Автореферат и диссертация по медицине (14.00.41) на тему:Разработка и доклиническое исследование коллагенсодержащего матрикса для клеточной трансплантации
- Ученая степень
- кандидата биологических наук
- ВАК РФ
- 14.00.41
Оглавление диссертации Порунова, Юлия Витальевна :: 2004 :: Москва
I. ВВЕДЕНИЕ.
II. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.
§ 1. ОСНОВНЫЕ НАПРАВЛЕНИЯ В ОБЛАСТИ ИССЛЕДОВАНИЯ И РАЗРАБОТКИ БИОИСКУССТВЕННЫХ МАТЕРИАЛОВ И
ОРГАНОВ.
§ 2. ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНО-КЛИНИЧЕСКОЕ ПРИМЕНЕНИЕ МАТРИКСОВ В КЛЕТОЧНОЙ ТРАНСПЛАНТОЛОГИИ.
2.1. Сердечно-сосудистая хирургия.
2.1.1. Сосуды малого диаметра
2.1.2. Клапаны сердца
2.2. Биоискусственная печень.
2.3. Биоискусственная поджелудочная железа.
2.4. Ортопедия и пластическая хирургия.
2.5. Нейрохирургия.
2.5.1. Регенерация нервных клеток в перерезанном спинномозговом стволе
2.5.2. Синтетические материалы для регенерации нервной ткани
2.5.3. Материалы на основе коллагена для регенерации нервных тканей
2.5.4. Роль физиологически-активных веществ в ускорении регенерации нервов
§ 3. ПОЛИМЕРНЫЕ МАТЕРИАЛЫ ДЛЯ ИСКУССТВЕННЫХ ОРГАНОВ
И ТКАНЕЙ.
3.1. Биодеградируемые полимеры.
3.2. Коллаген.
3.2.1. Растворимые фракции и нерастворимый коллаген
3.2.2. Технологические особенности работы с коллагеном
3.2.3. Применение коллагена
3.2.4. Изделия на основе коллагена
III. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ
§1. МАТЕРИАЛЫ.
§2. МЕТОДЫ ОЦЕНКИ МОРФОЛОГИЧЕСКИХ И ФИЗИКО-ХИМИЧЕСКИХ СВОЙСТВ СФЕРОГЕЛЯ.
2.1. Морфология и пористость Сферогеля.
2.2. Измерение водопоглощения Сферогеля.
2.3. Гидролитическая деструкция Сферогеля в условиях in vitro.
2.4. Дифференциальный термический анализ образца Сферогеля.
§3. МЕТОДЫ ОЦЕНКИ МЕДИКО-БИОЛОГИЧЕСКИХ СВОЙСТВ
СФЕРОГЕЛЯ.
3.1. Санитарно-химические испытания. а. рН - метрия. б. Ультрафиолетовая спектроскопия
3.2. Медико-биологические исследования.
Токсикологические испытания
3.2.1. Испытания в условиях in vitro. а. Цитотоксичность на суспензионной кратковременной культуре подвижных клеток. б. Исследование цитотоксичности экстрактов из изделия на культуре фибробластов мыши линии L929. в. Гемолитическое действие экстракта Сферогеля на изолированных эритроцитах человека.
3.2.2. Испытания в условиях in vivo. а. Раздражающее действие экстрактов Сферогеля на слизистых оболочках глаз кроликов. б. Сенсибилизирующее действие образца Сферогеля /Реакция общей анафилаксии морских свинок//Реакция дегрануляции тучных клеток/. в. Влияние деградации Сферогеля при его имплантации на окружающие ткани. г. Испытания на пирогенность.
3.2.3. Испытания на стерильность.
§4. МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ БИОЛОГИЧЕСКОЙ ФУНКЦИОНАЛЬНОСТИ СФЕРОГЕЛЯ.
4.1. Культивирование стволовых клеток костного мозга крыс на образце Сферогеля
4.2. Исследование функциональных свойств Сферогеля (восстановительная терапия тяжелых повреждений спинного мозга крыс с использованием Сферогеля).
IV. РЕЗУЛЬТАТЫ
§1. РАЗРАБОТКА ТЕХНОЛОГИИ ПОЛУЧЕНИЯ ДВУХКОМПОНЕНТНОГО ГИДРОГЕЛЕВОГО МАТРИКСА НА ОСНОВЕ КОЛЛАГЕНСОДЕРЖАЩИХ ПРИРОДНЫХ
БИОПОЛИМЕРОВ.
