).

27. Некоторые механизмы восстановления иммунной системы экстрактом шлемника байкальского после воздействия цитотоксического препарата// Актуальные проблемы экспериментальной и клинической фармакологии. - Томск: Изд-во Том.ун-та, 2002. -С. 40-42 (в соавт. с Борсук О.С, Масной Н.В.).

28. Реакции иммунокомпетентных клеток на введение алкилирующего соединения// Актуальные проблемы экспериментальной и клинической фармакологии. - Томск: Изд-во Том.ун-та, 2002. - С 96-98 (в соавт. с Масной Н.В., Борсук О.С).

29. Гуморальный иммунный ответ у мышей линии СВЛ/СаБас при сдвигах в высшей нервной деятельности// Актуальные проблемы экспериментальной и клинической фармакологии. - Томск: Изд-во Том.ун-та, 2002. - С 165-168 (в соавт. с Масной Н.В., Бор-сук О.С).

30. Влияние тимусзависимого антигена на ориентировочно-исследовательское поведение мышей линии БВЛ/2, С57В1/6, СВЛ/СаБас и ВЛЬВ/с// IV съезд физиологов Сибири с международным участием (тезисы) - Новосибирск, 2002,- С. 300 (в соавт. с Масной Н.В., Борсук О.С).

31. Влияние пантовита на состояние иммунной системы после воздействия противоопухолевого препарата// Материалы IV молодежной научной конференции СО РАМН "Фундаментальные и прикладные проблемы современной медицины".- Новосибирск, 2002.- С. 6-7 (в соавт. с Борсук О.С, Масной Н.В.).

32. Особенности иммунного ответа на тимусзависимый антиген после иммобилизаци-онного стресса у мышей линий БВЛ/2, С57В1/6// Материалы IV молодежной научной

конференции СО РАМН "Фундаментальные и прикладные проблемы современной медицины".- Новосибирск, 2002. - С. 42-43 (в соавт. с Масной Н.В., Борсук О.С.).

33. Влияние иммобилизационного стресса на кроветворную и лимфоидную ткань мышей линии CBA/CaLac на фоне формирования первичного гуморального иммунного ответа// Бюл. эксперим. биол. и медицины. - 2002. -Приложение № 3. - С. 46-52 (в соавт. с Масной Н.В., Шерстобоевым Е.Ю., Борсук О.С.).

34. Особенности реакций иммунной системы мышей разных линий// Бюл. эксперим. биол. и мед.- 2002.- №10.- С. 437-439 (в соавт. с Масной Н.В., Борсук О.С., Шерсто-боевым Е.Ю.).

35. Реакции иммунокомпетентных клеток мышей линии DBA/2 на введение цикло-фосфана// Компенсаторно-приспособительные процессы: фундаментальные и клинические аспекты (материалы Всероссийской конференции. 4-6 ноября 2002 года). - Новосибирск, 2002.- С. 59-60 (в соавт. с Масной Н.В., Борсук О.С.).

36. Некоторые механизмы регуляции гуморального ответа мышей СВА/Са Lac после иммобилизационного стресса на фоне иммунизации тимусзависимым антигеном// Компенсаторно-приспособительные процессы: фундаментальные и клинические аспекты (материалы Всероссийской конференции. 4-6 ноября 2002 года). - Новосибирск, 2002.- С. 110-111 (в соавт. с Масной Н.В., Борсук О.С.).

37. Влияние пантовита на состояние иммунной системы после воздействия экспериментального стресса// Компенсаторно-приспособительные процессы: фундаментальные и клинические аспекты (материалы Всероссийской конференции. 4-6 ноября 2002 года). - Новосибирск, 2002.- С. 248-249 (в соавт. с Масной Н.В., Борсук О.С.).

38. Чувствительность иммунокомпетентных клеток мышей линий DBA/2 и С57В1/6 к циклофосфану// Бюл. эксперим. билогии и медицины.- 2003.- Т. 135, № 4. - С. 427-431 (в соавт. с Масной Н.В., Борсук О.С., Шерстобоевым Е.Ю.).

39. Реакции иммунной системы мышей разных линий после экстремальных воздействий и их коррекция препаратами природного происхождения// Бюл. эксперим. биол. и медицины.- 2003. -Приложение № 2. - С.35-39 (в соавт. с Масной Н.В., Борсук О.С., Шерстобоевым Е.Ю., Сусловым Н.И.).

40. Реакции системы иммунитета разных линий инбредных мышей на иммобилизационный стресс// Бюл. эксперим. биол. и медицины.- 2003.- Т. 136. - № 9.-С. 304-308 (в соавт. с Масной Н.В., Борсук О.С., Шерстобоевым Е.Ю.).

41. Реакции иммунной системы мышей разных линий на иммобилизационый стресс и их коррекция препаратами природного происхождения// Актуальные проблемы фармакологии (материалы конференции).- Томск, 2004.- С. 139-141.

42. Морфофункциональные особенности лимфоидных клеток у мышей разных линий// Бюлл. эксперим. биол. и медицины.- 2004.- Т. 137. - № 6.- С. 703-705 (в соавт. с Гольд-бергом Е.Д., Масной Н.В.).

Список сокращений

АОК - антителообразующие клетки

АПК - антиген-презентирующая клетка

ГЗТ - гиперчувствительность замедленного типа

ГИМ - гемопоэзиндуцирующее микроокружение

ГК - глюкокортикоидные гормоны

ИВ - индекс воспаления

ИВР - индекс воспалительной реакции

ИЛ- 1,2,6,7,10 - интерлейкин-1,2,6,7,10

ИС - иммобилизационный стресс

ИФН*у - интерферон гамма

КОЕ-ГМ (Э) - колониеобразующая единица, формирующая в культуре ткани

гранулоцито-макрофагальные (эритроидные) колонии

КОЕс - колониеобразующая единица селезенки

Кон А - конканавалин А

ЛПС - липополисахариды

мАТ - моноклональные антитела

2-МЭ - 2-меркаптоэтанол

НПУ - настойка пиона уклоняющегося

НЭП - настойка эхинацеи пурпурной

ОКК - общая клеточность миелокариоцитов

ОКС - общая клеточность селезенки

ОКТ - общая клеточность тимуса

- простагландин Е2

ПСКК - полипотентная стволовая кроветворная клетка

РБТЛ - реакция блаеттрансформации

сут -сутки

ТЗА - тимуезависимый антиген

ФАПМ - фагоцитарная активность перитонеальных макрофагов

ФНО - фактор некроза опухоли

ЭБ - эритроциты барана

ЭБТ - экстракт бадана толстолистного

ЭДО - экстракт душицы обыкновенной

ЭЛВ - экстракт лабазника вязолистного

ЭП - эритропоэтин

Э Ш Б - экстракт шлемника байкальского

CD4 - Т- хелперные лимфоциты

- Т- цитотоксические лимфоциты

FITC - fluorescein 5-isothiocyanate (флуорисцирующая метка)

1а- аг - антиген гистосовместимости II класса у мышей

Ig - иммуноглобулин

МНС - главный комплекс гистосовместимости

Thl/Th2 - Т-хелиеры 1тииа/ 2 типа

ХТТ - феназин метасульфат (2,3-t)is[2-Methoxy-4-nitro-5-suIfophenyI]-2H-tetrazolium-5-carboxanilide inner salt)

»19 58 1

Тираж 100. Заказ 1037. Томский государственный университет систем управления и радиоэлектроники пр. Ленина, 40

Оглавление диссертации Чурин, Алексей Александрович :: 2005 :: Томск

ВВЕДЕНИЕ.

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1.1. .ВТОРИЧНЫЕ ИММУНОДЕФИЦИТЫ: ВИДЫ, РАСПРОСТРАНЕННОСТЬ, КЛАССИФИКАЦИЯ.

1.2. НЕЙРОЭ11ДОКРИННЫЕ МЕХАНИЗМЫ СТРЕССА.

1.3. ВЛИЯНИЕ НЕРВНОЙ СИСТЕМЫ НА ГЕМО- И ИММУНОПОЭЗ ПРИ ВОЗДЕЙСТВИИ ЭКСТРЕМАЛЬНЫХ ФАКТОРОВ.

1.4. ПРИНЦИПЫ КОРРЕКЦИИ ИЗМЕНЕНИЙ В ИММУННОЙ СИСТЕМЕ.

1.4.1. Способы коррекции повреждений иммунной системы.

1.4.2. Лекарственные средства, применяемые для коррекции сдвигов в иммунной системе.

1.4.3. Применение препаратов природного происхождения в качестве иммунотропных средств.

1.5. БИОЛОГИЧЕСКИЕ ЭФФЕКТЫ ПРЕПАРАТОВ ПРИРОДНОГО ПРОИСХОЖДЕНИЯ.

1.5.1. Препараты шлемника байкальского.

1.5.2. Продукты пантового мараловодства в коррекции патологических состояний

1.5.3. Фармакологические свойства бадана толстолистного.

1.5.4. Применение препаратов эхинацеи пурпурной в медицине.

1.5.5. Препараты лабазника вязолистного в народной медицине.

1.5.6. Фармакологическая активность препаратов пиона уклоняющегося.

1.5.7. Возможности использования препаратов душицы обыкновенной в качестве иммунотропного средства.

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ.

ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ СОБСТВЕННЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ.

3.1. Реакции кроветворной и иммунной систем мышей линии СВА/СаЬас на введение тимусзависимого антигена и иммобилизационный стресс.

3.1.1. Состояние кроветворной ткани мышей линии СВА/СаЬас после иммунизации тимусзависимым антигеном и иммобилизационного воздействия.

3.1.2. Состояние лимфоидной ткани мышей линии СВА/СаЬас после иммунизации тимусзависимым антигеном и иммобилизационного стресса.

3.1.3. Влияние иммунизации тимусзависимым антигеном и иммобилизационного стресса на некоторые показатели гуморального иммунитета и неспецифической резистентности организма.

3.2. Реакции кроветворной и иммунной систем мышей линии ОВА/2 на введение тимусзависимого антигена и иммобилизационный стресс.

3.2.1. Состояние кроветворной ткани мышей линии БВА/2 после иммунизации тимусзависимым антигеном и иммобилизационного воздействия.

3.2.2. Состояние лимфоидной ткани мышей линии Ш$АЛ после иммунизации тимусзависимым антигеном и иммобилизационного стресса.

3.2.3. Влияние иммунизации тимусзависимым антигеном и иммобилизационного стресса на некоторые показатели гуморального иммунитета и неспецифической резистентности организма.

3.3. Реакции кроветворной и иммунной систем мышей линии ВАЬВ/с на введение тимусзависимого антигена и иммобилизационный стресс.

3.3.1. Состояние кроветворной ткани мышей линии ВАЬВ/с после иммунизации тимусзависимым антигеном и иммобилизационного воздействия.

3.3.2. Состояние лимфоидной ткани мышей линии ВАЬВ/с после иммунизации тимусзависимым антигеном и иммобилизационного стресса.

3.3.3. Влияние иммобилизационного стресса па некоторые показатели гуморального иммунитета и неспецифической резистентности организма.

3.4. Реакции кроветворной и иммунной систем мышей линии С57В1/6 на введение тимусзависимого антигена и иммобилизационный стресс.

3.4.1.Состояние кроветворной ткани мышей линии С57В1/6 после иммунизации тимусзависимым антигеном и воздействия иммобилизационным стрессом.

3.4.2. Состояние лимфоидной ткани мышей линии С57В1/6 после иммунизации тимусзависимым антигеном и воздействия иммобилизационным стрессом.

3.4.3. Влияние иммобилизационного стресса на некоторые показатели гуморального иммунитета и неспецифической резистентности организма.

3.5. Реакции кроветворной и иммунной систем мышей линии СС57\У на введение тимусзависимого антигена и иммобилизационный стресс.

3.5.1. Состояние кроветворной ткани мышей линии CC57W после иммунизации тимусзависимым антигеном и иммобилизационного воздействия.

3.5.2. Состояние лимфоидной ткани мышей линии CC57W после иммунизации тимусзависимым антигеном и иммобилизационного стресса.

3.5.3. Влияние иммобилизационного стресса на некоторые показатели гуморального иммунитета и неспецифической резистентности организма.

3.6. Коррекция иммунодефицитного состояния у мышей препаратами природного происхождения.

3.6.1. Состояние кроветворной и лимфоидной тканей мышей CBA/Ca Lac после стрессового воздействия и антигенной стимуляции на фоне введения экстракта шлемника байкальского.

3.6.2. Состояние кроветворной и лимфоидной тканей мышей CBA/CaLac после экспериментального стрессового воздействия и антигенной стимуляции на фоне введения пантовита.

3.6.3. Коррекция иммунодепрессивного состояния настойкой эхинацеи пурпурной у мышей линии CBA/CaLac, иммунизированных и подвергнутых иммобилизационному стрессу.

3.6.4. Коррекция иммунодепрессивного состояния экстрактом бадана толстолистного у мышей линии DBA/2, подвергнутых иммобилизационному стрессу.

3.6.5. Коррекция иммунодепрессивного состояния настойкой пиона уклоняющегося у мышей линии CBA/CaLac, подвергнутых иммобилизационному стрессу.

3.6.6. Коррекция иммунодепрессивного состояния экстрактом лабазника вязолистного у мышей линии CBA/CaLac, подвергнутых иммобилизационному стрессу.

3.6.7. Коррекция иммунодепрессивного состояния экстрактом душицы обыкновенной у мышей линии CBA/CaLac, подвергнутых иммобилизационному стрессу.

Введение диссертации по теме "Патологическая физиология", Чурин, Алексей Александрович, автореферат

Актуальность

Бурное развитие техногенной деятельности человека, интенсивное загрязнение окружающей среды и другие воздействия чрезвычайного характера создают весьма жесткие внешние условия жизнедеятельности, неадекватные врожденным и приобретенным свойствам организма. Пребывание в таких условиях ведет к дополнительному расходованию резервных возможностей гомеостатических систем [Меерсон Ф.З., Пшенников М.Г., 1988; Новиков B.C., Смирнов B.C., 1995; Гольд-берг Е.Д., Дыгай A.M., Удут В.В. и др., 1996; Гольдберг Е.Д., Дыгай A.M., Хлусов И.А., 1997; Гольдберг Е.Д., Дыгай A.M., Жданов В.В., Гольдберг В.Е., 2001; Гольдберг Е.Д., Дыгай A.M., Суслов Н.И. и др., 2003; Масная Н.В., Чурин A.A., Борсук О.С. и др., 2003; Гольдберг Е.Д., Дыгай A.M., Провалова Н.В. и др., 2004].

Исследования последних лет показали, что реакция организма на стресс сопровождается угнетением функциональной активности различных систем организма [Kort W.J., 1994; Нестерова И.В., 1999; McCarty R., Aguilera G., Sabban E.L., Kvetnansky R„ 2002; Гольдберг Е.Д., Дыгай A.M., Провалова H.B. и др., 2004]. Одно из ведущих мест в этих процессах принадлежит иммунной и кроветворной системам. С одной стороны, это эффекторные системы, выполняющие гомеостатиче-ские функции, подобно пищеварительной, эндокринной и др. С другой, иммунная и кроветворная системы выполняет, подобно нейроэндокринной системе, регуля-торные функции в отношении пролиферации и дифференцировки клеток, возможно, всех тканей организма [Kort W.J., 1994; Абрамов В.В., Абрамова Т.Я., 1996; Козлов В.А., 1997; Абрамов В.В., Егоров Д.Н., Вардосанидзе К.В., Козлов В.А., 1998; Девойно Л.В., 1998; Ширинский И.В., Ширинский B.C., 2001; Fullford A.J., Jessop D.S., 2002]. Отсюда происходят ранние изменения в иммунной и кроветворной системах, возникающие уже на начальных стадиях адаптивных реакций, и "повсеместное" участие иммунной системы в патогенезе многих заболеваний человека.

В случае истощения приспособительных механизмов формируется комплекс изменений, классифицируемый как вторичное иммунодефицитное состояние, являющееся наиболее ожидаемой реакцией организма на любое чрезвычайное воздействие и одной из этиологических причин развития иммунозависимых заболеваний [Новиков B.C., Смирнов B.C., 1995; Ковальчук JI.B., Пинегин Б.В., 1999; Лолор Г., Фишер Т., Адельман Д., 2000; Нестерова И.В., 1999,2002].

Однако, несмотря на неослабевающий интерес исследователей и врачей к этой проблеме во всем мире, до сих пор остается открытым вопрос о механизме развития и характере изменений в иммунной и кроветворной системах в ответ на чрезвычайное воздействие. В большинстве случаев возможно лишь диагностическое выявление проявлений иммунопатогенеза для подтверждения диагноза того или иного иммунодефицита, и только лишь обсуждение этиологических аспектов этих состояний. Особенно это актуально в клинической иммунологии, где до сих пор остается нерешенным вопрос этиологии многих первичных и вторичных им-мунодефицитных состояний [Новиков B.C., Смирнов B.C., 1995; Козлов В.А., 1997; Лолор Г., Фишер Т., Адельман Д., 2000; Нестерова И.В., 1999,2002].

Поиск решения проблемы коррекции упомянутых состояний иммунной системы привело к появлению в середине 80-х годов XX века нового направления медицины — иммунореабилитации [Петров Р.В., 1984; Новиков B.C., Смирнов B.C., 1995; Сепиашвили Р.И., 1996, 1999; Караулов A.B., 1999; Нестерова И.В., Старчен-ко A.A., Иванова С.А., Симбирцев A.C., 2002; Старченко A.A., 2002] и появлению новых лекарственных препаратов с иммунотропным действием. Перечень препаратов достаточно велик, он включает средства, обладающие не только иммуностимулирующим, модулирующим, корригирующим и супрессивным действиями, но и средства пассивной заместительной терапии, к которым относятся как иммуноглобулины, так и в ряде случаев тимические факторы, интерлейкины, интерфероны, колониестимулирующие факторы и другие цитокины [Нестерова И.В., 1999; Караулов A.B., 1999; Нестерова И.В., Старченко A.A., Иванова С.А., Симбирцев A.C., 2002; Старченко A.A., 2002].

Вместе с тем, выбор препарата для направленной коррекции тех или иных сдвигов в иммунной системе в ответ на неинфекционное экстремальное воздействие остается достаточно сложной задачей в связи с тем, что в большинстве случаев попытки вычленить какой-либо "главный дефект" иммунного ответа у соматических больных не представляется возможным [Козлов В.А., 1997; Караулов A.B., 1999].