1.1. Выделение коллагена
3.3. Приготовление двухкомпонентного геля
§2. ОЦЕНКА МОРФОЛОГИИ И ФИЗИКО-ХИМИЧЕСКИХ СВОЙСТВ СФЕРОГЕЛЯ.
§3. ОЦЕНКА МЕДИКО-БИОЛОГИЧЕСКИХ СВОЙСТВ
СФЕРОГЕЛЯ.
3.1. Санитарно-химические испытания.
3.2. Медико-биологические исследования.
§4. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ БИОЛОГИЧЕСКОЙ ФУНКЦИОНАЛЬНОСТИ СФЕРОГЕЛЯ.
4.1. Культивирование стволовых клеток костного мозга крыс на образце Сферогеля.
4.2. Исследование функциональных свойств Сферогеля (восстановительная терапия тяжелых повреждений спинного мозга крыс с использованием Сферогеля).
Введение диссертации по теме "Трансплантология и искусственные органы", Порунова, Юлия Витальевна, автореферат
Актуальность работы
Следует признать, что результаты 30-тилетней работы ученых пока не привели к созданию искусственной биосовместимой поверхности, аналогичной по своим свойствам, например, интиме кровеносных сосудов. Исследователи далеки от создания искусственных органов на основе только синтетических материалов с заданными и контролируемыми свойствами. В связи с этим, в последние годы основной акцент в области восстановительной хирургии сделан на использовании технологий генной и клеточной инженерии для разработки имплантатов, наделенных структурой и функцией биологических тканей (Naughton G.,1998; Prokop А., 1999, 2001). Данное направление получило название биоимитирование, а такие имплантаты, представляющие собой систему из биоматериалов различной природы и функционирующих клеток органов и тканей, стали называть биоискусственными или гибридными.
Одной из ключевых проблем в создании биоискусственных органов является разработка биодеградируемых двухмерных (пленочных) и трехмерных (губки, гели) материалов. Существенным недостатком известных нам зарубежных матриксов (гидрогелевые материалы Neurogel ™ (U.S. Patent 5,863,551) и Matrigel® (Bellamkonda R., 1999) на основе синтетических мономеров метакриламида и акриламида, композиты полиоксиалканоатов с полиуретанами DegraPol/btc® (Saad В.,1998), пористый полиэфируретан Hyaff® (Brun P., 1999)) является то, что они полностью или частично состоят из синтетических полимерных материалов. Это, несомненно, отрицательно влияет на их биологическую безопасность, увеличивает вероятность образования рубцовых тканей и опухолей, что и сдерживает их внедрение в клиническую практику.
Новым и одним из наиболее перспективных направлений в современной клеточной трансплантологии является культивирование стволовых и функционирующих клеток с последующей их имплантацией. Однако после введения клеточного материала большая часть клеток гибнет, т.к. отсутствует необходимый уровень васкуляризации, который формируется позже (Онищенко Н.А., 2001; Скалецкий Н.Н., Онищенко Н.А., 2001). Можно предположить, что имплантация клеток с биодеградируемыми материалами биологической природы позволит существенно повысить эффективность данного способа восстановления функций жизненно важных органов и тканей (Шумаков В.И., Севастьянов В.И., 2003).
Главным требованием к имплантируемым матриксам является контролируемое время их биорезорбции в организме с постепенным замещением тканью того или иного органа.
В последние десятилетия непрерывно растет интерес к биополимерам и их производным: альгинаты, коллаген, желатин, хитозан, гомо- и сополимеры полилактидов и гликолидов, полиэфиры бактериального происхождения. Многие биополимеры, помимо высокой биосовместимости, являются высокоэффективными биостимуляторами. Они расщепляются на более простые соединения, которые выводятся из организма, либо принимают активное участие в метаболизме на клеточном уровне.
Для изготовления медицинских изделий часто используют коллаген, представляющий собой трехспиральный белок с молекулярной массой 300 000Д. Коллаген обладает исключительно слабыми антигенными и токсическими свойствами, стимулирует репаративные процессы, проявляет гемостатические свойства. Однако из-за склонности коллагена к гидролитической деструкции, коллагеновые имплантаты рассасываются в течение 3-4 недель. В результате, как и в случае биостабильных синтетических материалов, вокруг имплантата наблюдается формирование рубцовой ткани.
Было высказано предположение, что формирование в объеме коллагенсодержащих имплантатов гетерогенной структуры за счет введения в их состав двух типов коллагена с разной степенью сшивки позволит уменьшить скорость биорезорбции материала.