Нужно отметить, что иммунореабилитация, как направление клинической иммунологии, ориентируется на использование безопасных, доступных, соотнесенных с адаптационными возможностями пациента медикаментозных, физиотерапевтических и санаторно-курортных методов восстановления функций иммунной системы [Шанин С.Н., Рыбакина Е.Г., Фомичева Е.Е, 1999; Першин Б.Б., Кузьмин С.Н., Медведев В.Я, Холстов Д.В., 1999; Сепиашвили Р.И., 1999; Яременко КВ., Иванова С.А., 2002]. Поэтому, наряду с расшифровкой механизма иммунодепрес-сивных состояний практически значимым является поиск модификаторов биологических реакций, действие которых направлено не только на иммунные, но и другие клетки и системы организма.

Этим принципам иммунореабилитации полностью отвечают методы фитотерапии. Использование лекарственных растений представляется перспективным направлением дальнейшего развития, совершенствования методов иммунореабилитации, так как современная фармакология не располагает достаточным арсеналом эффективных средств для профилактики, лечения хронических заболеваний, стресса и его последствий [Шанин С.Н., Рыбакина Е.Г., Фомичева Е.Е, 1999; Шанин С.Н., Козинец И.А., Фомичева Е.Е, 1996].

Тем не менее, несмотря на широкое использование фитопрепаратов в народной медицине, возрастающий интерес врачей и исследователей к изучению эффектов природных соединений, механизмы их влияния на защитные реакции организма (в частности, иммунную и кроветворную системы) при воздействиях различной природы, в том числе и при стрессе, остаются малоизученными, о чем свидетельствуют немногочисленные литературные данные [Шанин С.Н., Рыбакина Е.Г., Фомичева Е.Е, 1999; Шанин С.Н., Козинец И.А., Фомичева Е.Е, 1996].

Согласно современным представлениям экстремальные факторы внешней среды подразделяются на две основные группы: физико-химические и информационно-семантические. Моделью типичного физико-химического экстремального фактора может служить токсическое действие препаратов, используемых для лечения злокачественных новообразований [Масная Н.В., 1998; Гольдберг Е.Д., Дыгай A.M., Жданов В.В., 1999; Гольдберг Е.Д., Дыгай A.M., Шерстобоев Е.Ю., 2000].

Наиболее удобной, но, в то же время, недостаточно изученной моделью для исследования характера дисфункции иммунной и кроветворной систем при воздействии информационно-семантических экстремальных факторов является экспериментальный стресс, который позволяет регулировать направленность и глубину изменений в работе этих систем, а также оценивать эффективность препаратов, претендующих на роль корректоров и модуляторов их функции. Использование данной модели для изучения особенностей функционирования иммунной и кроветворной систем животных с различным генотипом, по разному реагирующих как на антигенный стимул, так и на стрессорные воздействия, даст возможность изучить механизмы влияния экстремальных ситуаций на иммунный ответ, а привлечение адекватных фармакологических методов позволит осуществлять эффективный поиск методов направленной коррекции обнаруженных нарушений. Удобной моделью генетически обусловленных различий по реакции на антигенный и стрессорный стимулы являются мыши инбредпых линий. Анализ межлинейных различий позволит сделать заключение о наличии или отсутствии различий в чувствительности кроветворной и иммунной систем к чрезвычайным факторам.

Цель работы

Исследовать особенности нарушений ответа иммунной и кроветворной систем на тимусзависимый антиген после иммобилизационного стресса у животных с разным генотипом и провести коррекцию выявленных нарушений препаратами природного происхождения.

Задачи исследования

1. Исследовать общие закономерности и особенности функционирования кроветворной и иммунной систем животных разных линий при иммунизации тимус-зависимым антигеном.

3. Выявить различия в формировании иммунного ответа животных разных линий при иммобилизационном стрессе.

5. Произвести коррекцию иммунодефицитного состояния, вызванного иммобили-зационным стрессом, у мышей линий CBA/Ca Lac и DBA/2 с помощью препаратов природного происхождения.

Положения, выносимые на защиту

1. Введение тимусзависимого антигена приводит к увеличению абсолютного количества антителообразующих клеток и титра специфических антител в начальные сроки наблюдения после иммунизации у высокоотвечающих мышей CBA/CaLac, DBA/2, BALB/c и задержке накопления клеток антителопродуцентов у низкоотвечающих на антиген мышей С57В1/6, CC57W. Специфический гуморальный ответ после иммобилизационного стресса, проведенного на фоне иммунизации, угнетался в большей степени у высокоотвечающих (CBA/CaLac, DBA/2, BALB/c), чем у низкоотвечающих (С57В1/6, CC57W) линий.

2. Иммобилизационный стресс изменяет не только соотношение иммуно-компетентных клеток, но и их функциональную активность (продукция цитокинов, пролиферативная активность).

3. Применение тимусзависимого антигена приводит к гиперплазии кроветворных и лимфоидных органов мышей линий CBA/CaLac, DBA/2, BALB/c, C57BI/6 и CC57W.

4. В костном мозге иммобилизированных мышей CBA/CaLac, BALB/c, С57В1/6 и CC57W наблюдается активация лимфоидного ростка кроветворения, эритроидного - у CBA/CaLac и C57BI/6, миелоидного - у BALB/c, C57BI/6 и CC57W. В селезенке происходит повышение численности лимфоидного ростка кроветворения у CC57W, CBA/CaLac, угнетение - у BALB/c, снижение с последующей стимуляцией изучаемого ростка - у DBA/2 и С57В1/6. Эритроидный росток в селезенке стимулируется стрессом у всех изученных линий мышей. Количество миелоидных клеток повышается у CC57W и C57BI/6, снижается у BALB/c. У мышей CBA/CaLac, DBA/2 и CC57W происходит инволюция тимуса, у BALB/c и C57BI/6 - увеличение клеточности этого лимфоидного органа.

5. У иммобилизированных и иммунизированных мышей CBA/CaLac, DBA/2 и С57В1/6 происходит депрессия, у BALB/c и CC57W - активация лимфоидного ростка в костном мозге, снижение количества зритроидных клеток у С57В1/6 и повышение - у ВАЬВ/с. Количество миелоидных клеток в костном мозге возрастает у СВА/СаЬас, ВАЬВ/с и СС57\\', и снижается - у С57В1/6. В селезенке происходит увеличение численности лимфоидного ростка у мышей ХУВАЛ, СС57\У и СВА/СаЬас (после кратковременного снижения), уменьшение - у С57В1/6. Миело-идный росток селезенки стимулируется у ВАЬВ/с, С57В1/6, и СС57\У. У мышей СВА/СаЬас, ОВА/2, С57В1/6 и СС57ДУ, перенесших иммунизацию и иммобилизацию, развивается инволюция тимуса.

6. Введение экстракта шлемника байкальского мышам, иммунизированным на фоне перенесенного иммобилизационного стресса, приводит к угнетению костномозгового и стимуляции селезеночного кроветворения, гиперплазии тимуса. Использование пантовита у мышей, иммунизированных после перенесенного иммобилизационного воздействия, активизирует эритроидный, миелоидый и лимфоид-ный ростки кроветворения.

7. Применение пантовита, экстрактов шлемника байкальского, бадана толстолистного, лабазника вязолистного и настойки пиона уклоняющегося после иммобилизационного стресса, но перед иммунизацией способствует восстановлению содержания антителообразующих клеток. Применение пантовита, экстракта шлемника байкальского и настойки зхинацеи пурпурной стимулирует пролиферативную активность В-лимфоцитов селезенки мышей.

Научная новизна

Впервые выявлены и охарактеризованы различия в реакции кроветворной и лимфоидной ткани на тимусзависимый антиген у мышей разных линий (СВА/СаЬас, БВА/2, ВАЬВ/с, С57В1/6, СС57\¥). Показаны выраженные отличия при формировании гуморального иммунного ответа у высоко- (СВА/СаЬас, ОВА/2, ВАЬВ/с) и низкоотвечающих (С57В1/6, СС57\У) на антиген линий животных, что выражается в значительном увеличении абсолютного количества антителообразующих клеток в селезенке и титра антител в сыворотке крови в начальные сроки после иммунизации мышей линий СВА/СаЬас, ОВА/2, ВАЬВ/с и задержке накопления клеток-антителопродуцентов после иммунизации мышей С57В1/6, СС57\¥. Установленные в работе отличия в реакции иммунной системы мышей на антиген основаны на различной функциональной активности компонентов иммунного ответа (макрофаги, Т-, В-лимфоциты, антителопродуцирующие клетки).

В работе впервые продемонстрировано, что иммобилизационный стресс угнетает развитие специфического гуморального ответа и фагоцитарной активности перитонеальных макрофагов у иммунизированных высокоотвечающих линий мышей (СВА/СаЬас, БВА/2, ВАЬВ/с) и, оказывая незначительное влияние на продуктивную фазу гуморального иммунного ответа, угнетает активность перитонеальных макрофагов в группе низкоотвечающих мышей (С57В1/6, СС57\У). При этом происходит снижение количества Т-общих и В-розеткообразующих лимфоидных клеток и увеличение числа Т-хелперов в костном мозге и селезенке у мышей БВА/2 и С57В1/6.

Выявлено снижение числа С044 - лимфоцитов у всех линий, подвергнутых иммобилизации (кроме СВА/СаЬас), и увеличение количества СБ8+ - клеток у всех линий, за исключением ОВА/2. Впервые установлено, что под влиянием иммоби-лизационного стресса у мышей СВА/СаЬас, ВАЬВ/с, С57В1/6 происходит снижение пролиферативной активности Т- и В- лимфоцитов в селезенке, у мышей ТУВА/2 - повышение индекса стимуляции КонА-стимулированных Т-лимфоцитов. Показано, что на фоне развития иммунного ответа, стресс увеличивает уровень ИЛ-2 и снижает синтез ИЛ-10 у мышей СВА/СаЬас, у С57В1/6 происходит усиление синтеза ИЛ-2 и ИЛ-10. Установлено, что синтез ИЛ-2 и ИЛ-10 угнетается в группах мышей СВА/СаЬас и С57В1/6, перенесших иммобилизационный стресс, наряду со снижением способности Т-лимфоцитов продуцировать провоспалительные цито-кины у СВА/СаЬас и нарушением процессов активации антиген-специфических лимфоцитов и синтеза ими цитокинов у С57В1/6.

Показано, что иммунизация приводит к гиперплазии кроветворных и лимфоидных органов СВА/СаЬас, ЭВА/2, ВАЬВ/с, С57В1/6 и СС57>У. Иммобилизационный стресс активизирует костномозговое кроветворение за счет лимфоидного ростка у мышей линий СВА/СаЬас, ВАЬВ/с, С57В1/6 и СС57\У, эритроидного -СВА/СаЬас и С57В1/6, миелоидного - у ВАЬВ/с, С57В1/6 и СС57\У. В селезенке наблюдается повышение численности лимфоидного ростка кроветворения у СС57\У, СВА/СаЬас, эритроидного ростка - у всех изученных линий мышей. У мышей СВА/СаЬас, БВА/2 и СС57>У наблюдается развитие гипоплазии тимуса, у

ВАЬВ/с и С57В1/6 - увеличение числа лимфоцитов всех степеней зрелости в центральном лимфоидном органе. Впервые продемонстрировано, что иммобилизаци-онный стресс, проведенный на фоне развивающегося иммунного ответа, угнетает лимфоидный росток у мышей СВА/СаЬас, БВА/2 и С57В1/6, и стимулирует его у ВАЬВ/с и СС57\¥, наряду с миелоидным ростком у ВАЬВ/с, СС57\У и СВА/СаЬас. В селезенке наблюдается увеличение числа лимфоидных клеток у мышей ВВА/2, СС57\У и СВА/СаЬас (после кратковременного снижения), уменьшение — у С57В1/6. Миелоидный росток селезенки активизируется у ВАЬВ/с, С57В1/6 и СС57У/. У мышей СВА/СаЬас, БВА/2, С57В1/6 и СС57\У наблюдается развитие гипоплазии тимуса.

Впервые установлено, что применение экстракта шлемника байкальского и пантовита восстанавливает угнетенный иммобилизационным воздействием гемо- и лимфопоэз. Использование растительного препарата у иммунизированных на фоне перенесенного иммобилизационного стресса мышей приводит к развитию депрессии кроветворения и гиперплазии тимуса. В группе мышей, иммунизированных после перенесенного иммобилизационного воздействия, применение пантовита активизирует миелоидый, лимфоидные и эритроидный ростки кроветворения в костном мозге и селезенке.

Применение пантовита, экстрактов шлемника байкальского, бадана толстолистного, лабазника вязолистного и настойки пиона уклоняющегося для коррекции иммунодефицитного состояния (после иммобилизационного стресса, но перед иммунизацией) способствует восстановлению содержания антителообразующих клеток и увеличению продукции ими специфических антител. Экстракты бадана, лабазника вязолистного и настойки эхинацеи пурпурной обладают противовоспалительными свойствами, снижая индекс воспаления в реакции гиперчувствительности. Применение пантовита, экстракта шлемника байкальского и настойки эхинацеи пурпурной стимулирует пролиферативную активность ЛПС-стимулированных В-лимфоцитов в селезенке экспериментальных животных.

Практическое значение работы

Результаты работы значительно расширяют представление об особенностях реагирования кроветворной и иммунной систем на введение тимусзависимого антигена и иммобилизационный стресс у мышей линий CBA/Ca Lac, С57В1/6, DBA/2, BALB/c и CC57W. Показаны различия в реакции костного мозга, тимуса и селезенки, а также клеток, участвующих в формировании иммунного ответа у мышей разных линий после иммобилизационного стресса. Благодаря полученным данным, внесен вклад в понимание общих закономерностей и особенностей развития иммунного ответа, стимулированного тимусзависимым антигеном, после иммобилизационного стресса. Показана принципиальная возможность и проведено патогенетическое обоснование применения препаратов природного происхождения в терапии иммунодефицитных состояний.

Апробация работы

Материалы диссертации докладывались и обсуждались на VII Всероссийском симпозиуме «Коррекция гомеостаза» (Красноярск, 1996); на конференции «Актуальные проблемы фармакологии и поиска новых лекарственных препаратов» (Томск, 1997); на 3-ем Съезде физиологов Сибири и Дальнего Востока (Новосибирск, 1997); на конференции, посвященной 15-летию НИИ фармакологии ТНЦ СО РАМН «Актуальные проблемы фармакологии и поиска новых лекарственных препаратов» (Томск, 1999); на международной научной конференции «Поиск, разработка и внедрение новых лекарственных средств и организационных форм фармацевтической деятельности» (Томск, 2000); на 2-й Российской конференции молодых ученых России с международным участием «Фундаментальные науки и прогресс клинической медицины» (Москва, 2001); на научной молодежной конференции СО РАМН «Фундаментальные и прикладные проблемы современной медици-иы» (Новосибирск, 2001); па конференции «Актуальные проблемы экспериментальной и клинической фармакологии» (Томск, 2001, 2002); на IV съезде физиологов Сибири с международным участием (Новосибирск, 2002); на IV молодежной научной конференции СО РАМН «Фундаментальные и прикладные проблемы современной медицины» (Новосибирск, 2002); на Всероссийской конференции «Компенсаторно-приспособительные процессы: фундаментальные и клинические аспекты» (Новосибирск, 2002); на конференции «Актуальные проблемы фармакологии» (Томск, 2004).

Публикации

По теме диссертации опубликовано 42 научная работа, из них 13 - в центральных реферируемых журналах.

Объем и структура работы

Диссертация представлена в двух томах. Том I изложен на 390 страницах машинописного текста и состоит из введения, четырех глав, выводов, списка литературы. Том П (приложение) - на 122 страницах. Работа иллюстрирована 47 рисунками и 124 таблицами (таблицы 15-124 размещены в приложении). Библиографический указатель включает 510 источников, из них 379 отечественных и 131 иностранных.

Заключение диссертационного исследования на тему "Реакции иммунной и кроветворной систем мышей с различным генотипом на стресс"

342 ВЫВОДЫ

1. На модели иммунизации тимуезависимым антигеном мышей показаны выраженные отличия при формировании специфического гуморального ответа у изученных линий инбредных животных, что позволяет разделить их на группы высоко- (СВА/СаЬас, 1}ВА/2, ВАЬВ/с) и низкоотвечающих (С57В1/6, СС57\¥) на антиген. Формирование 1уморального иммунного ответа, стимулированного тимуезависимым антигеном, выражается в значительном увеличении абсолютного количества антителообразующих клеток в селезенке и титра антител в сыворотке крови в начальные сроки после иммунизации мышей линий СВА/СаЬас, БВА/2, ВАЬВ/с и задержке накопления клеток-антителопродуцентов после иммунизации мышей С57В1/6, СС57\¥. Выявленные отличия в реакции иммунной системы мышей на антиген базируются на различиях в функциональной активности звеньев иммунного ответа (макрофаги, Т-, В-лимфоциты, антигелопродуцирующие клетки).

2. 16 - часовой иммобилизационный стресс на фоне иммунизации эритроцитами барана приводит к угнетению специфического гуморального ответа и фагоцитарной активности перитонеальных макрофагов у высокоотвечающих линий мышей (СВА/СаЬас, ОВА/2, ВАЬВ/с), оказывает- незначительное влияние на продуктивную фазу гуморального иммунного ответа и снижает активность перитонеальных макрофагов в группе низкоотвечающих мышей (С57В1/6, СС57АУ). При этом происходит снижение количества Т-общих и В-розеткообразующих лимфоидных клеток и увеличение числа Т-хелперов в костном мозге и селезенке у мышей 1}ВА/2 и С57В1/6.

3. Исследование влияния иммобилизационного стресса на количество СБ4+- и С1}8+-лимфоцитов в селезенке мышей выявило снижение числа Т - хелперов у всех исследуемых линий мышей (кроме СВА/СаЬас) и увеличение количества С08+-клеток у изученных линий, за исключением БВА/2. Стресс приводит к увеличению уровня содержания Т — хелперов в селезенке у мышей ОВА/2, снижает число Т-общих и В-розеткообразующих клеток в костном мозге и селезенке у ОВА/2 и С57В1/6.