Цель работы
Целью работы является разработка и проведение доклинических исследований биодеградируемого гетерогенного гидрогелевого матрикса на основе коллагенсодержащих компонентов для трансплантации клеток.
Основные задачи работы
Исходя из поставленной цели, задачи работы сводились к следующему: разработка технологии получения гидрогелевого матрикса; оптимизация состава матрикса по физико-механическим свойствам и времени биодеградации; доказательство биосовместимости матрикса в соответствии с международными и национальными стандартами ГОСТ Р ИСО 1099399; исследование в условиях in vitro влияния матрикса на процессы прикрепления и пролиферации культур клеток (стволовые клетки, фибробласты); доказательство возможности применения матрикса для трансплантации стволовых клеток в экспериментах на животных.
Научная новизна разработки связана с составом и технологией получения матрикса в виде пористого гетерогенного коллагенсодержащего геля.
1. Разработан биополимерный гетерогенный гидрогель, состоящий из коллагена сельскохозяйственных животных, сшитого в глобулы, и связующий массы коллагенсодержащего экстракта. Матрикс получил название Сферогель.
2. Методом дифференциального термического анализа (ДТА) образцов Сферогеля было доказано, что гидрогель представляет собой гетерогенную трехфазную систему, состоящую из коллагенсодержащих щ биополимеров с разной степенью сшивки и воды.
3. Без использования химических сшивающих агентов удалось увеличить время биодеградации коллагенового геля до 6 месяцев.
4. В экспериментах in vitro и in vivo доказана высокая биосовместимость лабораторных образцов Сферогеля.
5. Показана перспективность использования гетерогенного гидрогеля Сферогель в качестве биодеградируемого пористого матрикса для культивирования и трансплантации клеток.
Практическая значимость
Назначение матрикса
- субстрат, выполняющий функции подложки и питательной среды, для культивирования клеток тканей человека и животных в условиях in vitro\
- имплантируемый биодеградируемый матрикс для биоискусственных органов и тканей, временно выполняющая функции каркаса и питательной среды для клеток тканей различной природы (стволовые клетки, кардиомиоциты, нервные клетки, гепатоциты, хондроциты, |3-клетки, фибробласты и др.). Возможная область применения
Приоритетной областью применения разработанного биополимерного гетерогенного гидрогеля является использование его для культивирования стволовых клеток с последующей их дифференциацией в нейрональные клетки, а также для трансплантации стволовых и преддиференцированных клеток.
Апробация работы
Основные положения диссертации доложены и обсуждены на межинститутских семинарах Центра по исследованию биоматериалов НИИ трансплантологии и искусственных органов (2002; 2003; 2004 г.)
Публикации
Результаты проведенных исследований отражены в 3 печатных работах, опубликованных в России, получена приоритетная справка от 21.08.2003 г. по заявке № 2003125610/15(027515) о выдаче патента на изобретение «Универсальный гетерогенный коллагеновый матрикс для имплантации и способов его получения». Соавторы: Шумаков В.И., Севастьянов В.И., Перова Н.В. и др.
Структура и объем диссертации
Диссертация состоит из 6 глав, включая введение, обзор современного состояния проблемы, методической главы, результатов, заключения, выводов и трех приложений.
Диссертация изложена на 140 страницах машинописного текста, содержит 16 рисунков, 21 таблицу, список литературы из 205 наименований, из них 30 - отечественных и 175 - иностранных.
Место выполнения работы
Работа выполнялась в Научно-исследовательском институте трансплантологии и искусственных органов МЗ РФ (директор - академик В.И.Шумаков) в Центре по исследованию биоматериалов (руководитель Центра - профессор В.И.Севастьянов).
II. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
Биоматериалами (синонимы: материалы медицинского назначения, медицинские материалы, биомедицинские материалы) называют биосовместимые материалы любой природы, предназначенные для контакта с биологическими средами и используемые для изготовления медицинских изделий [1-6]. В начале 90-х гг. под «биосовместимостью» было предложено понимать способность материала, изделий или устройств выполнять свои функции без заметной клинической реакции «хозяина» [7]. Другими словами проблему биосовместимости медицинских материалов и изделий следует рассматривать как результат взаимного влияния биологических структур живого организма человека и инородного тела в процессе их взаимодействия.
Биосовместимые материалы, предназначенные для изделий, контактирующих с кровью, выделяют в группу гемосовместимых материалов [3, 6]. Необходимо подчеркнуть, что все гемосовместимые материалы являются биосовместимыми, но не каждый биосовместимый материал можно использовать для контакта с кровью.