4. Снижение пролиферативной активности Т- и В- лимфоцитов в селезенке мышей под влиянием иммобилизационного стресса отмечается у мышей CBA/CaLac, BALB/c, С57В1/6, повышение индекса стимуляции КонА-стимулированных Т-лимфоцитов происходит у мышей DBA/2. Иммобилизационный стресс не оказывает существенного воздействия на пролифератив-ную активность Т- и В- лимфоцитов в селезенке мышей CC57W. Влияние иммобилизационного стресса на синтез цитокинов, на фоне развития иммунного ответа, заключается в активации синтеза ИЛ-2 и снижении уровня ИЛ-10 у мышей линии CBA/CaLac, у мышей С57В1/6 наблюдается повышение активности ИЛ-2 и ИЛ-10. В группах мышей линий CBA/CaLac и С57В1/6, перенесших иммобилизационный стресс, синтез цитокинов угнетается.

5. При исследовании влияния иммобилизационного стресса на клеточный иммунный ответ в реакции гиперчувствительности замедленного типа показано, что стрессовое воздействие угнетает способность Т-лимфоцитов синтезировать провоспалительные цитокины у мышей CBA/CaLac, нарушает процессы активации антиген-специфических Т-лимфоцитов и синтеза ими цитокинов у С57В1/6.

6. Иммунизация тимусзависимым антигеном приводит к гиперплазии кроветворных органов у изученных линий животных за счет увеличения абсолютного количества лимфоидных клеток у мышей CBA/CaLac и BALB/c, эрит-роидных элементов - у CBA/CaLac и С57В1/6, миелоидного ростка - у BALB/c и CC57W, и снижению числа лимфоидных, эритроидных и миелоидных клеток у мышей линии DBA/2 в костном мозге. У всех линий мышей после введения антигена наблюдается стимуляция лимфоидного и эритроид-ного ростков кроветворения в селезенке, миелоидного ростка кроветворения - у С57В1/6 и CC57W. Иммунизация приводит к гиперплазии тимуса у всех изученных линий мышей.

7. Иммобилизационный стресс активизирует лимфоидный росток костномозгового кроветворения у мышей линий CBA/CaLac, BALB/c, С57В1/6 и CC57W, эритроидный — у CBA/CaLac и С57В1/6, миелоидный — у BALB/c, C57BI/6 и CC57W. В селезенке наблюдается повышение численности лимфоидного ростка кроветворения у СС57\У, СВА/СаЬас, угнетение - у ВАЬВ/с, снижение с последующей стимуляцией изучаемого ростка — у ОВА/2 и С57В1/6. Эритроидный росток в селезенке стимулируется иммобилизационным стрессом у всех изученных линий мышей. Количество миело-идных клеток повышается у СС57\У и С57В1/6, снижается у ВАЬВ/с. У мышей СВА/СаЬас, ЭВА/2 и CC57W наблюдается развитие гипоплазии тимуса, у ВАЬВ/с и С57В1/6 - увеличение числа лимфоцитов всех степеней зрелости в центральном лимфоидном органе.

8. Иммобилизационный стресс, проведенный на фоне развивающегося иммунного ответа, угнетает у мышей СВА/СаЬас, БВА/2 и С57В1/6 и стимулирует у ВАЬВ/с и СС57\Д^ лимфоидный росток костномозгового кроветворения, снижает количество эритрокариоцитов у С57В1/6 и повышает - у ВАЬВ/с. Количество миелоидных клеток в костном мозге после иммобилизации на фоне иммунизации возрастает у СВА/СаЬас, ВАЬВ/с и СС57\У, и снижается - у С57В1/6. В селезенке наблюдается увеличение числа лимфоидных клеток у мышей БВА/2, СС57\\^ и СВА/СаЬас (после кратковременного снижения), уменьшение - у С57В1/6. Миелоидный росток селезенки активизируется у ВАЬВ/с, С57В1/6 и СС57\У. Реакция тимуса на иммобилизационный стресс у мышей СВА/СаЬас, ТУВАЛ, С57В1/6 и СС57\У, проведенный после иммунизации, заключается в инволюции лимфоидного органа.

9. Иммобилизационный стресс, продолжительностью 16 часов, приводит к развитию вторичного иммунодефицитного состояния по системному дисрегу-ляторному типу с нарушением функциональной и пролиферативной активности иммунокомпетентных клеток.

10. Экстракт шлемника байкальского восстанавливает угнетенный иммобилизационным воздействием гемо- и лимфопоэз, вызывая развитие гиперплазии всех ростков кроветворения: в костном мозге лимфо- и гранулоцитопоэза, в тимусе — лимфопоэза, в селезенке - лимфо- и эритропоэза. Введение экстракта шлемника байкальского мышам, иммунизированным на фоне перенесенного иммобилизационного стресса, приводит к развитию депрессии костномозгового и стимуляции селезеночного кроветворения, гиперплазии тимуса. Пантовит восстанавливает морфологический состав кроветворных и лимфоидных лимфоидных органов, измененный после стрессового воздействия, но, в основном, за счет лимфоидного и миелоидного ростков кроветворения. Применение пантовита у мышей, иммунизированных после перенесенного им-мобилизационного воздействия, активизирует миелоидный и лимфоидные ростки кроветворения в костном мозге, эритроидный, миелоидный и лимфо-идный ростки — в селезенке.

Заключение

Исследования показали, курсовое введение экстракта душицы обыкновенной у мышей, перенесших иммобилизационное воздействие, не влияло на поглотительную активность перитонеальных макрофагов, у мышей, иммунизированных на фоне перенесенного иммобилизационного стресса, способствовало снижению ФАПМ в сравнении с показателем у иммобилизированных и иммунизированных животных. Применение экстракта душицы обыкновенной не влияет на процесс образования клона антигенспецифических Т-лимфоцитов и активизирует их способность продуцировать провоспалительные цитокины при встрече с антигеном.

Курсовое применение экстракта душицы обыкновенной у мышей, иммунизированных на фоне иммобилизационного воздействия, не приводило к восстановлению содержания АОК в селезенке до уровня иммунизированной группы, но способствовало повышению титра специфических ^О-антител в сыворотке крови, относительно иммобилизированной и иммунизированной группы животных.

ГЛАВА 4. ОБСУЖДЕНИЕ ПОЛУЧЕННЫХ РЕЗУЛЬТАТОВ

Развитие общего адаптационного синдрома является закономерным ответом организма на различные раздражители и строится на практически бесконечном разнообразии его компенсаторно-приспособительных или адаптивных реакций [Селье Г., 1960, 1972, 1982; Саркисов Д.С., Аруин Л.И., Туманов В.П., 1983; Гольд-берг Е.Д., Дыгай A.M., Удут В.В. и др., 1996; Крыжановский Г.Н., 1997, 1999; Гар-кави Л.Х., Квакина Е.Б., Кузьменко Т.С., 1998]. В формировании адаптационного синдрома принимают участие все известные гомеостатические системы макроорганизма, включая системы крови и иммунитета [Абрамов В.В. 1995; Новиков B.C., Смирнов B.C., 1995; Гольдберг Е.Д., Дыгай A.M., Хлусов И.А., 1997; Гольдберг Е.Д., Дыгай A.M., Шерстобоев Е.Ю., 2000; Абрамов В.В., Маркова Е.В., Повешен-ко А.Ф. и др., 2001; Ширинский И.В., Ширинский B.C., 2001; Труфакин В.А., Шур-лыгина A.B., 2002]. Эти системы играют важную роль в реакции организма на различные по своей природе чрезвычайные факторы, такие как стресс, инфекционное воспаление, острая кровопотеря, цитостатическое и лучевое воздействие, спонтанный лейкоз [Васильев Н.В., 1975; Белоусова О.И., Горизонтов П.Д., Федотова М.И., 1979; Горизонтов П.Д., Белоусова О.И., Федотова М.И., 1982; Дыгай A.M., Гольдберг Е.Д., Агафонов В.И., 1982; Горизонтов П.Д., Белоусова О.И., Федотова М.И., 1983; Гумилевский Б.Ю., 1991; Goldberg E.D., Dygai A.M., 1992; Дыгай A.M., Клименко H.A., 1992; Dhabhar F.S., Miller A.H., McEwen B.S., Spencer R.L., 1995; Гольдберг Е.Д., Дыгай A.M., Хлусов И.А., 1997; Goldberg E.D., Dygai A.M., Kli-menko N.A., 1998; Карпова M.P., Жданов B.B., Уразова О.И. и др., 1998; Каштанова Т.В., 1998; Маспая Н.В., 1998; Гольдберг Е.Д., Дыгай A.M., Жданов В.В. и др., 1999; Карпова М.Р., 1999; Коснырева Л.А., 1999; Гольдберг Е.Д., Дыгай А.М, Жданов В.В. и др., 2001; Гольдберг Е.Д., Дыгай A.M., Шерстобоев Е.Ю., 2000; Гольдберг Е. Д., Дыгай A.M., Провалова Н.В., 2004] и др.

Формирование реакций защиты организма при дестабилизирующих воздействиях происходит под надзором сложноорганизованной системы, замыкающейся на вертикальном (гипофиз-адреналовая, симпатоадреналовая, опиоидная системы и др.) и горизонтальном (элементы микроциркуляторного русла, клетки, формирующие гемопоэзиндуцирующее микроокружение) уровнях организации жизнедеятельности [Шахов В.П., Дыгай A.M., Михленко A.B. и др., 1986; Кириенкова Е.В.,

1987; Гольдберг Е.Д., Дыгай A.M., Захарова О.Ю. 1990; Goldberg E.D., Dygai A.M., Schaehov V.P. et al., 1990; Дыгай A.M., Клименко H.A., 1992; Гольдберг Е.Д., Дыгай A.M., Удут B.B. и др., 1996; Гольдберг Е.Д., Дыгай A.M., Хлусов И.А., 1997; Dygai A.M., Khlusov I.A., Udut V.V. et al., 1997; Гольдберг Е.Д., Дыгай A.M., Жданов В.В., 1999; Гольдберг Е.Д., Дыгай A.M., Жданов В.В. и др., 1999; Гольдберг Е.Д., Дыгай A.M., Шерстобоев Е.Ю., 2000; Шилов Ю.И., Орлова Е.Г., 2000; Гольдберг Е.Д., Дыгай А.М, Жданов В.В. и др. 2001; Гольдберг Е.Д., Дыгай A.M., Жданов В.В., 2002; Гольдберг Е.Д., Дыгай A.M., Провалова Н.В. и др., 2004]. Широко обсуждается в литературе вопрос об участии нейроэндокринных и нейромедиаторных систем в регуляции иммунной и кроветворной систем [Корнева Е.А., Клименко В.М., Шхинек Э.К., 1978; Девойно JI.B., Ильюченок Р.Ю., 1993; Гольдберг Е.Д., Дыгай A.M., Хлусов И.А., 1997; Девойно Л.В., 1998; Шилов Ю.И., Орлова Е.Г., 2000; Гольдберг Е.Д., Дыгай A.M., Провалова Н.В. и др., 2004].

При всех отличиях адаптивных ответов на действие различных факторов среды все они строятся на единой, неспецифической основе — на варьировании числа активно функционирующих структур (увеличении интенсивности процесса) [Саркисов Д.С., 1987; Гольдберг Е.Д., Дыгай A.M., Удут В.В. и др., 1996]. В гоже время, существуют данные о проявлении индивидуальных реакций на эмоциональный стресс, индивидуального течения посттравматических стрессовых расстройств, а также межлинейных различий у лабораторных животных в ответ на один и тот же раздражитель [Бландова З.К., Душкин В.А., Малашенко А.М, и др., 1983; Девойно Л.В., 1998; Griebel G., Beizung С., Perrault G., Sanger D.J., 2000; Ав-густинович Д.Ф., Липина Т.В., Кудрявцева H.H., 2001; Александровский Ю.А., 2001; Бадыштов Б.А., Махнычева А.Л., Колотиленская Н.В. Надоров С.А., 2001]. Изучение данного вопроса способно в значительной мере оптимизировать, с учетом индивидуальной чувствительности, использование психофармако- и иммуно-тропных препаратов при коррекции иммунодефицитных состояний, вызванных стрессом или другими экстремальными факторами. Удобной биологической моделью для решения подобной проблемы могут служить инбредные мыши с генетически обусловленными различиями в реакциях на факторы внешней среды [Бландова З.К., Душкин В.А., Малашенко A.M. и др., 1983; Hermann G., Tovar С.A., Beck F.M. et al., 1993; Brenner G.J., Moynihan J.A., 1997; Bolivar V.J., Caldarone B.J., Reilly

A.A., Flaherty L., 2000; Августинович Д.Ф., Липина Т.В., Кудрявцева H.H., 2001; Anisman Н., Hayley S., Kelly О. et al., 2001; Su S.H., Chen H., Jen C.J., 2001; Ventura R., Cabib S., Puglisi-Allegra S., 2001; Трекова H.A., Миковская О.И., Башарова Л.А. и др., 2002].

В связи с вышеизложенным мы поставили цель исследовать особенности реакции иммунной и кроветворной систем на тимусзависимый антиген после иммо-билизационного стресса у мышей с разным генотипом и провести коррекцию выявленных изменений препаратами природного происхождения.

Для интерпретации полученных в ходе эксперимента данных об изменениях со стороны кроветворной и иммунной систем после воздействия иммобилизацион-ного стресса необходимо обобщить известные факты об изменениях, происходящих в этих системах уже через несколько часов, суток. Известно, что суммарный эффект активации симпатического и парасимпатического отделов вегетативной нервной системы уже на первые сутки приводит к перераспределительным реакциям со стороны системы крови, инволюции тимико-лимфатического аппарата (максимум падения массы тимуса наблюдается на 2-4 сут), обусловленным миграцией лимфоцитов из тимуса и селезенки в костный мозг [Турин В.Н., 1970; Корнева Е.А., Клименко В.М., Шхинек Э.К., 1978; Богдашин И.В., Дыгай A.M., Шерстобоев Е.Ю. и др., 1991; Дыгай A.M., Клименко H.A., 1992; Забродский П.Ф., 1995]. Повышение уровня глюкокортикоидов уже в первые часы иммобилизации приводит к снижению функциональной активности иммунокомпетентных клеток (уменьшение уровня секретируемых цитокинов и экспрессии специфических рецепторов) и запускает перераспределительные реакции [Фурдуй С.Х., Хайдарлиу Ф.И., 1987; Корнева Е.А., 1990; Девойно Л.В., Ильюченок Р.Ю., 1993; Абрамов В.В., 1995, 1998; Калашникова Е.А., Кокаровцева С.Н., Пухальский A.A., 2000; Гольдберг Е.Д., Дыгай А.М., Шерстобоев Е.Ю., 2000].

По нашим данным у мышей линии CBA/CaLac после иммобилизационного стресса к 4—7 сут эксперимента наблюдалось повышение общей клеточности костного мозга, с восстановлением до фонового значения на 14 сут и последующим снижением к 21 сут (Приложение, табл. 16; рис. 11 А). Увеличение общей клеточности костного мозга в течение первой недели опыта происходило за счет увеличения абсолютного количества лимфоидных клеток: лимфоцитов и пролимфоцитов

700

4(1)

7(4) 14(11) 21(18) 4(1) 7(4) 14(11) 21(18)

Сроки исследования, сут

Рис. 11. Динамика содержания в костном мозге общего количества миелокариоцитов (А), лимфоидных клеток (Б), зрелых нейтрофильных гранулоцитов (В), эритроидных клеток (Г) у мышей CBA/Ca Lac после иммунизации тимусзависимым антигеном (1), иммобилизационного стресса (2), иммобилизации после иммунизации тимусзависимым антигеном (3).

Здесь и на рис. 12, 13: * - р < 0,05 по сравнению с фоном, # < 0,05 по сравнению с группой, иммунизированной тимусзависимым антигеном. По оси абсцисс - срок наблюдения, сут. В скобках указаны сроки исследования для иммобилизированной группы; по оси ординат - относительное количество элементов (в процентах от фона).

Список использованной литературы по медицине, диссертация 2005 года, Чурин, Алексей Александрович

1. Абрамов В.В. Возможные принципы интеграции иммунной и нейроэндокрин-ной систем // Иммунология. 1996. - № 1. - С.60-61.

2. Абрамов В.В. Принципы нейроиммунологии в эксперименте и клинике // Иммунология. 1995. - №6. - С. 11 - 15.

3. Абрамов В.В., Абрамов Т.Я. Асимметрия нервной, эндокринной и иммунной систем. — Новосибирск: Наука, 1996. 97 с.

4. Абрамов В.В., Егоров Д.Н., Вардосанидзе К.В., Козлов В.А. Нервная и иммунная системы в канцерогенезе. Новосибирск, 1998. -104 с.

5. Абрамов В.В., Маркова Е.В., Повешенко А.Ф., и др. Взаимозависимость параметров поведения и иммунитета: возможные механизмы и значение // Russ. J. Immunol. 2001. - V. 6. N 2. - P. 215 - 220.

6. Абрамов В.В., Хиченко В.И., Любославская П.Н., Сафронова О.Г. Влияние Тактивина на формирование условного и проявление безусловного рефлексов избегания у крыс линии август // Бюлл. эксперим. биологии и мед. — 1992. № 4.-С. 397-399.

7. Абрамова Е.В. Влияние экстракта шлемника байкальского на процессы регенерации кроветворения в условиях химиотерапии: Автореф. дис. . канд. мед. наук. Томск, 1992. -21 с.

8. Абрамова Т.Я. Характеристика иммунной системы у здоровых людей с разными показателями высшей нервной деятельности: Автореф. дис. . докт. мед. наук. -Новосибирск, 2004. 40 с.

9. Агафонов B.B. Роль гемопоэзнндуцирующего микроокружения в регуляции кроветворения при действии на организм миелоингибирующих факторов. Принципы фармакологической коррекции: Дис. . докт. мед. наук. -Томск, 1994.-286 С.

10. Айрапетянц М.Г., Вейн A.M. Неврозы в эксперименте и в клинике. М.: Наука, 1982,-272 С.

11. Акмаев И. Г., Гриневич В. В. От нейроэндокринологии к нейроиммуноэндок-ринологии // Бюлл. эксперим. биол. -2001. №1,- С.22-31.

12. Александр Д. Краткие очерки быта Китая. Владивосток, 1913.

13. Александровский Ю.А. Состояние психической дезадаптации и их компенсация. М.: Наука, 1976. - 272 С.

14. Александровский Ю.А., Лобастов ОС., Сгшвак Л.И. Психогении в экстремальных условиях М.: Медицина, 1991,- 96 С.

15. Амосова E.H., Зуева Е.П., Разина Т.Г. Экспериментальный отбор модификаторов биологических реакций, перспективных в комбинированной терапии опухолей, среди препаратов из лекарственных растений // Бюл. ТНЦ РАМН СССР. Томск, 1990. Вып.2. С.78-90.

16. Анохин П.К. Системные механизмы высшей нервной деятельности. Избр. труды. М.: Наука, 1979. 345 с.

17. Атлас ареалов и ресурсов лекарственных растений СССР / Под ред. П.С. Чико-ва. М.: Медицина, 1976. -340С.

18. Арцимович Н. Г., Корнев А. В., Иванова Т. М. Подходы к иммунодиагностике и лечению синдрома хронической усталости и нейроиммуногенных растройств // Иммунология. 1994. - №6. - С. 42-45.

19. Бабаева А.Г. Лимфоциты как регуляторы пролиферации и дифференцировки клеток нелимфоидных органов // Вестн. АМН СССР. -1990. № 2. - С. 43-45.

20. Баева Е.В., Бабарэ Г.М. Стресс и иммунная система // Механизмы развития стресса. — Кишинев «Штинца»,1987. —224с.

21. Бакл Дж. Гормоны животных. М.: Мир, 1986. - 88 с.

22. Бакуридзе А.Д., Курцикидзе М.Ш., Писарев В.М. и др. Иммуномодуляторы растительного происхождения (обзор) // Хим.-фарм. журнал. 1993. - №8. — С. 43 -47.

23. Балицкий К.П., Воронцова A.JI. Лекарственные растения и рак. — Киев: Наук. Думка, 1982.-375 с.

24. Барабой В.А. Растительные фенолы и здоровье человека. -М.: Наука, 1984. — 160с.

25. Барнаулов О.Д. Противодиабетические свойства лекарственных растений // Новые лекарственные препараты из растений Сибири и Дальнего востока. — Томск, 1989. Т.2. - С. 17-18.

26. Батуев A.C. Высшая нервная деятельность. М.: Высш. шк., 1991 -256 С.

27. Бахур В.Т. Неврозы и эндокринные функции организма // Журнал невропатологии и психиатрии. 1977. - Т.77. - С.448.

28. Беклемишев Н. Д. Т-хелпер 2 ключевая клетка противометазойного иммунитета и реакций аллергии немедленного типа // Иммунология,- 1995.-№ 5,- С. 49.

29. Беленький М.Л. Элементы количественной оценки фармакологического эффекта. Л.: Медицина, 1963,- С. 81-47.

30. Белоусова О.И., Горизонтов П.Д., Федотова М.И. Радиация и система крови. — М.: Атомиздат, 1979. 128 с.

31. Березин Ф.Б. Психическая и психофизиологическая адаптация человека. Л.: Наука, 1988. - 270 С.

32. Беспалов В.Г. Антиканцерогенные, противоопухолевые и иммуномодулирую-щие свойства отвара цветков лабазника вязолистного // Хим. фармац. журнал. 1992. -№ l.-C. 59-61.

33. Бландова З.К., Душкин В.А., Малашенко A.M., Шмидт Е.Ф. Линии лабораторных животных для медико-биологических исследований. М.: Наука, 1983. -192 с.

34. Боев В.М., Сидоров C.B., Меерсон Ф.З. Влияние однократной максимальной физической нагрузки на эмоциональное поведение крыс // Журн. высш. нервн. деят,- 1989.-T.39.-N.6.-C. 1027-1033.

35. Борисов Л. Б. Приобретенные иммунодефициты инфекционной природы // Факторы клеточного и гуморального иммунитета при различных физиологических и патологических состояниях. Тез. докл. 9 Межинститутской конф. Челябинск, 1988.-С. 15-16.

36. Боровиков В.П., Боровиков И.П. STATISTICA статистический анализ и обработка данных в среде Windows. - M.: Информационно-издательский дом «Филинъ», 1997. - 608 с.

37. Брехман И.И., Голиков П.П. Некоторые данные к фармакологии коры колозан-та индийского // Элеутерококк и другие адаптогены из дальневосточных растений. Владивосток, 1966. С.23 8-286.

38. Брехман И.И., Добряков Ю.И., Танеева А.И. Новые данные по фармакологии пантов пятнистого оленя // Лекарственные средства Дальнего Востока. Владивосток, ВИНИТИ, Деп. № 473-69,1968. - Вып. 9. - 114 с.

39. Брызгалов Г.Я. Биологические и физико-химические свойства крови пятнистого оленя // Сб. науч. трудов / Магаданский ЗНИИСХ Северо-Востока. Новосибирск., 1991.-С. 94-100.

40. Вальдман A.B., Александровский Ю.А. Психофармакотерапия невротических расстройств (экспериментально-теоретический и клинико-фармакологический анализ) / АМН СССР. М.: Медицина, 1987. - 288 С.

41. Вальдман A.B., Звартау Э.Э., Козловская М.М. Психофармакология эмоций.

42. М.: Медицина, 1976.- 328 с.

43. Вартанян ГЛ., Петров Е.С. Эмоции и поведение. JT.: Наука, 1989. - 144 С.

44. Вартанян Г.А., Пирогов A.A. Механизмы памяти центральной нервной системы. Л.: Наука, 1988. - 181 с.

45. Васильев Н.В. Очерки о роли кроветворной ткани в антителообразовании. -Томск: Изд-во Том. ун-та, 1975. 302с.

46. Венчиков А.И., Венчиков В.А. Основные приемы статистической обработки результатов наблюдений в области физиологии. М., 1974. — 152 с.

47. Вероятностные характеристики поведения крыс в условиях «открытого поля» /Н.С.Лазаренко, Е.С.Петров, И.Ю.Забродин, Г.Н.Вартанян // Журнал высшей нервной деят-ти им. И.П.Павлова. -1982. —Т.32, Вып.6. — С. 1096-1103.

48. Ветлугина Т.П. Иммунологический дисбаланс при шизофрении // Бюл. СО РАМН. 1994. - №4. - С. 93-96.

49. Виру A.A. Гормональные механизмы адаптации и тренировки. Л.: Нука, 1981. -155 С.

50. Влияние антиоксиданта на резистентность нетренированного организма к максимальной физической нагрузке / Меерсон Ф.З., Красиков С.И., Боев В.М. и др. //Бюлл. экспер. Биол,-1982,- N.7.- С. 17-19.

51. Влияние антиоксиданта на тренированных и нетренированных к физической нагрузке людей / Меерсон Ф.З., Каган В.Е., Берсенева З.В. и др./АГеор. и практ. физкультуры,-1983. -N.12,- С. 25-28.

52. Вогралик В.Г. Работы русских ученых по нервной регуляции системы крови. -Горьковское кн. изд-во. 1953,- 60 с.

53. Вогралик В.Г., Вогралик М.В., Расторгуев Г.Г. Способ лечения тимусзависи-мых иммунодефицитных состояний. Методические рекомендации. Горький, 1987.-25с.

54. Войтенко Г.М., Степаненко В.В., Мясоедов Д.В., Комарова Л.1. Досвщ застосування ехшацеТ пурпурово! при л1куванш онкохворих // Изучение и использование эхинацеи: Матер. Междунар. научн. конф., Полтава, 21-24 сентября 1998 г.—Полтава, 1998.—С. 109-110.

55. Войтенко Г.Н., Ласица О.И., Яковлева Н.Ю., Усова Е.И. Применение настойки эхинацеи пурпурной в педиатрической практике // Изучение и использование эхинацеи: Матер. Междунар. научн. конф., Полтава, 21-24 сентября 1998 г.— Полтава, 1998 —С. 108-109.

56. Волчегорский И.А., Долгушин И.И., Колесников О.Л., Цейликман В.Э. Роль иммунной системы в выборе адаптационной стратегии организма. Челябинск, 1998. - 70 с.

57. Воронина Т.А. Экспериментальная фармакология ноотропов // Фармакология ноотропов (экспериментальное и клиническое изучение). -М., 1989. -С.8-20.

58. Воронова A.M. Изменения электрокардиограммы у больных гипертонической болезнью при лечении шлемником байкальским // Новые лекарственные растения Сибири, их лечебные препараты и применение. -Томск, -1953. -Вып.4. -С.39-46.

59. Воронова A.M., Толокнова Е.А. Шлемник байкальский как гипотензивное средство // Новые лекарственные растения Сибири и их лечебные препараты. -Томск, -1946. -Вып.2. С.41.

60. Галактионов В.Г. Графические модели в иммунологии. М.: Медицина, 1986. -240 с.

61. Галактионов В.Г. Иммунология. М.: Изд-во МГУ. -1998. - 480с.

62. Ганелина И.Е., Притыкина Н.Я. Значение нервного напряжения и поведенческих особенностей для развития и течения ишемической болезни сердца // Регуляция висцеральных функций: Закономерности и механизмы. JL: Наука, 1987,- С. 45-63.

63. Гаркави JI.X., Квакина Е.Б., Кузьменко Т.С. Антистрессорные реакции и акти-вационная терапия. М.: «Имедис», 1998. - 656 с.

64. Гаркави JI.X., Квакина Е.Б., Уколова М.А. Адаптационные реакции и резистентность организма. 3-е издание. Ростов-на-Дону: Изд-во Ростовского ун-та, 1990.-224 с.

65. Глушков А.Н. Иммунорегуляция межклеточных взаимодействий // Иммунология,- 1989.-№4,- С. 10-14.

66. Гольдберг Д.И. Очерки гематологии. -Томск, 1952. 232 С.

67. Гольдберг Е.Д. Справочник по гематологии с атласом микрофотограмм. -Томск.: Изд-во Том. ун-та, 1989. -468 с.

68. Гольдберг Е.Д., Дыгай A.M. Об участии лимфоцитов в регенерации кроветворения в условиях локального облучения организма // Бюл. эксперим. биол. и мед., 1982. N.3. С.717-719.

69. Гольдберг Е.Д., Дыгай A.M. Роль Т-лимфоцитов в регуляции пролиферации и дифференцировки КОЕс, КОЕэ, БОЕэ // Стволовые клетки и опухолевый рост. -Киев: Наукова думка, 1985. С.221-225.

70. Гольдберг Е.Д., Дыгай А.М., Богдашин И.В. и др. Роль гуморальных факторов в регуляции гемопоэза при стрессе // Бюлл. эксперим. биол. и мед. 1991. - № 7. - С.15-18.

71. Гольдберг Е.Д., Дыгай A.M., Жданов В.В. Механизмы регуляции системы крови при миелосупрессирующих воздействиях // Бюл. Сибирской медицины. -2002,-№2.-С. 7-15.

72. Гольдберг Е.Д., Дыгай A.M., Жданов В.В. Роль гемопоэзиндуцирующего микроокружения в регуляции кроветворения при цитостатических миелосупресси-ях. Томск: Изд. "STT", 1999. - 128 с.

73. Гольдберг Е. Д., Дыгай А. М., Жданов В. В. Механизмы стимуляции миелопо-эза при цитостатических миелодепрессиях пантогематогеном и гранулоцитар-ным колониестимулирующим фактором // Бюл. эксперим. биол. и медицины. -2000.-Т. 130. -№ 11. -С. 512-515.

74. Гольдберг Е.Д., Дыгай A.M., Жданов В.В., Хлусов И.А. Динамическая теория регуляции кроветворения // Бюл. эксперим. биол. и медицины. 1999. - Т. 127, № 5. - С. 484 - 494.

75. Гольдберг Е.Д., Дыгай A.M., Зарицкий А.Ю. и др. Роль тимуса в регуляции клеток стромы, ответственных за перенос гемопоэзиндуцирующего окружения при стрессе // Бюл. эксперим. биол. и мед. 1988. - N. 12. - С.710-712.

76. Гольдберг Е.Д., Дыгай А.М., Захаров Ю.М. и др. Методы выделения гемопо-этических островков костного мозга // Гематол. и трансфузиол. 1990. N.3. С.20-23.

77. Гольдберг Е.Д., Дыгай A.M., Захарова О.Ю. Роль опиодных пептидов в регуляции гемопоэза. Томск, 1990. - 140 С.

78. Гольдберг Е.Д., Дыгай A.M., Литвиненко В.И., Попова Т.П., Суслов Н.И. Шлемник байкальский. Фитохимия и фармакологические свойства. -Томск: Изд-во Том. ун-та, -1994 -222с.

79. Гольдберг Е.Д., Дыгай A.M., Провалова Н.В., Скурихин Е.Г., Суслов Н.И. Роль нервной системы в регуляции кроветворения. Томск: Изд-во Том. ун-та,2004. 146 с.

80. Гольдберг Е.Д., Дыгай A.M., Суслов Н.И. и др. Механизмы регуляции кроветворения при невротических воздействиях // Бюлл. эксперим. биол. и мед.- М. 2003. -Прил. № 2. -С.76-85.

81. Гольдберг Е.Д., Дыгай A.M., Удут В.В. и др. Закономерности структурной организации систем жизнеобеспечения в норме и при развитии патологического процесса. Томск: Изд-во ТГУ, 1996. - 284 с.

82. Гольдберг Е.Д., Дыгай A.M., Хлусов И.А. Роль вегетативной нервной системы в регуляции гемопоэза. Томск: Изд-во ТГУ, 1997. - 220 с.

83. Гольдберг Е.Д., Дыгай A.M., Шахов В.П. Методы культуры и ткани в гематологии. Томск, 1992. - 272 С.

84. Гольдберг Е.Д., Дыгай A.M., Шахов В.П. Глюкокортикоиды: регуляторное влияние на гемопоэз при стрессе // Бюлл. СО АМН СССР. 1987. - N.6. -С. 107-109.

85. Гольдберг Е.Д., Дыгай A.M., Шахов В.П. и др. Механизмы формирования адаптивных реакций в системе крови при стрессе // Механизмы патологических реакций. Томск, 1986. - Т.4. - С.3-8.

86. Гольдберг Е.Д., Дыгай A.M., Шахов В.П. и др. Нейрогуморальные механизмы регуляции костномозгового гемопоэза // Стволовая кроветворная клетка в норме и при патологии. Томск, 1988. - С.35-38.

87. Гольдберг Е.Д., Дыгай A.M., Шахов В.П. и др. Структурно-фуикциональная организация и механизмы адаптации в системе гемопоэза // Биоэнергетические и структурные аспекты гомеостаза в изолированных системах и организме. -Красноярск, 1987. С.75-89.

88. Гольдберг Е.Д., Дыгай A.M., Шахов В.П. Роль макрофагов в развитии феномена стимуляции костномозгового кроветворения при стрессе // Пат. физиол. и экспер. терапия. 1988.- № 5. - С.32-34.

89. Гольдберг Е.Д., Дыгай A.M., Шерстобоев Е.Ю. Механизмы локальной регуляции кроветворения. Томск: Изд. "STT", 2000. - 147 с.

90. Гольдберг Е.Д., Зуева Е.П. Препараты из растений в комплексной терапии злокачественных новообразований. — Томск, 2000. -130 с.

91. Гольдберг Е.Д., Хлусов И.А., Дыгай A.M. и др. Адренергические механизмы контроля пролиферации и дифференцировки кроветворных клеток-предшественников в условиях иммобилизационного стресса // Бюлл. экспери. биол. и мед.- 1993.-N.il.- С.457-460.

92. ЮЗ. Гольдберг Е.Д., Хлусов И.А., Дыгай A.M. и др. Адренергические механизмы контроля пролиферации и дифференцировки кроветворных клеток-предшественников в условиях иммобилизационного стресса // Бюлл. экспери. биол. и мед.-1993.- №. 11.- С.457-460.

93. Гомеостаз и регуляция физиологических систем организма / Лищук В.А., Лорд Б., Павлович-Кантера В. и др. Новосибирск: Наука. Сиб. отд-ние, 1992. - 253 с.

94. Гончарова Т.А. Энциклопедия лекарственных растений: (лечение травами). Т.1. -М.: Изд. ДомМСП, 1998.-560 с.

95. Гончарова Т.А. Энциклопедия лекарственных растений: (лечение травами). Т.2. М.: Изд. Дом МСП, 1998. - 528 с.

96. Гордон Д.С., Сергеева В.Е., Зеленова И.Г. Нейромедиаторы лимфоидпых органов. -Л., Наука, 1982. - 128с.

97. Горизонтов П.Д. Общая характеристика и значение реакции стресс // Вести. АМН СССР. 1975. - N.8. - С.81-89.

98. Горизонтов П.Д. Роль симпатической нервной системы в ранних неспецифических реакциях органов кроветворения // Патол. физиол. и экспср. терапия. -1975. -N.3.-C.34-38.

99. Горизонтов П.Д. Система крови как основа резистентности адаптации организма // Патол. физиология и эксперим. терапия. 1981. - N.2. - С 55-63.

100. Горизонтов П.Д. Стресс и реакция органов кроветворения // Патологическая физиология и экспериментальная терапия. — 1974. N.2, - с. 3-6.

101. Горизонтов П.Д., Белоусова О.И., Зимин Ю.И. Роль надпочечников в изменении кроветворных органов в начальном периоде стресс-реакции // Патол. фи-зиол. и экспер. Терапия. 1970. - Т. 14, N.2. - С.38-44.

102. Горизонтов П.Д., Белоусова О.И., Зимин Ю.И. Роль адреналина и выключения альфа рецепторов в реакциях органов кроветворения на стресс // Бюл. экспер. биол. и мед.- 1972. - N.12. - С.23-26.

103. Горизонтов П.Д., Белоусова О.И., Федотова М.И. Лучевое поражение и восстановление кроветворения. Восстановительные и компенсаторные процессы при лучевых поражениях. Л., 1982. - 50 с.

104. Горизонтов П.Д., Белоусова О.И., Федотова М.И. Стресс и система крови. М.: Медицина, 1983.-240 с.

105. Громова Е.А. Эмоциональная память и ее механизмы. — М.: Наука, 1980. — 120 с.

106. Гумилевский Б.Ю. Реакции системы крови при остром инфекционном воспалении и роль гемопоэзиндуцирующего микроокружения в механизмах их развития: Автореф. дисс. . канд. мед. наук. Томск, 1991. - 19 с.

107. Гурьянцева Л. А. Влияние пантогематогена на процессы регенерации кроветворения при цитостатической миелодепрессии: Автореф. дисс. .к. м. н. -Томск, 2001.-21с.