Следует признать, что результаты 30-тилетней работы ученых пока не привели к созданию искусственной биосовместимой поверхности, аналогичной по своим свойствам, например, интиме кровеносных сосудов. Вместе с тем удалось достичь существенных успехов в области разработок и экспериментально-клинического применения новых биоматериалов и методов модификаций; экстракорпоральных устройств; имплантантируемых искусственных органов.
При промышленном производстве медицинских изделий применяют материалы различной природы [3,5,6]: синтетические биостабильные материалы (например, силикон, тефлон); синтетические биодеградируемые материалы (полилактиды, полигликолиды и их сополимеры); материалы из биотканей (аутоткани, аллоткани, ксеноткани); биополимеры (коллаген, шелк, желатин); пассивирующие покрытия (гидрогели, белки); биоактивные покрытия (гепарин, гирудин); клеи (цианакрилаты); металлы и сплавы, керамика и неорганика; углеродистые и композитные материалы.
Биосовместимость медицинских изделий зависит от целого ряда факторов (природы материала и технологии изготовления изделия, его конструкции, состояния пациента) [3, 6, 8]. Тем не менее, в большинстве случаев практически существует только один путь улучшения медико-технических свойств изделий - повышение биосовместимых и гемосовместимых свойств входящих в их состав материалов.
Способы повышения биосовместимости изделий можно разбить на три группы, Таблица 1 [3]:
- разработка изделий на основе новых биоматериалов;
- физическая или химическая модификация существующих биоматериалов;
- регулирование биологических свойств изделий на стадии их переработки.
Однако пока еще исследователи далеки от создания искусственных органов на основе синтетических материалов с заданными и контролируемыми свойствами. Более того, предложенный недавно теоретический подход к процессу свертывания крови на поверхности чужеродного материала, как реакции, протекающей в кинетически-диффузионной области, поставил под сомнение возможность практического воплощение идеи создания биоинертного материала [9].
Пути повышения гемосовместимости медицинских изделий
Наименование пути повышения гемосовместимости изделий (материалов)
Способы реализации
Разработка новых биосовместимых изделий на основе материалов искусственного или природного происхождения.
Физическая и (или) химическая модификация поверхности или объема изделия.
Регулирование гемосовместимых свойств изделия на стадии его изготовления (переработки).
Блоксополимеры с гидрофильными и гидрофобными доменами; интеллектуальные материалы, включая саморегулируемые и гидрогели; гибридные материалы.
Различного вида обработка тлеющим плазменным разрядом (магнитоактивное СВЧ-плазменное осаждение в импульсном и непрерывном режиме, плазмохимическое осаждение, низкотемпературная плазма ВЧ-разряда при пониженном давлении, ионно-плазменное напыление); газофазное осаждение; УФ-обработка; термообработка. Поверхностная иммобилизация биологически-активных веществ (БАВ) и функциональных групп (физическая, ионно-ковалентная, ковалентная).
Диспергирование БАВ в объеме материала.
Варьирование технологических параметров (химическая чистота исходного сырья, материал пресс-формы, природа растворителя, температура переработки и т.д.).
Использование того или иного подхода к повышению биосовместимости материалов зависит от его природы (Таблица 2) [3].
Основные подходы к созданию биосовместимых биоматериалов
Природа материала Наименование подхода
I. Материалы искусственного происхождения. 1. Однородная структура с высокой гидрофильностью (например, гидрогели). 2. Однородная структура с высокой гидрофобностью (например, фторсодержащие покрытия). 3. Неоднородная гидрофильно-гидрофобная структура (например, мультиблоксополимеры). 4. Биоинертность (например, стеклокерамика, углерод). 5. Биоактивная поверхность, содержащая биологически активные вещества (анитикоагулянты, ингибиторы адгезии и агрегации тромбоцитов; фибринолитические агенты) и функциональные группы (сульфо-, третичные амины, метальные); поверхность с отрицательным зарядом
II. Материалы природного происхождения (биоткани). 1. Природа сшивающего агента (глутаровый альдегид, полиэпоксисоединения, формальдегид, глицерин, карбодиимиды). 2. Источник биоткани (аутоткани, аллоткани, ксеноткани). 3. Вид биоткани (перикард, кровеносные сосуды, клапаны сердца и аорты, оболочки головного мозга.
III. Гибридные (биоискусственные) материалы. Культивирование на искусственной поверхности клеток тканей и органов (эпителий, фибробласты и эндотелий, нейроны, (3-клетки и гепатоциты).