108. Гусева А.П. Применение важнейших лекарственных растений тибетской медицины по рецептам врача Бадаева П.А. // Элеутерококк и другие адаптогены из дальневосточных растений. Владивосток, 1966. С.309-323.

109. Гуска Н.И. Механизмы желудочно-кишечных нарушений при стрессовых воздействиях // Механизмы развития стресса.- Кишинев: Штиинца, 1987. С. 205210.

110. Гущин И. С. Контроль глюкокортикостероидами клеточных функций в аллергическом ответе // Int. J. on Imm. 1999. - № 11. - С. 108-114.

111. Дантзер Р., Блюте Р.-М., Парне П. И др. Нейроиммунная основа поведения, связанного с заболеванием // Бюл. СО РАМН. -1994. №4. - С. 75-82.

112. Девойно Л.В. Экстраиммунный нейромедиаторный механизм мозга в психо-нейроиммуномодуляции // Бюллетень СО РАМН. 1998. - №2(88). - С. 85 -89.

113. Девойно Л.В., Идова Г.В., Альперина Е.Л., Чейдо М.А. Формирование нейрохимической установки мозга механизмы психонейроиммуномодуляции // Бюллетень СО РАМН. - 1997. - №2. - С. 60 -66.

114. Девойно JI.B., Ильюченок Р.Ю. Моноаминергические система в регуляции иммунных реакций (серотонин, дофамин). Новосибирск: Наука, 1983. — 234 с.

115. Девойно J1.B., Ильюченок Р.Ю. Нейромедиаторные системы в психонейроиммуномодуляции: допамин, серотонин, ГАМК, нейропептиды. Новосибирск: ЦЭРИС, 1993.-240 с.

116. Добряков Ю.И. Гонадотропная и стимулирующая активность пантов пятнистого оленя в зависимости от стадии их развития, способов консервировки и возраста оленя // Материалы П1 конф. ЦНИЛ. Томск: Томский мед. ин-т, 1966.-Т. З.-С. 131-133.

117. Долин А.О., Долина С.А. Патология высшей нервной деятельности. М.: Высшая школа, 1972.- 382 С.

118. Думенова Е.М. К вопросу о гипотензивном действии шлемника и чистеца байкальских // Новые лекарственные растения Сибири и их лечебные препараты. Сб. Научно-исслед. Работ. -Томск. -1946. Вып.2. -С.32-37.

119. Дыгай А. М., Гольдберг Е. Д., Попов Г. К., Шахов В. П. О способностях Т-лимфоцитов реализовывать свои регуляторные влияния на уровне гемопоэти-ческих клеток-предшественников типа БОЕ-Э-ДК и КОЕ-Э-ДК // Гематол. и трансфузиол. -1985. N.11,- С.33-36.

120. Дыгай A.M., Гольдберг Е.Д., Агафонов В.И. К вопросу и механизмах регенерации гемопоэза в условиях локального облучения организма // Восстановительные и компенсаторные процессы при лучевых поражениях. — JI., 1982. С. 54-55.

121. Дыгай A.M., Гольдберг Е.Д., Богдашин И.В. и др. Фенотипическая и функциональная характеристика субпопуляций Т-лимфоцитов регуляторов, принимающих участие в стимуляции гемопоэза при стрессе // Бюл. эксперим. биол. и мед. 1989. - N.5. - С.590-593.

122. Дыгай A.M., Гольдберг Е.Д., Жданов В.В. Новые подходы в создании гемо-стимуляторов для клинической практики // Тез. докл. VII Российского национального конгресса "Человек и лекарство". Москва, 2000. - С. 494-495.

123. Дыгай A.M., Гольдберг Е.Д., Колмогорова JI.A. К механизму регенерации эри-гропоэза в условиях локального облучения костного мозга // Радиобиол. -1983. Т.23, В.З. - С.349-353.

124. Дыгай A.M., Гольдберг Е.Д., Мелик-Гайказян Е.В. К природе и биологической роли лимфоцитоза, развивающегося в кроветворной ткани костного мозга при его локальном облучении//Радиобиол. 1981. -Т.21, В.6. -С.873-878.

125. Дыгай A.M., Жданов В.В., Богдашин И.В. и др. Роль гемопоэзиндуцирующего микроокружения в механизмах регенерации кроветворения после цитостати-ческого воздействия // Биологические науки. 1992,- N.9. С. 109-116.

126. Дыгай A.M., Жданов В.В., Поженько Н.С. Гемостимулирующие свойства пан-тогематогена в условиях миелосупрессии, вызванной цитостатиками // Эксперим. и клин, фармакология. 2000. - Т. 63. - № 6. - С. 34-36.

127. Дыгай A.M., Жданов В.В., Хлусов И.А. и др. О регулирующем влиянии гемопоэзиндуцирующего микроокружения на процессы кроветворения при действии цитостатических препаратов // Гематология и трансфузиология,- 1995,-Т.40, N.5.- С.11-15.

128. Дыгай A.M., Жданов В.В., Эпштейн О.И. и др. Роль гуморальных факторов в регуляции гемопоэза при иммобилизационном стрессе // Бюл. эксперим. биол. и медицины. -2004. Т. 137, № 3. - С. 244 - 248.

129. Дыгай A.M., Ивасенко И.Н., Дедовская С.М. и др. Роль тимуса и гемопоэзиндуцирующего микроокружения в регуляции кроветворения при стрессе // Meханизмы патологических реакций. -Томск, 1988. С.8-11.

130. Дыгай A.M., Клименко H.A. Воспаление и гемопоэз. Томск: Изд-во ТГУ, 1992.-276 с.

131. Дыгай A.M., Михленко A.B., Абрамова Е.В. О возможности стиуляции кроветворения препаратами растительного происхождения // Тез. Всесоюзн. конф. "Активация кроветворения и радиорезистентность организма". Обнинск, 1990,- С.24-28.

132. Дыгай A.M., Михленко A.B., Шахов В.П. Роль Т-лимфоцитов в регуляции процессов пролиферации клеточных элементов эритро- и гранулоцитопоэза при стрессе//Патол. физиология и эксперим. терапия. 1988. -N2. - С.48-51.

133. Дыгай A.M., Суслов Н.И, Скурихин Е.Г., Чурин A.A. Реакция эритроидного ростка кроветворения при различных типах невротических воздействий // Бюллетень экспериментальной биологии и медицины. —1997. Т. 123, N.2. -С.158-161.

134. Дыгай A.M., Хлусов И.А., Гольдберг Е.Д. Роль вегетативной нервной системы в регуляции гемопоэза при стрессе // Бюл. Томского науч. центра АМН СССР. 1990. В.2. - С.28-48.

135. Дыгай А.М., Шахов В.П. Роль межклеточных взаимодействий в регуляции гемопоэза. -Томск: Изд-во Том. ун-та, 1989. 224 с.

136. Дыгай A.M., Шахов В.П., Михленко и др. Механизмы регуляции кроветворения при реакции стресс // Бюлл. Томского Научного центра АМН СССР.-В. 1 .-1989.-С. 26-35.

137. Дыгай A.M., Шахов В.П., Юшков Б.Г. и др. Роль гликозаминогликанов в регуляции костномозгового кроветворения при стрессе // Пат. физиол. 1989. -N.1.-C.60-62.

138. Евсеев В.А., Магаева C.B. Стресс в механизмах развития иммунодефицитных состояний //Вестн. Росс. Акад. мед. наук. 1985. - №8. - С. 18-23.

139. Елер И, Якель М., Шмидт Е. Нейробиологические и поведенческие изменения при длительных нарушениях взаимоотношений между организмом и средой// Мозг и поведение. М., 1990. - С. 555-561.

140. Елинов Н.П., Громова Э.Г., Синёв Д.Н. Справочник по лекарственным препаратам с рецептурой. СПб.: Гиппократ, 1994. - 768 с.

141. Жамсаранова С.Д., Булытова З.Д., Бужинаева Е.М. Иммуностимулирующая активность экстрактов корневищ бадана // Сохранение биол. разнообразия в Байк. регионе: пробл., подходы, практ. Улан-Удэ, 1996. — Т.2 - С. 121-122.

142. Жданов В.В., Дыгай A.M., Кириенкова Е.В. и др. Значение связывающей способности клеток кроветворного микроокружения для восстановления отдельных ростков гемопоэза, подавленного цитостатиками // Бюлл. эксперим. биол. и мед.- 1996,- N.11.- С.490-494.

143. Забродский П.Ф., Германчук В.Г. Оценка роли кортикостерона в реализации иммуносупрессивных эффектов при остром отравлении токсическими химическими веществами // Бюлл. эксперим. биол. и мед. 2000. - № 5. - С.552-555.

144. Заводская И.С., Морева Е.В. Фармакологический анализ механизма стресса и его последствий. JL: Медицина, 1981. - 216 С.

145. Заводская И.С., Морева Е.В., Сапронов Н.С. Нейрогенные механизмы в формировании висцеральной патологии при экстремальных воздействиях на организм // Регуляция висцеральных функций: Закономерности и механизмы. Л.: Наука, 1987.-С. 78-91.

146. Зайцев Г.Н. Математическая статистика в экспериментальной ботанике. М. -"Наука". -1984. -425 С.

147. Зайчковски Л.Д. Биологическая обратная связь и саморегуляция в управлении соревновательным стрессом // Стресс и тревога в спорте. Международный сборник статей. М.: Физкультура и спорт, 1983. - С. 250-261.

148. Захаров Ю.М., Мельников И.Ю. Эритробластический островок — функционально-анатомическая единица эритрона // Гематология и трансфузиология. — 1984.-N 10. -С.51-56.

149. Зимин Ю.И. Стресс: иммунологичесие аспекты // Итоги науки и техники.

150. НИТИ. Сер. Иммунология,- 1983.- Т. 12.- С. 41-63.

151. Зимин Ю.И., Хаитов P.M. Миграция Т-лимфоцитов в костный мозг в начальный период стресс-реакции //Бюлл. эксперим. биол. и мед. 1975. N12. С.68-70.

152. Зимин Ю.Н. Иммунитет и стресс // Иммунология: Патология иммунной системы. -М., 1979. Т.8. - С.173-198.

153. Зоз И.Г., Литвиненко В.И. О расчленении семейства губоцветных на природные группы //Ботан. журн. 1979. - Т.64. N7. - С.989-997.

154. Зозуля A.A., Пшеничкин С.Ф. Опиоиды и иммунитет // Итоги науки и техники. Т. 25. Сер. Нейроиммунология: молекулярные и клинические аспекты. - М., ВИНИТИ, 1990. - С. 48-120.

155. Ибрагимов Ф. И., Ибрагимова В. С. Основные лекарственные средства китайской медицины. -М., 1960. С. 271-273.

156. Иванова С.А. Психонейроиммуномодуляция в клинике и терапии невротических и аффективных расстройств: Автореф. дисс. .д. м. н. Томск, -2000. -43с.

157. Ильюченок Р.Ю. Анализ участия холинэргических механизмов в формировании следа памяти //Журн. высш. нервн. деят. 1973,- Т.23,- Вып.2,- С.315-322.

158. Ильюченок Р.Ю. Память хорошая, память плохая. -Новосибирск: Наука. Сиб. отд-ние, 1991.-161с.

159. Ильюченок Р.Ю. Фармакология поведения и памяти. -Новосибирск: Наука. Сиб. отд-ние, 1972,- 192 с.

160. Иммунологические методы / Под. Ред. Г.Фримеля. М.: Медицина, 1987. — 472 с.

161. Иммунология инфекционного процесса / Под ред. В.И. Покровского, С.П. Гордиенко, В.И. Литвинова,- М., 1994. 308с.

162. Иммунология: Практикум / Е. У. Пастер, В. В. Овод, В. К. Позур, H. Е. Вихо-тью.- К.: Выща шк. Изд-во при Киев. Ун-те, 1989.- 304 с

163. Информационные механизмы работы мозга / Напалков A.B., Литвинова C.B., Прагина Л.Л., Целкова Н.В.- М: Изд-во МГУ, 1988. 283 с.

164. Исай C.B., Иванкина Н.Ф., Кафанова Т.В., Еляков Г.Б. Простагландины пантов пятнистого оленя // Химико-фармацевтический журнал. М.: Медицина, 1994.- № 7. С.60-62.

165. Казаринова Н.В., Ткачеико К.Г., Музыченко JI.M., Шургая A.M. Опыт использования эфирных масел Origanum vulgare L. и О. tytthanthum Gontsch. для борьбы с внутрибольничными инфекциями // Растит, ресурсы. 1999. - № 4. -С. 51-58.

166. Калашникова Е. А., Кокаровцева С. Н., Пухальский A. JI. Стимуляция продукции провоспалительных цитокинов мононуклеарами периферической крови человека под действием глюкокортикоидов // Бюлл. СО РАМН. 2000. - № 1. -С. 37-44.

167. Калинина Н.М., Кетлинская С.А. Первичные иммунодефицитные состояния // Справочник по иммунотерапии. С.Пб, 2002. - С. 49 - 72.

168. Калинкович А. Г., Карсонова М. И. Ингибиторный анализ участия продуктов арахидоновой кислоты в феномене В-супресии иммунного ответа // Иммунология.- 1989.- № 3,- С. 40-43.

169. Калинкович А.Г., Пинегин Б.В., Луганская Е.Л. Кинетика образования супрес-сорных клеток при иммунизации мышей антигеном и иммунными комплексами//Иммунология. 1983. -№ 3. - С.38-39.

170. Карась И.Ю., Васильева O.A. Вторичные иммунодефицитные состояния. — Томск, 1995.-44 с.

171. Караулов A.B. Иммунотерапия и иммунореабилитация в клинике внутренних болезней // Russ. J. of Immunol. 1999. - Y.4. Suppl. 1. - P.209-213.

172. Карпова M.P. Инфекция и гемопоэз. Томск: Изд-во Том. ун-та, 1999. — 110с.

173. Карпова М.Р., Жданов В.В., Уразова О.И. и др. Эритропоэз при бактериальной инфекции // Бюл. эксперим. биол. и мед. 1998. - №7. — С.72-76.

174. Каштанова Т.В. Механизмы нарушения кроветворения при стафилококковой инфекции, развивающейся на фоне цитостатической болезни: Автореф. дис. . канд. мед. наук. Томск, 1998. - 23с.

175. Киданов Н.М., Размахнин В.Е. Холинэргическое действие пантокрина// Гормональные и органотерапевтические препараты в медицине. (Сб. науч. тр. /ВНИИ антибиотиков). М„ 1971. - С.217-230.

176. Кириенкова Е.В. Роль кортикостероидов и Т-лимфоцитов в регуляции костномозгового кроветворения при реакции стресс: Автореф. дис. канд. мед. наук. -Томск, 1987. 16с.

177. Китаев-Смык Л.А. Психология стресса. М.: Наука. - 1983. -368 С.

178. Клиническая иммунология и аллергология / Под ред. Г. Лолора, Т. Фишера, Д. Адельмана. М., Практика, 2000. - 806 с.

179. Клыгуль Т.А., Кривопалов В.А. Установка с автоматической регистрацией поведения крыс для оценки действия малых транквилизаторов // Фармакология и токсикология. 1966,- N 2. С. 241-244.

180. Ковалев Г.В. Ноотропные средства. -Волгоград: Ниж.-Волж. кн. Изд-во, 1990. -368с.

181. Ковальчук Л.В., Пинегин Б.В. Современные проблемы вторичных (приобретенных) форм иммунной недостаточности // Russ. J. Immunol. 1999. — V. 4. Suppl. l.-P. 181-184.

182. Козлов В.А., Громыхина Н.Ю. Интерлейкин-1: роль в иммунитете // Иммунология. 1987. - № 4. - С.34-37.

183. Козлов В. А., Журавкин И. Н., Цырлова И. Г. Стволовая кроветворная клетка и иммунный ответ.- Новосибирск: Наука, 1982.- 221 с.

184. Козлов В. А., Цырлова И. Г., Чеглякова В. В. Иммунорегуляторные клетки не-лимфоидной природы эритроциты-супрессоры // Доклады АН СССР.- 1984,Т. 275, № 1.-С. 247-249.

185. Козлов В.А. Клиническая иммунология в клинике внутренних болезней. — Новосибирск, 1997. —22 с.

186. Козлов В.А. Молекулярные механизмы иммуносупрессивного эффекта эрит-роидных клеток // Russ. J. Immunol. 2002. - V. 7. N 3. - P. 211 - 219.

187. Коненков В.И. Медицинская и экологическая иммуногенетика. СО РАМН, Новосибирск, 1999.-250 с.

188. Корнева Е. А. Нарушение нейрогуморальной регуляции функций иммунной системы //Вестник АМН СССР. 1990. - № 11. - С.36-42.

189. Корнева Е. А., Казакова Т. Б. Современные подходы к анализу влияния стресса на процессы метаболизма в клетках нервной и иммунной систем // Медицинская иммунология. 1999. - Т. 1. - № 1-2. - С. 17-22.203,204205,206207208,209210,211212213,214.215.216.217

190. Корнева Е.А., Клименко В.М., Шхинек Э.К. Нейрогуморальное обеспечение иммунного гомеостаза. Л., Наука, 1978. — 176 с.

191. Корнева Е.А., Рыбакина Е.Г., Фомичева Е.Е. и др. Иммуномодулирующие эффекты интерлейкина 1 и глюкокортикоидных гормонов как взаимодействующих звеньев в нейроиммунорегуляторной цепи // Int. J. on immunorehabil itation. 1998.-№10.-С. 38-48.

192. Коснырева Л.А. Закономерности регуляции гемопоэза у мышей линии AKR/JY в предлейкозном периоде: Автореф. дис. . канд. мед. наук. Томск, 1999. -24с.

193. Крауз В.А., Ярош А.К. Роль холинергических механизмов в регуляции адаптивных функций головного мозга // Фармакологическая регуляция состояний дезадаптации. М., 1989,- С. 6-36.

194. Крьгжановский Г.Н. Патологические интеграции в центральной нервной системе // Бюл. эксперим. биол. 1999. - Т. 127. № 3. - С. 244 - 247. Крыжановский Г. Н., Магаева С. В., Макаров С. В. Нейроиммунопатология. -Москва, 1997.-282с.

195. Лаврецкая Э.Ф. Фармакологическая регуляция психических процессов. М.: Наука, 1985.-280 С.

196. Лазарева Д.Н., Алехин Е.К. Стимуляция иммунитета. М., Медицина, 1985. -256с.