Так, например, гемосовместимость полимерных материалов регулируют путем изменения морфологии и химического состава поверхности. При поиске способов повышения гемосовместимости биотканей варьируют природу сшивающего агента, природу и вид биоткани. Биосовместимость гибридных, или биоискусственных материалов, т.е. материалов, представляющие собой комбинированное использование синтетических материалов и функционирующих клеток органов и тканей, определяется технологией культивирования клеток тканей в условиях in vitro (см. таблицу 2).
Состояния работ в области гибридных материалов и органов и будет являться основной целью данного обзора.
Заключение диссертационного исследования на тему "Разработка и доклиническое исследование коллагенсодержащего матрикса для клеточной трансплантации"
V. выводы
1. Разработан бнодеградируемый гель, получивший название Сферогель, основой которого является склеральный коллаген крупного рогатого скота и коллагенсодержащий экстракт. Материал представляет собой прозрачный, слегка опалесцирующий, вязкий, рН сбалансированный гель, содержащий комплекс биологически активных веществ и минеральные соли.
2. Найдены оптимальные технологические условия (соотношение компонентов, их концентрация, сшивающие дозы гамма-излучения) получения материала с необходимым комплексом физико-химических и биологических свойств.
3. Методом сканирующей электронной микроскопии показано, что разработанная технология получения коллагенсодержащего геля приводит к формированию гетерогенной структуры материала, состоящего из микросфер диаметром ~ 10 - 25 мкм и гомогенного студня с диффузионными порами ~ 100 — 300 мкм.
4. Методом дифференциального термического анализа доказано, что Сферогель представляет собой трехфазную систему, состоящую из фазы более сшитого склерального коллагена, фазы менее сшитого коллагенсодержащего экстракта и воды. Содержание связанной воды в Сферогеле не менее 32.8 ± 0.5 мас.%. Набухаемость по воде - 86.6 ±3.0 мас.%.
5. Для каждой коллаген содержащей фазы Сферогеля определены соответствующие температуры физических переходов (Р-переход, температура стеклований, температурный интервала плавления). В экспериментах in vitro установлено, что гетерогенность коллагенсодержащего геля, а также оптимальное соотношение режимов облучения его компонентов и стерилизующей дозы приводит к увеличению времени полной деструкции гидрогеля в модельных средах до 6 месяцев.
6. Биосовместимость Сферогеля была доказана в экспериментах in vitro и * in vivo, проведенных в соответствии с национальным стандартом ГОСТ Р
ИСО 10 993-99 «Изделия медицинские. Оценка биологического действия медицинских изделий».
7. В экспериментальной модели на животных (10 крыс линии Вистар) подкожной и внутримышечной имплантации Сферогеля установлено, что частичная резорбция материала начинается после 3 месяцев имплантации. Признаков воспаления не обнаружено, морфология и толщина капсулы (не более 50 мкм) соответствует имплантатам с высокой степенью биосовместимости.
8. Положительные результаты, полученные в экспериментах по культивированию мезенхимальных стволовых клеток костного мозга крыс и в экспериментальной модели восстановительной терапии тяжелых повреждений спинного мозга крыс, свидетельствуют о возможности использования гетерогенного материала Сферогеля в качестве матрикса для культивирования и трансплантации клеток. ч
ПРАКТИЧЕСКИЕ РЕКОМЕНДАЦИИ
Имеющиеся экспериментальные данные позволяют рекомендовать гетерогенный коллагенсодержащий материал Сферогель для дальнейшего исследования в качестве биодеградируемого имплантируемого матрикса для трансплантации клеток различной природы (стволовые клетки, кардиомиоциты, нейрональные клетки, гепатоциты, хондроциты, (3-клетки, фибробласты и др.).
Технология введения клеток в Сферогель зависит от конкретной области применения матрикса. В случае культивирования клеток рекомендуется проводить первоначальное насыщение геля культуральной средой с последующим нанесением на него культуры клеток. Для имплантации рекомендуется послойное нанесение клеток и гидрогеля при 37°С с соотношением общего объема вносимой клеточной суспензии к объему геля не более 0.2 мл клеточного материала на 1 мл Сферогеля. Общим требованием является запрет механического перемешивания геля с клетками.
Список использованной литературы по медицине, диссертация 2004 года, Порунова, Юлия Витальевна
1. Искусственные органы. Под ред. В.И. Шумакова. М., Медицина, 1990.
2. Трансплантология. Под ред. В.И. Шумакова. М., Медицина, 1995.
3. Биосовместимость, под ред. В.И. Севастьянова, М., «ИЦВНИИГС», 1999.
4. Пхакадзе Г.А. Биодеструктивные полимеры. Киев, «Наукова Думка», 1990.
5. Севастьянов В.И. Биоматериалы для искусственных органов. Искусственные органы, под ред. В.И. Шумакова, М., «Медицина», Гл. XI, 1990, стр. 214-229.
6. Consensus conference on biocompatibility. Klinkmann H., Davison A.M. (eds.), Nephrol. Dial. Transplant., Oxford, Oxford University, 9 (Suppl.2), 1994. pp. 32-40.
7. Basmadjian D., Sefton M.V., Baldwin S.A. Coagulation on biomaterials in flowing blood: some theoretical consideration (review). Biomaterials, 1997, 18, 1511-1522.
8. Bioartificial Organs. Science Medicine and Technology. A. Prokop, D. Hunkeler, A. Cherrington (eds.), V. 831, The New York Academy of Sciences, N.Y., 1997.
9. П.Севастьянов В.И. Биосовместимые материалы медицинского назначения. Перспективные материалы, 1995, № 5, 41-55.
10. Севастьянов В.И. Новое поколение материалов медицинского назначения. Перспективные материалы, 1997, № 4, 56 60.
11. Anderson J.M. Biomaterials and medical implant science: Present and future perspectives: A summary report. J. Biomed. Mater. Res., 1996, 32, 143-147.
12. Rumisek J.D., Wade C.E., Brooks D.E., Okerberg C.V., Barry M.J., Clarke J.S. Heat-denatured albumin-coated Dacron vascular grafts: Physical characteristics and in vivo performance. J. Vase. Surg., 1986,4, 136-143.
13. Drury J.K., Ashton T.R., Cunningham J.D., Maini R., Pollock J.G. Experimental and clinical experience with a gelatin impregnated Dacron prosthesis. Ann. Vase. Surg., 1987, 1, 542-547.
14. Freischlag J., Moore W. Clinical experience with a collagen-impregnated knitted Dacron vascular graft. Ann. Vase. Surg., 1990, 3, 895-903.
15. Naughton G. Tissue engineering: new challenges. ASAIO J., 1998, 44, 115116.
16. Williams S.K., Rose D.G., Jarrell B.E. Microvascular endothelial cell sodding of ePTFE vascular grafts: improved patency and stability of the cellular lining. J. Biomed. Mater. Res., 1994, 28, 203-212.
17. Pasic M., Mullerglauser W., Odermatt В., Lachat M., Seifert В., Turina, M. Seeding with omental cells prevents late neointimal hyperplasia in small-diameter dacron grafts. Circulation, 1995, 92, 2605-2616.
18. Noishiki Y., Tomizawa Y., Yamane Y., Matsumoto A. Autocrine angiogenic vascular prosthesis with bone marrow transplantation. Nature Med. 1996, 2, 90-93.
19. Birinyi K.L., Douville С., Lewis, S.A., Bjornson H.S., Kempczinski R.F. Increased resistance to bacteremic graft infection after endothelial cell seeding. Surgery, 1987, 5, 193-197.
20. Bricker D., Beall A., DeBakey M. The differential response to infection of autogenous vein versus Dacron arterial prosthesis. Chest, 1970, 58, 566-570.
21. Margiotta M.S., Benton L., Greco R.S. Endothelial cells adherent to expanded polytetrafluoroethylene express the intercellular adhesion molecule-1. J. Am. Coll. Surg., 1995, 181, 215-219.
22. Poole-Warren L., Schindhelm K., Graham A., et al. Performance of small diameter synthetic vascular prostheses with confluent autologous endothelial cell linings. J. Biomed. Mater. Res., 1996, 30, 221-229.
23. Bergamini T.M., Bandyk D.F., Govosris D., Kaebnick H.W., Towne J.B. Infection of vascular prostheses caused by bacterial biofilms. J. Vase. Surg., 1988, 7,21-30.
24. Mertens R.A., Ohara P.J., Hertzer N.R., Krajewski L.P., Beven E.G. Surgical management of infrainguinal arterial prosthetic graft infections: Review of a thirty-five-year experience J Vase. Surg., 1995, 21, 782-791.
25. Gross R.A. Bacterial polyesters: structural variability in microbial synthesis. In: Biomedical Polymers. Shalaby Sh.W. (ed.), Hanser, N.Y., 1994, pp. 173188.