197. Лазарус P.C. Теория стресса и психофизиологические исследования. Эмоциональный стресс: Пер с англ.- М., 1970. 70 С. Лакин Г.Ф. Биометрия. - М.: Высш. шк., 1990. - 352 с.

198. Лекарственные растения: растения целители / Под ред. А.Ф. Гаммерман. -М., 1976.-389 с.

199. Лепахин В.К., Белоусов Ю.Б., Моисеев B.C. Клиническая фармакология с международной номенклатурой лекарств. М.: Изд-во УДН, 1988. - С. 414-422 с.

200. Леутин Е.П., Николаева Е.И. Психофизиологические механизмы адаптации и функциональная асимметрия мозга. Новосибирск: Наука, 1988. - 193 С

201. Линг Н. Р., Кэтти Д. Гемагглютинация и реакции антителозависимого гемолиза. Антитела. Методы / Под ред. Д. Кэтти. кн. 1. М.: Мир, 1991. С. 238-243.

202. Манько В. М. Аализ субпопуляций лимфоцитов и механизмов их влияния на дифференцировку кроветворных клеток // Успехи современной биологии. -1981.-№ 1. С.81-99.

203. Манько В. М., Хаитов Р. М. Иммунокомпетентные клетки (поверхностные структуры и субпопуляционная организация) // Итоги науки и техники. ВИНИТИ. Сер. Иммунология.- 1987,- Т. 18.-237 с.

204. Маракуев A.B., Рудаков A.B. Пятнистый олень в китайской фармакопее // Вест. Дальневост. фил. АН СССР. Владивосток, 1935. - № 11. - С. 77-104.

205. Маркель А.Л., Галактионов Ю.К., Ефимов В.М. Факторный анализ поведения крыс в тесте открытого поля // Журнал высшей нервной деятельности. — 1988. Т.38. Вып.5. - С.855-863.

206. Маркова Е. В. Роль ПГЕ2 в регуляции продукции ИЛ-1 макрофагами при различных воздействиях и в процессе гуморального иммунного ответа // Дисс. к. м. н.-Новосибирск, 1991,- 177 с.

207. Маркова Е.В., Абрамов В.В., Короткова H.A., Козлов В.А. Регуляция поведенческих реакций у мышей пугем трансплантации иммунокомпетентных клеток // Russ. J. Immunol. 2004. - V. 9. Suppl. 1. - P. 90.

208. Маркова E.B., Громыхина Н.Ю., Абрамов В.В., Козлов В.А. Иммунологические параметры у мышей с различным поведением в тесте «открытого поля» // Иммунология. 2000. - №3. - С. 15 - 18.

209. Масная Н.В. Реакции иммунной системы в отдаленные сроки после введения цитостатических препаратов: Автореф. дис. . канд. мед. наук. Томск, 1998. -29с.

210. Масная Н.В., Чурин A.A., Борсук О.С. и др. Особенности реакций иммунной системы мышей разных линий // Бюлл. эксперим. биол. и мед. 2002. - №10.1. С. 437-439.

211. Масная Н.В., Чурин A.A., Борсук О.С. и др. Реакции иммунной системы мышей разных линий после экстремальных воздействий и их коррекция препаратами природного происхождения // Бюлл. эксперим. биол. и мед.- М. 2003. — Прил. № 2. -С.35-39.

212. Матлина Э.Ш., Бару A.M., Васильев В.Н. Эмоции: значение некоторых медиаторов и гормонов в механизмах включения и поддержания эмоциональных состояний // Физиология человека и животных. М., 1975. - Т. 15. - С.30-93.

213. Матяш М.Г. Экстракт шлемника байкальского сухой в качестве гемо- и имму-нокорректора в условиях противоопухолевой химиотерапии больных раком легкого. Дисс. канд. мед. наук. - Томск, 1996. —126 с.

214. Маянский А.Н., Маянский Д.Н. Очерки о нейтрофиле и макрофаге. Новосибирск: Наука, 1989. - 344 с.

215. Маянский А. Н., Невмятуллин A.JL, Маянский H.A. Проблемы управления фагоцитарными механизмами иммунитета// Журн. микробиол. 1995. - №3. - С. 21-26.

216. Медникова Ю.С. Роль ацетилхолина в регуляции функциональных свойств нейронов моторной коры // Нейрохимические основы обучения и памяти. М.: Наука, 1989,- С.47-67.

217. Медуницын Н.В., Алексеев Л.П. Система 1а-антигенов: Генетика, структура, функция. М., 1987. - 176 с.

218. Меерсон Ф.З., Пшенников М.Г. Адаптация к стрессорным ситуациям и физическим нагрузкам. — М.: Медицина, 1988. 256С.

219. Минаева В.Г. Лекарственные растения Сибири. — Новосибирск: Наука. Сиб. отд-ние, 1991. 431 с.

220. Михайлова A.A. Участие медиаторов иммунитета в нейроиммунном взаимодействии // Иммунология. 1992. - №4. - С. 4 - 7.

221. Надомник Л.И., Емельянова Н.В., Виноградов В.В. Тиреоидные гормоны как регуляторы связывающей способности кортикостероидсвязывающего глобулина при остром иммобилизационном стрессе // Бюлл. эксперим. биол. и мед. -2000.5.-С.511-515.

222. Натан Д.Г., Зифф К.А. Регуляция кроветворения // Гематол. и трансфузиол. -1994. Т.39. - № 2. - С.3-10.

223. Невидимова Т.Н., Васильева O.A., Суслов Н.И. Влияние тимогена на поведение экспериментальных животных // Актуальные проблемы фармакологии и поискановых лекарственных препаратов. Томск, 1994. - Т.7. - С. 62-63.

224. Невидимова Т.Н., Суслов Н.И. Психотропные эффекты тимогена // Бюл. экс-пер. биол. мед. 1995. - Т. 109, N2. - С. 199-200.

225. Неврозы: Экспериментальные и клинические исследования. JL: Наука, 1989.223 с.

226. Нестерова И.В. Вторичные иммунодефицитные состояния // Справочник по иммунотерапии. С.Пб, 2002. - С. 72-87.

227. Нестерова И.В. Современная иммунотерапия в клинической медицине: возможности и перспективы // Russ. J. Immunol. 1999. - V. 4. Suppl. 1. - P. 217 -230.

228. Нестерова И.В., Старченко A.A., Иванова С.А., Симбирцев A.C. Иммунотерапия и иммунотропные препараты // Справочник по иммунотерапии. — С.Пб, 2002.-С. 88-100.

229. Новиков B.C., Смирнов B.C. Иммунофизиология экстремальных состояний. — СПб.: Наука, 1995. 172 с.

230. Новиков Д. К., Новикова В. И. Клеточные методы иммунодиагностики. -Минск, 1987.-222 с.

231. Новиков Д.К., Деркач Ю.Н., Новиков П.Д. Иммунотропные лекарства// В мире лекарств.- 1999.- № 2,- С. 48-57.

232. Огава М. Стволовые кроветворные клетки: стохастическая дифференцировка и гуморальный контроль пролиферации // Гематол. и трансфузиол. 1990. №2. С. 24-30.

233. Определение субпопуляций лимфоцитов с использованием моноклональных антител методом иммунофлюорисценции / Под ред. O.A. Васильевой. — Томск, 1996.-12 с.

234. Орловская И. А., Шкловская Е. В., Козлов В. А. Негативные регуляторы гемо-поэза. Гомеостатическая роль в формировании взаимоотношений между гемо-поэтической и иммунной системами //Иммунология. 1996. -№ 5. - С.8-13.

235. Павлов А.Д., Морщакова Е.Ф. Регуляция эритропоэза: Физиологические и клинические аспекты.- М.,1987.

236. Павлова J1.1X, Романенко А.Ф. Системный подход к психофизиологическому исследованию мозга человека. JL: Наука, 1988.-210 С.

237. Панин JI.E. Биохимические механизмы стресса,- Новосибирск: Наука, 1983. -232 с.

238. Панин JI.E., Соколов В.П. Психосоматические взаимоотношения при хроническом эмоциональном напряжении. Новосибирск: Наука, 1981. - 177 с.

239. Пастер Е.У., Овод В.В., Позур В.К., Вихоть И.Е. Иммунология: Практикум. — К.: Выща шк. Изд-во при Киев, ун-те. 1989. — 304 с.

240. Пастухов В.А., Болондинский В.К. Участие серотонинергических механизмов в регуляции висцеральных функций и условнорефлектроной деятельности // Физиол. журн. СССР. 1985.- T.71.-N 6.- С.688-693.

241. Пастушенков Л.В., Лесиовская Е.Е. Фармакотерапия с основами фитотерапии.

242. СПб.: Химико-фармацевтический институт. — 1994. — 159 с.

243. Першин Б.Б., Кузьмин С.Н., Медведев В.Я, Толстов Д.В. Проблемы профилактики вторичных иммунодефицитных состояний И Russ. J. Immunol. — 1999. V. 4. Suppl. 1.-P.231 -240.

244. Першин С.Б., Кончугова T.B. Стресс и иммунитет. М.: КРОН-ПРЕСС, 1996.- 160 с.

245. Першина О.В. Психотропные свойства препаратов из надземной части шлемника байкальского. Дисс. канд. мед. наук. - Томск, 1994. —143 с.

246. Першина О.В., Суслов Н.И., Провалова Н.В., Скурихин Е.Г. Влияние препаратов природного происхождения на систему крови и когнитивные функции при гипоксическом воздействии //Бюлл. эксперим. биол. и мед. 2002. - Прил. 1.1. С. 27-30.

247. Петров Р.В., Манько В.М. Т-лимфоцитарная зависимость процессов пролиферации и дифференцировки стволовых кроветворных клеток // Патол. физиол. и эксперим. терапия. 1983. - № 4. - С.3-9.

248. Петров Р. В., Хаитов Р. М. Костномозговые клетки-супрессоры (В-супрессоры) //Итоги науки и техники. ВИНИТИ. Сер. Иммунология,- 1982,- Т. 10,- С. 6-29.

249. Петров Р. В., Хаитов Р. М. Лимфоциты-супрессоры B-ряда В-супрессоры // Успехи современной биологии,- 1981.- Т. 91, В. 1,- С. 8-28.

250. Петров Р.В, Хаитов P.M. Глюкокортикоидные гормоны и иммунный ответ у мышей линий СВА и С57В1 разного возраста // Бюл. эксперим. биол. и мед. -1984. №12. - С.698-700.

251. Петров Р.В., Манько В.М., Пантелеев Э.И. Межлинейные различия антитело-генеза у инбредных мышей, иммунизированных одним или двумя антигенами // Бюл. эксперим. биологии и медицины. 1966. - N 8. - С.70-74.

252. Пинегин Б. В., Калинкович А. Г., Луганская Е. Л. Двойной механизм антиге-ниндуцированной В-супрессии // Иммунология,- 1986,- № 5,- С. 22-26.

253. Поветьева Т.Н. Механизмы адаптогенного действия лекарственных растений Сибири: Автореф. дис. докт. мед. наук. -Томск, 2004. — 40 с.

254. Повещенко А. Ф. Механизм участия ПГЕг в гуморальном иммунном ответе // Дисс. к. м. н,- Новосибирск, 1987,- 165 с.

255. Пожарская Л.С., Либерман С.Г., Горбатов В.М. Кровь убойных животных и её переработка. 2-е изд. - М., 1971.

256. Политравма/ В.В. Агаджанян, A.A. Пронских, И.М. Устьянцева и др. — Новосибирск: Наука, 2003. 492 с.

257. Положий A.B., Гольдберг Е.Д., Гуреева И.И., и др. Лекарственные растения Сибири. — Томск: Изд-во Том. ун-та, 1995. 325 с.

258. Попова Т.П. Химическое и хемосистематическое изучение видов шлемника: Автореф. дис. канд. фарм. наук. Харьков, 1984. - 20 с.

259. Провалова Н.В. Механизмы действия препаратов природного происхождения на систему крови при экспериментальных неврозах: Автореф. дис. докт. мед.наук. -Томск., 2004. 50 с.

260. Пучков Н.В., Асписов П.Н., Гордиенко А.И. К анализу физиологического действия пантов марала // Физиол. журн. СССР. 1938. - Т. 24, ып. 6. - С. 1139-1144.

261. Рагажинскене О. Изучение и использование Эхинацеи // Материалы межд. науч. конф. Полтава, 1998. - С. 33 - 44.

262. Растительные ресурсы СССР. Т. 7. Сем. Asteraceae. СПб., 1993. - 340 с.

263. Растительные ресурсы СССР: Цветковые растения, их химический состав, использование; Семейства Paeoniaceae — Thymelaeaceae. JI.: Наука, 1985. — 336 с.

264. Растительные ресурсы СССР: цветковые растения, их химический состав и использование. Л.: "Наука", 1987. - 328 с.

265. Ратнер Г.М., Хлусова М.Ю., Стахеева М.Н. и др. Изучение аллергенных и им-мунотропных свойств препарата пантогематоген // Эксперим. и клин, фарма-кол.- 1999.-№6,- С. 56-58.

266. Рейковский Я. Экспериментальная психология эмоций. М, 1979.- 165 с.

267. Ройт А. Основы иммунологии,- М.: Мир,- 1991,- 327 с.

268. Роль вегетативной нервной системы в регуляции костномозгового эритропоэза при стрессе / A.M. Дыгай, И.А. Хлусов, В.П. Шахов, Е.Д. Гольдберг // Пат. физиол. 1991.-N.37.-С. 17-20.

269. Романенко Е.Б., Алексеенко A.B., Бурлакова Е.Б. Взаимосвязь между повышением антиокислительной активности липидов и активностью свертывающей системы крови//Вопросы медицинской химии. 1986. -N.3. -С. 122-126.

270. Ротенберг B.C., Аршавский В.В. Поисковая активность и адаптация. М.: Наука, 1984. - 193 С.

271. Руководство по иммунофармакологии / Под ред. М.М. Дейла, Дж. Формена. — М.: Медицина, 1998. 332 с.

272. Русалова М.Н. Экспериментальное исследование эмоциональных реакций человека. — М.: Наука, 1979. 169 с.

273. Рыжаков В. М. Структурная организация систем жизнеобеспечения при злокачественном росте и в условиях противоопухолевой химиотерапии. Принципы фармакологической коррекции нарушений гомеостаза: Автореф. дисс. .д. м. н. Томск, 1998.-42с.

274. Сайфутдинов P.P. Влияние шлемника байкальского на энергетический метаболизм головного мозга крыс при гипоксии. Автореф. дис. .канд. мед. наук. -Томск, -1997. -23с.

275. Самародов В.Н., Поспелов С.В., Моисеева Г.Ф., Середа А.В. Фитохимический состав представителей рода Эхинацеи (Echinacea Moerch) и его фармакологические свойства // Химикофармацевт. журн. 1996. - № 4. - С. 32-37.

276. Самойлов Е.Б. Применение пантов как лекарственного средства в тибетской и отечественной медицине //Вопросы мед-ой географии и курортологии. 1970.- В. 3. С. 92-94.

277. Сапронов Н.С. Фармакология гипофизарно-надпочечниковой системы. СПб.: Специальная Литература, 1998. - 336 с.

278. Саратиков А.С. Влияние шлемника байкальского на изолированные органы // Новые лекарственные растения Сибири и их лечебные препараты. Сб. Научно-исслед. работ, Томск. - 1946. -Вып.2. - С.38-40.

279. Саратиков А.С. Некоторые итоги изыскания и изучения стимуляторов ЦНС растительного происхождения // Стимуляторы центральной нервной системы.- Томск, 1966. С. 3 -23.

280. Саркисов Д.С., Аруин Л.И., Туманов В.П. Морфология компенсаторно-приспособительных процессов / Итоги науки и техники: серия Патологическая анатомия. М., 1983. — 136 с.

281. Саульская Н.Б. Уровень дофамина в структурах нигростриарной и мезолимби-ческой систем мозга при экспериментальной патологии высшей нервной деятельности у крыс // Журн. высш. нервн. деят,-1979.- Т. 59.- Вып.З.- С.561 -564.

282. Селье Г. Очерки об адаптационном синдроме.- М, Прогресс, 1960.

283. Селье Г. На уровне целого организма,- М.: Наука, 1972.-120 С.

284. Селье Г. Стресс без дистресса.- М.: Наука, 1982 96 С.

285. Семенков В.Ф., Молотков О.В. Уровень кортикостерона у имбредных мышей и проявление иммунологической реакции на слабые трансплантационные антигены // Докл. АН СССР, 1974. Т. 214, № 6, - С. 1437 - 1439.

286. Сепиашвили Р.И. Современная концепция иммунореабилитации // Russ. J. Immunol. 1999. - V. 4. Suppl. 1. - P. 213 - 216.

287. Середенин С.Б., Лапицкая A.C., Надоров C.A. Многомерная оценка межлинейных различий в обмене моноаминов в мозге мышей С57В1/6 и BALB/c // Бюл. эксперим. биол. и мед. 2000. - №5. - С.574-577.

288. Серов В.В., Шехтер А.Б. Соединительная ткань. — М.: Медицина, 1981. — 312 с.

289. Сидорович И. Г., Власов А. А., Хаитов Р. М. Влияние клеток костного мозга на пролиферативный ответ лимфоидных и гемопоэтических клеток // Иммунология." 1987.-№ 1.-С. 39-42.

290. Силаев А.Б., Катруха Г.С., Шампанова О.М., Тэви A.C. О химической природе пантов и пантокрина. Исследование липидной части пантов и пантокрина // Вестн. МГУ. Химия., 1968. Вып. 2. - С. 145-147.

291. Симбирцев A.C. Биология семейства интерлейкина-1 человека // Иммунология. 1998. -№ 3. С.9-16.

292. Симонов П.В. Мотивированный мозг,- М.:Наука,1981.- 266 с.

293. Симонов П.В. Эмоциональный мозг. М.: Наука, 1981.- 239 с.

294. Скурихин Е.Г. Реакции системы крови, нарушения поведения и механизмы их развития в условиях экспериментального невроза: Дисс. .канд. мед. наук. Томск, 1997,-212С.

295. Скурихин Е.Г., Провалова Н.В. Роль адренэргических структур в регуляции эритропоэза при невротических воздействиях // Актуальные проблемы фармакологии и поиска новых лекарственных препаратов. Томск, 1997. Т.9, С105-107.

296. Смирнова Н. Б., Хазанов В. А. Церебропротекторное действие экстракта листа бадана толстолистного при гипоксическом воздействии // Актуальные проблемы фармакологии и поиска новых лекарственных препаратов. — Томск, 1999. — Т.10.-С. 176-178.