26. Shapiro L. and Cohen S. Novel alginate sponges for cell culture and transplantation. Biomaterial 18 (1997), pp. 583-590.
27. Yamamoto M., Tabata Y., Kawasaki H., et al. Promotion of fibrovascular tissue ingrowth into porous sponges by basic fibroblast growth factor. J. of Materials Science: Matherial in Medicine 11 (2000), 213-218.
28. Weinberg C.B., Bell E. A blood vessel model constructed from collagen and cultured vascular cells. Science, 1986, 231, 397-400.
29. L'Heureux N., Germain L., Labbe R., Auger F.A. In vitro construction of a human blood vessel from cultured vascular cells: a morphologic study. J. Vase. Surg., 1993, 17, 499-509.
30. Hirai J., Matsuda T. Venous reconstruction using hybrid vascular tissue composed of vascular cells and collagen-tissue regeneration process. Cell Transplant., 1996, 5, 93-105.
31. L'Heureux N., Paquet S., Labbe R., Germain L., Auger F.A. A completely biological tissue-engineered human blood vessel. The FASEB J., 1998, 12, 47-56.
32. Iton H., Aso Y., Furuse M., et al. A honeycomb collagen carrier for cell culture as a tissue engineering scaffold. Artif. Organs., 2001,25(3): 213-217.
33. Goissis G., Suzigan S., Parreira D.R. Preparation and characterization of collagen-elastin matrices from blood vessels intended as small diameter vascular grafts. Artif. Organs, 24, 2000, pp. 217-223.
34. Schoen F.J., Levy R.J. Tissue heart valves: current challenges and future research perspectives. J. Biomed. Mater. Res., 1999, 47, 439-465.
35. Langer R., Vacanti J.P. Tissue engineering. Science, 1993, 260, 920-926.
36. Mayer J.E., Shinoka Т., Shum-Tim D. Tissue engineering of cardiovascular structures. Curr. Opin. Cardiol., 1997, 12, 528-532.
37. Rothenburger M. et al. Tissue engineering of heart valves: formation of a three-dimensional tissue using porcine heart valve cells. ASAIO Journal, 48, 2002, pp. 586-591.
38. Shinoka Т., Ma P.X, Shum-Tim D., Breuer C.K, Cusick R.A, Zund G., Langer R., Vacanti J.P, Mayer J.E. Jr. Tissue-engineered heart valves: autologous valve leaflet replacement study in a lamb model. Circulation 1996,94,11-164-11-168.
39. Shinoka Т., Shum-Tim D., Ma P.X, Tanel R.E, Isogai N., Langer R., Vacanti J.P, Mayer J.E. Jr. Creation of viable pulmonary artery autografts through tissue engineering. J. Thorac. Cardiovasc. Surg., 1998, 115, 536-545.
40. Hoerstrup S.P., Zund G., Ye Q., Schoeberlein A., Schmid A.C., Turina M. Tissue engineering of a bioprosthetic heart valve: stimulation of extracellular martix assessed by hydroxyproline assay. ASAIO J., 1999, 45, 397-402.
41. Shinoka Т. Tissue engineered heart valves: autologous cell seeding on biodegradable polymer scaffold. Artif.Organs, 26, 2002, pp. 402-406.
42. Eisenberg L.M., Markwald R.R. Molecular regulation of atrioventricular valvuloseptal morphogenesis. Circ. Res., 1995, 77, 1-6.
43. Pexieder T. Conotruncus and its septation at the advent of the molecular biology era. In: Dark E.B., Markwald R.R., Takao A., editors. Developmental mechanisms of heart disease. Armonk, N.Y, Future, 1995, pp. 227-247.
44. Beresford A. Transdifferentiation and the vascular wall. In: Zilla P, Greisler HP, editors. Tissue engineering of vascular prosthetic grafts. Austin, TX: RG Landes; 1999, p 403-416.
45. Prockop D.J. Marrow stromal cells as stem cells for non-hematopoietic tissues. Science, 1997, 276, 71-74.
46. Marron K., Yacoub M.H., Polak J.M., Sheppard M.N., Fagan D., Whitehead B.F., de Leval M.R., Anderson R.H., Wharton J. Innervation of human atrioventricular and arterial valves. Circulation, 1996, 94, 368-375.
47. Brun P., et al. Chondrocyte aggregation and reorganization into three-dimensional scaffolds. J. Biomed. Mater. Res., 46, 1999, pp. 337-346.