297. Смирнова Н.Б., Хазанов В.А. Церебропротекторное действие эктсракта листа бадана толстолистного //Hypoxia medical. 1998. Vol. 6. № 2. Р.64.

298. Содержание биогенных аминов в разных структурах мозга у крыс, адаптировавшихся к хроническому эмоциональному стрессу / Анохина И.П., Юматов Е.А., Иванова Т.Н. и др. // Журн. высш. нервн. деят. 1985 N 2.- С. 348-353.

299. Соколов С.Я. Фитотерапия и фитофармакология: Руководство для врачей. М.: Медицинское информационное агентство, 2000. - 976 с.

300. Старченко A.A. Общая характеристика иммунотропных препаратов // Справочник по иммунотерапии. С.Пб, 2002. - С. 100 - 152.

301. Структурные основы адаптации и компенсации нарушенных функций: Руководство /Под ред. Д.С. Саркисова. М.: Медицина, 1987. - 448 С.

302. Суворов Н.Ф., Саульская Н.Б., Чивилева О.Г. Стриатонигральный уровень нейрохимической организации условных рефлексов избегания разной сложности //Журн. высш. нервн. деят. 1982,- Т.32,- Вып.2,- С. 276-283.

303. Суворов Н.Ф., Суворов В.В. Холинреактивная система базальных базальных ганглиев и условно-рефлекторная деятельность. J1.: Наука, 1975. 96 с.

304. Судаков К.В. Функциональная система организма как объект физиологического анализа // Вести. АМН СССР.- 1985.-N.2. С.3-11.

305. Суслов А. П. Макрофаги и противоопухолевый иммунитет // Итоги науки и техники. ВИНИТИ. Сер. Онкология. 1990. Т. 19. 168с.

306. Суслов Н.И. и др. Ноотропное средство (скутекс) / Н.И. Суслов, В.И. Литви-ненко, Т.П. Попова. 1990. -Заявка N4796820.

307. Суслов Н.И. Патогенетическое обоснование психофармакологических эффектов препаратов природного происхождения: Дис. . докт. мед. наук. Томск, -1995,-406 с.

308. Суслов Н.И., Чурин A.A., Скурихин Е.Г., и др. Влияние природных препаратов с ноотропными и адаптогенными свойствами на биоэлектрическую активность коры мозга крыс // Экспериментальная и клиническая фармакология. -М., 2002. —Т.65, N 1. -С.7-10.

309. Технология лекарственных форм. В 2-х т. Т.2. Учеб. для фарм. ин-тов / Под ред. Л.И. Ивановой. М.: Медицина, 1991. - 554 с.

310. Титов С.А., Каменский Л.А. Роль ориентировочного и оборонительного компонентов в поведении белых крыс в условиях открытого поля // Журн. высш. нервн. деят. -1989.-T.30.-N.4. С. 704.

311. Тополянский В.Д., Струковская М.В. Психосоматические расстройства. М.: Медицина, 1986. - 384 с.

312. Трекова H.A., Миковская О.И., Башарова Л.А. и др. Иммуномодуляция врожденных особенностей поведения мышей C57BL/6 и BALB/c антителами к глу-тамату // Бюлл. эксперим. биол. и мед. 2002. - Том 133, № 2. - С. 140 - 143.

313. Трунов Г.В., Диатропов М.Е., Серебряков С.Н., Макарова О.В. Морфология органов иммунной системы и цитокиновый статус мышей линий С57В1/6 и BALB/c при холодовом воздействии // Russ. J. Immunol. 2004. - V. 9. Suppl. 1. -P. 56.

314. Труфакин B.A., Шурлыгина A.B. Проблемы гистофизиологии иммунной сите-мы // Иммунология. 2002. - №1. - С. 4 - 8.

315. Турищев С.Н. Основы фитотерапии. М.: Издательский дом «Русский врач». — 1999,- 128с.

316. Удинцев С.Н., Разина Т.Г. с соавт. Использование экстракта шлемника байкальского в качестве модификатора биологических реакций организма при химиотерапии опухолей в эксперименте // Бюл. Сиб. отд-ния АН СССР. 1988. N 2. С.86-88.

317. Усов JI.A. Влияние шлемника байкальского при экспериментальной гипертонии // Фармакология и токсикология. -1958. -N2. -С.31.

318. Утешев Б.С., Сергеев A.C., Коростелев С.А. Анализ современных направлений в создании иммунотропных средств // Эксперим. и клинич. фармакол,- 1995.-№3,- С. 3-7.

319. Ушаков Г.К. Пограничные нервно-психические расстройства. М.: Медицина, 1987.-304 с.

320. Федосеева JI.M., Керашева С.И., Карабасова Е.Б. Антимикробная активность сухого экстракта из листьев Bergenia crassifolia (L.) Fritsch. в отношении возбудителей некоторых гнойно-воспалительных заболеваний // Растит, ресурсы. — 2000. № 1.- С. 53-57.

321. Фруентов Н.К. Лекарственные растения Дальнего Востока. Хабаровск, 1972. -370с.

322. Функциональные системы организма: Руководство / под ред. К.В.Судакова. -М.: Медицина, 1987. 432 С.

323. Фурдуи Ф.И. Современные представления о физиологических механизмах развития стресса // Механизмы развития стресса. Кишинев: Штиинца, 1987. -С. 8-33.

324. Хаитов P.M. Физиология иммунной системы. М.: ВИНИТИ РАН, 2001. - 224с.

325. Хаитов P.M., Пинегин Б.В. Вторичные иммунодефициты: клиника, диагностика, лечение // Иммунология.- 1999.- № 1.- С. 14-17.

326. Хаитов P.M., Пинегин Б.В. Иммунодефициты: диагностика и иммунотерапия // Лечащий врач. 1999.- № 2-3.- С. 63-69.

327. Хайдарлиу С.Х. Медиаторные механизмы стресса // Механизмы развития стресса. Кишинев: Штиинца, 1987. - С. 99-113.

328. Хакди Р. Гомеостаз. М.: Мир, 1986. - 79 С.

329. Ханин Ю.Л. Проблемы психического стресса и тревоги в спорте // Стресс и тревога в спорте. Международный сборник статей. М.: Физкультура и спорт, 1983.-С. 6-12.

330. Хлусов И.А., Дыгай A.M., Гольдберг Е.Д. Адренэргическая регуляция продукции интерлейкинов клетками костного мозга в условиях иммобилизационного стресса//Бюл. эксп. биол.-1993.-К12,- С.570-572.

331. Хухо Ф. Нейрохимия: Основы и принципы: Пер. с англ. —М.: Мир, 1990. -384с.

332. Чеглякова В. В., Цырлова И. Г., Козлов В. А. Эритроидная природа эритроид-ных супрессорных клеток костного мозга // Иммунология,- 1989,- № 3.- С. 5255.

333. Черниговский В.Н., Ярошевский А.Я. Вопросы нервной регуляции системы крови. Медгиз,- 1953,- 220 С.

334. Чурин А. А. Препараты шлемника байкальского корректоры нарушений высшей нервной деятельности и сдвигов в системе крови при невротических воздействиях: Автореф. дисс. .к. м. н. - Томск, 1998.-21с.

335. Шабалин В.Н., Серова Л.Д. Клиническая иммуногематология. М.: Медицина, 1988.-312с.

336. Шабанов П.Д., Бородкин Ю.С. Нарушения памяти и их коррекция. Л.: Наука.- 1989. 127 С.

337. Шанин С.Н., Рыбакина Е.Г., Фомичева Е.Е. и др. Иммунопротективные эффекты фитопрепаратов-адаптогенов при стрессе // Int. J. on Immunorehab. — 1999. — №11.-С. 48-56.

338. Шахов В.П. Роль гемопоэзиндуцирующего микроокружения в регуляции процессов пролиферации и дифференцировки клеток-предшественников миелопо-эза при стрессе: Автореф. дисс. .докт. мед. наук. Томск, 1990. - 27 с.

339. Шахов В.П., Дыгай A.M., Михленко A.B. и др. Роль тимуса в регуляции процессов пролиферации и дифференцировки различных типов клеток-предшественников миелопоэза при стрессе // Пат. физиология и эксперим. терапия. 1986. - № 5. - С. 24-27.

340. Шилов Ю.И., Орлова Е.Г. Адренергические механизмы регуляции фагоцитарной активности нейтрофилов, моноцитов и эозинофилов периферической крови крыс при остром стрессе // Бюлл. эксперим. биол. и медицины. 2000. — Т. 129, № 5. - С. 563-566.

341. Ширинский B.C., Жук Е.А. Проблемы фармакодинамики и фармакокинетики иммуностимулирующих препаратов // Иммунология.- 1994,- № 6,- С. 27-29.

342. Ширинский И.В., Ширинский B.C. Социально-стрессовые воздействия и иммунитет // Russ. J. Immunol. 2001. - V. 6. N 2. - P. 207 - 214.

343. Эмануэль H.M. Общая закономерность изменения содержания свободных радикалов при злокачественном росте // Докл. АН СССР, -1981. -N3. -С.217-226.

344. Эмоциональный стресс: теоретические и клинические аспекты. Приложение к Вестнику Волгоградской медицинской академии. / Под ред. К.В. Судакова, В.И. Петрова, Волгоград, 1997. - Т.53, Вып.З. - 168 с.

345. Юдин A.M. Рангем препарат из крови северного оленя. - Новосибирск, 1990. - 36 с. - Деп. в ВНИИТЭИагропром, 19.07.1990, № 344 ВС-90.

346. Юдин A.M., Петров Ю.Н., Бондаренко В.Н., Константинов А.П. Рангем препарат из крови северного оленя // Сиб. вестн. с.-х. науки. - 1988. - № 6. - С. 41-44.

347. Янутш А.Я. Фармакологическое исследование лабазника вязолистного и обнаженного: Автореф. дис. . канд. фарм. наук. Львов, 1985.-22 с.

348. Яременко К.В. Адаптогены как средства профилактической медицины. -Томск, 1990.-96 с.

349. Яременко К.В., Иванова С.А. Иммуномодуляторы растительного происхождения // Справочник по иммунотерапии. — С.Пб, 2002. С. 197 - 201.

350. Яременко К.В., Пашинский В.Г., Удинцев С.Н. Фармакологическая регуляция стресса как путь к профилактике заболеваний // Фармакология и научно-технический прогресс: Тез. Докл. 6-го Всесоюзного съезда фармакологов. -Ташкент, 1984. -С.442-443.

351. Ярилин А.А. Межклеточная кооперация при иммунном ответе. Выбор клеткой формы ответа // Иммунология. 1999. - №1. - С. 17 - 24.

352. Ярцев В.Г. Биологически активные вещества отходов фармацевтической переработки пантов северного оленя // Сиб. вестн. с.-х. науки. — 1990. — № 2. -С. 111-113.

353. Ястребов А.П., Юшков Б.Г., Большаков В.Н. Регуляция гемопоэза при воздействии на организм экстремальных факторов. Свердловск. 1988.

354. Ahmed S. Т., Ivashkiv L. B. Inhibition of IL-6 and IL-10 Signaling and Stat Activation by Inflammatory and Stress Pathways // The Journal of Immunology. 2000. -№165.-P. 5227-5237.

355. Anisman H., Hayley S., Kelly O. et al. Psychogenic, neurogenic, and systemic stressor effects on plasma corticosterone and behavior: mouse strain-dependent outcomes // Behav. Neurosci. 2001. - Vol. 115, №2. - P. 443-454.

356. Bai San, Bai Asiya, Liu Fa. Immunoenhancing action of bergenin // Zhongguo yaoli xuebao. 1995. - № 1. - P. 88.

357. Baxter J.D., Frohman L.A., Felig P. Introduction to the endocrin system // In.: Endocrinology and Metabolism. McGraw-Hil Inc. NY., 1995,- P.3-20.

358. Besedovsky H., Del Rey A. Immune-Neuro-Endocrine Interactions: Facts and Hypotheses // Endocrine Rev. 1996. Vol 17, No. 1. P. 64-102.

359. Bolivar V.J., Caldarone B.J., Reilly A.A., Flaherty L. Habituation of activity in an open field: A survey of inbred strains and F1 hybrids // Behav. Genet. 2000. - Vol. 30 (4).-P. 285-293.

360. Borel J.F. Comparison of the immune response to sheep erythrocytes, tetanus toxoid and endotoxin in different strains of mice // Agents and Actions. 1974. - Vol. 4. -P. 277-285.

361. Brady J.V., Nauta W.J.H. Subcortical mechanisms in emotional behavioral affective changes following septal forebrain lessions in the albino rat // J.comparative and phisiol psichol. 1953. - V.46. - N 3. - P.339-341.

362. Brenner G.J., Moynihan J.A. Stressor-induced alterations in immune response and viral clearance following infection with herpes simplex virus-type 1 in BALB/c and C57B1/6 mice // Brain Behav. Immun. 1997. - Vol. 11 (1). - P. 9-23.

363. Brooks Kaiser J. C., Bourque L. A., Hoskin D. W. Heterogeneity of spleenic natural supressor cells induced in mice by treatment with cyclophosphamide // Immpharmacology.- 1993.- V. 25, № 2,- P. 117-129.

364. Brown D.A. Slow cholinergic excitation a mechanism for increasing neuronal excitability //Trends Neurosci. - 1983. - Vol.6.-N 8.- P. 1184-1190.

365. Burger R.A., Torres A.R., Warren R.P., Caldwell V.D., Hughes B.G. Echinacea-induced cytokine production by human macrophages // Int J Immunopharmacol. -1997.-№7.-P.371-379.

366. Byron J. W. Cell cycle controls // Ed. By G.M.Pudilles. NY., 1974. P. 97-99.

367. Chai Ch.K., Dickie M. Endocrine vaiation. In: Biology of the laboratory mouse / Ed. E.L. Green. N.Y.: McGraw-Hill, 1966, p. 387-404.

368. Chen Ih-Sheng, Lin Yuh-Chwen, Tsai Ian-Lin, Teng Che-Ming, Ko Feng-Nien / Progressive technology producion medicaments on to basis blood animals // Phytochemi stry. 1995. - 39, '5. - P. 1091-1097.

369. Chrousos G.P. Stress system immune system interaction // Annals NY academy of sciences. - 1997. - P. 323-326.

370. Chrousos G.P. The stress response and immune function: clinical implication: The Novera H. Spector Lecture // Annals of the NY Academy of Sciences. — 2000. N 917(1).-P. 38-67.

371. Cofer C.N., Appley M.H. Motivation: Theory and research. N-York: Wiley 1964. -296 p.

372. Corticotropin releasing factor modulates the immune response to stress in the rat / R. Jain, Zwickler D., Hollander C.S., et all.// Endocrinol. 1991.- V. 128. - P.1329-1336.

373. Croiset G., Heijnen C.J., Wied D.de Passive avoidance behavior, vasopressine and immune system. A link between avoidance latency and immune response // Neuro-endocrinology.- 1990.-Vol.51.-N 2,-P. 156-161.

374. Cunningham A. J. A method of increased sensitivity for detecting single antibody-forming cells// Nature.- 1965,- V. 207, № 5001.- P. 1106-1107.

375. Cunningham E.T., Bohn M.C., Sawchenko P.E. Organization of adrenergic inputs to the paraventricular and supraoptic nucleiof the hypothalamus in the rat // J. Comp. Neurol. 1990,- V. 299. - P.651-667.

376. Dinan T.G. Serotonin and the regulation hypothalamic- pituitary adrenal ais function //Life Sci.- 1996,- V 58. P. 1683-1690.

377. Dhabhar F.S., Miller A.H., McEwen B.S., Spencer R.L. Effects of stress on immune cell distribution // The Journal of Immunology. 1995. - N154. - P. 5511- 5527.

378. Dinarello C.A. Interleukin-1 and Interleukin-1 antler Blood, 1991.-P. 1627-1652.

379. Dygai A.M., Khlusov I.A., Udut V.V. et al. Regulating effect of sympathetic-system on hemopoiesis suppressed by cytostatic drugs // Pathophysiology. 1997. - V. 4. -P. 175-181.

380. Eleftheriou B.E. A gene influencing hypothalamic norepinephrine levels in mice // Brain Res. 1974. - Vol. 70. - P. 538 - 540.

381. Elenkov I.J., Chrousos G.P., Wilder R.L. Neuroendocrine regulation of IL-12 and TNF-alpha/IL-10 balance. Clinical implication // Ann. N Y Acad. Sci. 2000. -Vol. 917. -P.94 - 105.

382. Elenkov I.J., Webster E.L., Torpy D.J., Chrousos G.P. Stress, corticotropin-releasing hormone, glucocortocoids, and the immune/inflammatory response: acute and chronic effects // Ann. N Y Acad. Sci. 1999. - Vol. 876. - P. 1 - 11.

383. Ericsson A., Ek M., Wahlstorm I. // Stress: molecular genetic and neurobiological advances/Eds. R.McCarty. NY, 1996. - P. 101 - 120.

384. Ertel W., Singh G., Morrison M. H., et al. Chemically induced hypotension increases PGE2 release and depresses macrophage antigen presentation // Am. J. Physiol. — 1993. Vol. 264(4). - P. 655-660.

385. Espinosa E., Bermudes-Rattoni F. Behavior-immunity relationship: the role of cytokines // La Revista de Investigation Clinica. 2001. - Vol. 53. - P. 240-253.

386. Faist E., SchinkelC., Zimmer S. Update on the mechanisms of immune suppression of injury and immune modulation //World J. Surg. 1996. - N20(4). - P. 454-459.

387. Frankenhaeuser M. Psychoneuroendocrine approaches to the study of stressful person environment transaction // Selye's guide to stress research. N-York. 1980. -P. 139-152.

388. Fricchione G.L., Stefano G.B. The stress response and autoimmunoregulation // Advances in neuroimmunology. 1994. - Vol.4. -Nl. - P. 13-29.

389. Fullford A.J., Jessop D.S. Neuropetides in immune tissues: mediators of the stress response // Stress. Neural, endocrine and molecular studies.- London and New York: Tayler & Francis, 2002. P. 175 - 183.

390. Gaillard J.- M. Brain catecholaminergis activity in relation to sleep // Proceedings of the Northern European symposium on Sleep research.-Basle, September 26 and 27,1978. P.35-43.

391. Gieni R.S., Fang Y., Trinchieri G. et al. Differential production of IL-12 in BALB/c and DBA/2 mice controls IL-4 versus DFN-gamma synthesis in primed CD4 lymphocytes // Int. Immunol. -1996. Vol. 10. - P. 1511-1520.

392. Goldberg E.D., Dygai A.M. Hemopoiesis regulation mechanisms under stress // Hematology Reviews. 1992. - Vol. 4. - P. 11-67.

393. Goldberg E.D., Dygai A.M., Klimenko N.A. Inflammation and the Blood System // Hematology Reviews. 1998. - Vol. 7. - P. 1-75.

394. Goldberg E.D., Dygai A.M., Schachov V.P. et al. Lymphocytic mechanisms of mye-lopoiesis regulation under stress // Biomed. Sci. 1990. - Vol. 1. - P. 366-372.

395. Golombick T., Dajee D., Bezwoda W.R. Extracellular matrix interactions. 2: Extracellular matrix structure is important for growth factor localization and function // In Vitro Cell. Dev. Biol. Anim. 1995. - Vol.31. - № 5. - P.396-403.

396. Griebel G., Belzung C., Perrault G., Sanger D.J. Differences in anxiety-related behaviours and in sensitivity to diazepamin inbred and outbred strains of mice // Psy-chopharmacology-2000. №. 148(2). - P. 164-170.

397. Haddad J.J., Saade N., Safieh-Garabedian B. Cytokines and neuro-immune-endocrine interactions: a role for the hypothalamic-pituitary—adrenal revolving axis // J. Neuroimmunol. 2002. - Vol. 133. - P. 1 - 19.

398. Hardy C.L., Minguell J.J. Cellular interactions in hemopoietic progenitor cell homing: a review//Scanning Microsc. 1993. - Vol.7. -№ 1. - P.333-341.

399. Hassing A., Wen-Xi L., Stampfli K. Stress-induced suppression of the cellular immune reactions: on the neuroendocrine control of the immune system // Med. Hypotheses. 1996. -N 46. - P. 551 - 555.

400. Hayley S., Borowski T., Merali Z. et al. Central monoamine activity in genetically distinct strains of mice following a psychogenic stressor: effects of predator exposure //Brain Res. -2001. Vol. 2. - P. 293-300.

401. Heine H. Biologie des Stressgeschehens // Biol med. 2001. - Vol. 30 (4). - P. 160166.

402. Hermann G., Tovar C.A., Beck F.M. et al. Restraint stress differentially affects the pathogenesis of an experimental influenza viral infection in three inbred strains of mice // J. Neuroimmunol. 1993. - Vol. 47, №1. - P. 83 - 94.

403. Hilakivi L.A., Ota M., Lister R.J. Effect of isolation on brain monoamines and the behavior of mice in test of exploration, locomotion anxiety behavioral despair //Pharmacol.Biochem. and behav.- 1989,- V.33.- N.2.- P.371- 374.

404. Hodges W.F.,Felling J.P.Types of stressful situations and their elation to trait anxiety and sex //J. of Consulting and Clinical Psychology .-1970.- V.34. P. 333-337.

405. Ikebuchi K., Ihle J.N., Hirai Y. Synergistic factors for stem cells proliferation: further studies of the target stem cells and the mechanism of stimulation by IL-1, IL-6 and GM-CSF // Blood. 1988. - Vol. 72. - P. 2007-2011.

406. Interaction between simultaneously activated behavioral system in the rat. /Lammers J.H.C.M., Noordaa J.van der, ICruk M.R. et al. // Behav. Neurosci.- 1989,- V.103.- N 4 P. 784-789.

407. Irvin M. Stress-induced suppression: Role of brain corticotropin releasing hormone and autonomic nervous system mechanisms // Advances in neuroimmunology. -1994. Vol.4. -Nl. - P.29-49.

408. Iverson P.O., Benestad H.B., Nicolaysen G. Maked splenic hyperaemia during post-haemorhargic hypotension in the rat, rabbit and cat // J. Physiol. 1992. - Vol. 448. -P. 437.

409. Jondal M., Holm G., Wigrell H. Surface markers on human T and B lymphocytes. I. A large population of lymphocytes forming nonimmune rosettes with sheep red blood cells. //J. Exp. Med.- 1972,- V. 136.- P. 207-222.

410. Koda A. Pharmacologic action of baicalin and baicalein from Scutellaris radix // Taisha. -1973. -Vol. 10. -N 5. P. 730-739.

411. Kort W.J. The effect of chronic stress on the immune response // Advances in neuroimmunology. 1994. - Vol.4. -Nl. - P.l-13.

412. Kubo M., Matsuda H., Tanaka M. Studies on Scutellaria radix.7. Anti-arithmic and anti-inflamatory actions of methanolic extract and flavonoid components from Scutellaria radix// Chem. And Pharm. Bull. -1984. -Vol.32. -N7. P.2724-2729.

413. Lazarus R.S. The self regulation of emotion // Emotion: Their parameters and measurement. N.-York. 1975,- P. 47-67.

414. Li F.C., Zhou X.L., Mao H.L. A study of paeonol injection on immune functions in rats // Zhongguo Zhong Xi Yi Jie He Za Zhi. -1994. № 14. - P. 37-38.

415. Litvinenko V.l., Popova T.P. «Gerbstoffe» und Oxyzimtsaureabkommlinge in Labiaten // Planta med. 1975. - Vol.27. - N4. - P.364-366.

416. Lopez-Ibor,YJ. Anxiety and its importance in psyhiatry // Brit. J. psyhiat. Spec. Pabl.-1969. N 3. P.4-12.

417. Lowery C.A. Re-evaluation of the role of serotonin in stress: A "system-level" approach // Stress. Neural, endocrine and molecular studies. London and New York: Tayler & Francis, 2002. - P. 13 - 19.

418. Luettig B., Steinmuller C., Gifford G., et al. Macrophage activation by the polysaccharide arabinogalactan isolated from plant cell cultures of Echinacea purpurea II J Natl Cancer Inst. 1989. - № 9. - P.669-675.

419. Mace C.A. Homeostasis, needs and values // Brit. J. Psychol. 1953. - V.44. - P. 200-210.

420. Marshall G.D., Agarwal S.K., Lloyd C., et al. Cytokine dysregulation associated with exam stress in healthy medical students // Brain. Behav. Immun. 1998. -N 12 (4).-P. 297-307.

421. Matties H. Et al. Changes in the acetilcholine content of different brain regions of the rat during a learning experiment / H.Matties, Ch. Rauca, H. Liebman // S. Neu-rochem. -1974. V. 23. - N 6. -P. 1109-1113.

422. McFarland D. Adjunctive behaviour in feeding and drincing situation // Rev. Comp. Aniim.- 1984. V.4.- P.64-73.

423. Melchart D., Linde K., Worku F., et al. Results of five randomized studies on the immunomodulatory activity of preparations of Echinacea //J Altern Complement Med. 1995. -№2. - P. 145-160.

424. Middleton E, Kandaswami C., Theoharides T. The Effects of Plant Flavonoids on Mammalian Cells: Implications for Inflammation, Heart Disease, and Cancer // Pharmacol Rev. 2000. - Vol.52. - P.673-751.

425. Nguyen Y.K. Granulocyte colony stimulating factor // J. Fla. Med. Assoc. 1994. -Vol.81. -№ 7. -P.467-469.

426. Nikolova P., Ivanovska N. Estimation of imunological properties of flower and root extracts from Paeonia peregrina // J. Herbs, Spices and Med. Plants. 1999. - № 4. -P. 1-9.

427. Novotny D. E. K. Direct innervation of lymphatic organ in the rat. // 1 st Intern. Congr. of 1SNIM (4th Intern Workshop on Neuroimmunimodulation). Florence, Italy, May 23-26,1990. Abstr. - 1990. - P. 293.

428. Palkovits M. Pain and stress: convergence and divergence of neuronal pathways // Stress. Neural, endocrine and molecular studies. London and New York: Tayler & Francis, 2002. - P. 25 - 32.

429. Palkovits M. Stress-related central neuronal regulatory circuits // Stress. Neural, endocrine and molecular studies. London and New York: Tayler & Francis, 2002. -P. 1 - 12.

430. Pan Fei, Yang Jun-Shan, Feng Yu-xiu / Mode of preservation antlers // Chin. Med. J. 1996. -№107, l5. — P. 78-82.

431. Pare W., Livingston A. Brain norepinefrine and stomach ulcers in ats exposed to chronic conflict//Physiol. Behav.- 1970.- V.5.-N 2,- P.215-220.

432. Percival S.S. Use of echinacea in medicine // Biochem Pharmacol. 2000. - № 2. -P.155-158.

433. Pittaluga A., Torelli R.,Raiteri M. Alphha-adrenergic regulation of GABA-endogenous release in different rat cerebral cortex subregion // Pharmacol. Res.-1990,- V.22.- Suppl. N 3,- P. 27-28.

434. Plotnikoff N. R., Murgo A. G., Miller G. C. Enkephalins: immunomodulators. // Fed. Proc. 1985.-Vol. 44.-'l.-P. 118-122.

435. Pospelova ML, Barnaulov OD. The antihypoxic and antioxidant action of medicinal plants as the basis for their use in destructive brain diseases // Fiziol Cheloveka. — 2000.-№26(1)-P. 86-92.

436. Putkonen P.T.S. Alfa- and beta- adrenergis mechanisms in the control of sleepstages / Proceedings of the Northern European symposium on Sleep Research. Basle, September 26 and 27, 1978. p. 19-35.

437. Reduced natural killer cell activity in major depression: Neuroendocrine implications/Nerozzi D., Santoni A., Bersani G. et al. // Psychoneuroendocrinology.- 1989.-Vol.14.-N4,- P. 295-301.

438. Release of multiple hormones of interleukin-1 on pituitary cells // E.W. Bernton, J.E. Beach, J. W. Holaday, et all. // Science. 1987.-V. 238.- P.511-521.

439. Role of cholinergic and GABA-ergic neuronal systems in cycloheximide-induced amnesia in mice/ Nabeshima Toshitaca, Noda Yukihiro, Itoh Kaname et al. // Pharmacol. Biochem. and behav. 1988.- V.31.- N 2.- P. 405-409.

440. Roszman T., Jackson J.C., Cross R.J. et al. Neuroanatomic and neurotransmitter influences on immune function // The J. of Immunol. 1985. - Vol. 135. No. 2. - P. 769-772.

441. Scudiero D. A., Shoemaker R. H., Paul K. D. et al. Evaluation of a soluble tetra-zolium/formazan assay for cell growth and drug sensitivity in culture using human and other tumor cell lines // Cancer Res. 1988. - Vol. 48(17). - P. 4827-4833.

442. Seciya K., Okuda H. Selective inhibihion of platelled lipoxigenase by baicalein // Biochem. Biophis. Res. Comm. 1982. - Vol.105. -N3. - P. 1090-1095.

443. Sedlik C., De'riaud E., Leclerc C. Lack of Thl or Th2 polarization of CD4+ T cell response induced by particulate antigen targeted to phagocytic cells // International Immunology.- 1997 Vol. 9, No. 1. - P. 91-103.

444. Semenov V.A., Antoshechkin A.G., Shebalin A.I. Influence of pantogematogen (PG) in sport workability // The 1-st international symposium on Antler Science and Product Technology. Abstracts. April 9-12, 2000. Banff Centre, Banff, Canada. -P.54.

445. Siegel B.V., Brown-McKay, Morton J. Interferon induction in New Zealand balackmice by murine leukemia virus // J.Immunol. 1973. - Vol. 111. - P. 644-646.

446. Sivropoulou A., Papanikolau E., Nikolau C., at al. Antimicrobial and cytotoxic activities of Origanum essential oils // J. Agr. and Food Chem. 1996. - № 5. - P. 1202-1205.

447. Sloley B.D., Urichuk L.J., Tywin C., et al. Comparison of chemical components and antioxidants capacity of different Echinacea species // J Pharm Pharmacol. 2001. -№ 6. P.849-857.

448. Spielberger C.D. Theory and research on anxiety // In C.D.Spielberger (Ed), Anxiety and Behaviour. N-York: Academic Press, 1966. - P. 3-20.

449. Staats J. Standardized nomenclature for inbred strains of mice: fifth listing // Cancer Res. 1972. - Vol. 32. - P. 1609-1646.

450. Stone A.A. Bovbjerg D.H. Stress and humoral immunity: A review of the human studies // Advances in neuroimmunology. 1994. - Vol.4. -N1. - P.49-56.

451. Stress. Neural, endocrine and molecular studies/ R. McCarty, G. Aguilera, E.L. Sab-ban, R. Kvetnansky // London and New York: Tayler & Francis, 2002. — 276 p.

452. Su S.H., Chen H., Jen C.J. C57BL/6 and BALB/c bronchoalveolar macrophages respond differently to exercise // J. Immunol. 2001. - Vol. 167, № 9. - P. 5084 -5091.

453. Sunwoo H.H., Sim J.S. The effect of antler powder on the growth performance and immune response in rats // The 1-st international symposium on Antler Science and Product Technology. Abstracts. April 9-12, 2000. Banff Centre, Banff, Canada. -P.59.

454. Takeda A., Yonegavva M., Kato N. Restoration of radiation injury by ginseng. I. Responses of X-irradiated mice by ginseng extract // J. Radiat. Res. 1981. - Vol. 22. -№ 3. - P. 323-335.

455. Tavassoli M. Studies on hemopoietic microinvironment // Exp. Hematol. 1975. -N3. -P. 213-216.

456. Temoshok L. Emotion, adaptation and desease: a multidimentional theory // Emotion in health and ilness: theoretical and research foundations/ ed.Temoshok L.,Van Dyke C., Zegans L.S.-N.Y.: Grune and Stratton, 1983. P.207-233.

457. The relationship between the behavioral effects of cognition enhancing drugs and brain acetylcholine: Pap. 16th CINP Congr., Munich, 15-19 aug./ Pepeu G., pignoli G., Giovanini M.G., Magnani M. // Psychopharmacology. 1988.- V.96,Suppl.-P.72.

458. Thomas D. W., Roberts W. K., Tolmage D. W. Regulation of the immune response: production of a soluble suppressor by immune spleen cells in vitro // J. Immunol.-1975,-V. 114.-P. 1616-1622.

459. Tulegenova A., Sakenova G., Duysenbekova D., Jalilova A. Effective antioxidants of Lamiacea family plants // Book Abstr. Int. Conf. "Med. Raw Mater, and Phyto-prep. Med. and Agr.", Karaganda, Sept. 29-Oct. 1, 1999. Karaganda, 1999. - 152 P

460. Turnbull A., Rivier C. Regulation of the Hypothalamic-Pituitary-Adrenal Axis by Cytokines: Actions and Mechanisms of Action // Physiol. Rev.-1999. Vol. 79. -No. l.-P. 1-71.

461. Venihaki M., Zhao J., Karalis K. Corticotropin-releasing hormone deficiency results in impaired splenocyte response to Iipopolysaccharide // J. Neuroimmunol. 2003. -Vol. 141.-P. 3-9.

462. Ventura R., Cabib S., Puglisi-Allegra S. Opposite genotype-dependent mesocorticolimbic dopamine response to stress // Neuroscience. 2001. - Vol. 104, № 3. - P. 627-631.

463. Vray B., Hoebeke J., Saint-Guillain M. et al. A new quantitative fluorimetric assay for phagocytosis of bacteria // Scand J Immunol. 1980. - Vol. 11, N2. - P. 147-53.

464. Walsh R.N., Cummins R.A. The open-field test: a critical review // Psychol. Bull. -1976, V.83. -P.482-504.

465. White blood cell and microorganizm interaction in granulocyte regulation/ W. A. Robinson, M. A. Entringer, R. W. Bolin, A. Mangalir // Haematopoietic cell differentiation/ Ed. D. W. Golde, M. J. Cline. N. Y.; 1.: Acad. Press, 1978.- V. 10.- P. 471480.

466. White N.M., Messier C. Effect of adrenal demedulation on the conditional emotional responce and on the memory improving action of glucose // Behav. Neurosci.-1988.- V. 102,- N 4.- P. 499-503.

467. Wick G., Hu Y., Schwarz S., Kroemer G. Immunoendocrine Communication via the Hypothalamo-Pituitary-Adrenal Axis in Autoimmune Diseases // Endocrine Reviews. 1993. -Vol. 14, No. 5. - P. 539-563.

468. Wildfeuer A., Mayerhofer D. The effects of plant preparations on cellular functions in body defense // Arzneimittelforschung. 1994. № 3. - P.361 -366.

469. Wrona D., Jurkowski M.K., Tokarski J. Blood and spleen natural killer cell cytotoxicity after exposure to open field stress in rats: the effect of spontaneous locomotor activity // J. Neuroimmunol. 2004. - Vol. 150. - P. 88 - 97.

470. Wu C. Y., Lance E. M. hnmunoregulation by spleen seeking thymocytes.// Cell. Immunol.- 1974.-V. 13,-P. 1-11.

471. Yang Guizhen. Immunologic effect of traditional Chinese drugs // Chin. Med. J. — 1996. V. 109, №1. - P. 59-60.

472. Zlotnik A., Shimonkevitz R., Kappler J., Marrack P. Effect of prostaglandin E2 on the gamma-interferon induction of antigen-presenting ability in P388D1 cells and on1.-2 production by T-cell hybridomas // Cell Immunol. 1985. - V.l. - P. 154 -166.

473. Zwilling B.S., Brown D., Feng N. et al. The effect of adrenalectomy on the restraint stressed induced suppression of MHC class II expression by murine peritoneal macrophages // Brain Behav. Immun. 1993. - Vol. 7. - P. 29-35.N

474. РОССИЙСКАЯ АКАДЕМИЯ МЕДИЦИНСКИХ НАУК СИБИРСКОЕ ОТДЕЛЕНИЕ ТОМСКИЙ НАУЧНЫЙ ЦЕНТР НАУЧНО-ИССЛЕДОВАТЕЛЬСКИЙ ИНСТИТУТ ФАРМАКОЛОГИИ1. На правах рукописиоТЗшэ гаЯМ

475. ЧУРИН АЛЕКСЕЙ АЛЕКСАНДРОВИЧ

476. РЕАКЦИИ ИММУННОЙ И КРОВЕТВОРНОЙ СИСТЕМ МЫШЕЙ С РАЗЛИЧНЫМ ГЕНОТИПОМ НА СТРЕСС