48. Gerlach J.C. Development of a hybrid liver support system: A review. Int. J. Artif. Organs, 1996, 19, 645-654.
49. Galletti P, Jauregui HO. Liver support systems. In: Bronzino J, ed. The biomedical engineering handbook. Boca Raton, FL:CRC Press, 1995:195266.
50. Jauregui H.O., Chowdhury N.R., Chowdhury J.R. Use of mammalian liver cells for artificial liver support. Cell Transplant., 1996, 5, 353-367.
51. Liu J., Naik S., Santangini H., Trenkler D., Chowdhury J.R, Jauregui H.O. Characterization of immortalized porcine hepatocytes, Hepatology, 1996, 24, Pt.2, 197A, 283.
52. Liu J., Naik S., Santangini H., Trenkler D., Wolf D., Jauregui H.O. Comparison of immortalized porcine and rat hepatocytes. Hepatology 1996, 24(4), Pt.2, 197A, 284.
53. Liu J., Naik S., Santangini H., Trenkler D., Jauregui H.O. Morphology and P450 function of immortalized hepatocytes in monolayer and hollow fiber culture. Hepatology, 1996, 24(4), Pt. 2, 198A, 285.
54. Yanagi K., Miyoshi H., Ohshima N. Improvement of metabolic performance of hepatocytes cultured in vitro in a packed-bed reactor for use as a bioartificial liver. ASAIO J., 1998, 44, M436-440.
55. Ranussi C.S., Moghe P.V. Substrate microtopography can enhance cell adhesive and migratory resposiveness to matrix ligand density. J. Biomed. Mater. Res., 54, 2001, pp. 149-161.
56. Demetriou A.A., Rozga I., Podesta L., et at. Early clinical experience with a hybrid bioartificial liver. Scand. J. Castroenterol., 1995, 30, (Suppl. 208), 111-117.
57. Sussman N.L., Gislason G.T, Conlin C.A., Kelly J.H. The hepatic extracorporeal liver assist device: initial clinical experience. Artif Organs, 1994, 18,390-396.
58. Hughes R.D., Williams R. Use of bioartificial and artificial liver support devices. Semin. Liver Dis., 1996, 16, 435-444.
59. Sussman N.L., Lake J.R. Treatment of hepatic failure—1996. Current concepts and progress toward liver dialysis. Am. J. Kidney Dis., 1996, 27, 605-621.
60. Шумаков В.И., Блюмкин B.H., Скалецкий H.H., Игнатенко С.Н., Шальнев Б.И., Галибин О.В. Трансплантация островковый клеток поджелудочной железы. М., Канон, 1995.
61. Lacy Р. Е., Status of islet cell transplantation. Diabetes Rev., 1993, 1, 76-92.
62. Brissova M., Lacik I., Powers A.C., Anilkumar A.C., Wang T. Control and measurement of permeability for design of microcapsule cell delivery system. J. Biomed. Mater. Research, 1998, 39, 61-70.
63. Lacik I., Brissova M., Anilkumar A.C., Powers A.C., Wang T. New capsule with tailored properties for encapsulation of living cells. J. Biomed. Mater. Research, 1998, 39, 52-60.
64. Lim F., Sun A. M. Microencapsulated islets as bioartificial pancreas, Science, 1980,210,908-910.
65. Sun Y.-L., Ma X., Zhou D., Vacek I., Sun A.M. Porcine pancreatic islets: Isolation, microencapsulation, and xenotransplantation, Artif. Organs, 1993, 17, 727-733.
66. Soon-Shiong P., Heintz R.E., Merideth R., et al. Sandford. insulin independence in a type 1 diabetic patient after encapsulated islets transplantation, Lancet, 1994, 343, 950-951.
67. Stevenson W.T.K., Sefton M.V. Development of polyacrylate microcapsules, in Fundamentals of Animal Cell Encapsulation, M.F.A. Goosen (ed.), CRC Press, Boca Raton, Florida, 1993, pp. 143-181.
68. Jain K., Yang H., Cai B.-R., et al. Rubin. Retrievable, replaceable, macroencapsulated pancreatic islets xenografts. Transplantation, 1995, 59, 319-324.
69. Lanza R.P., Kuhtreiben W.M., Ecker D., Staruk J. E., Chick W. L. Xenotransplantation of porcine and bovine islets without immunosuppressionusing uncoated alginate micro-spheres, Transplantation, 1995, 59, 13771384.
70. Lanza R.P.,. Ecker D, Kuhtreiben W. M., Staruk J. E., Marsh J., Chick W. L. A simple method for transplanting discordant islets into rats using alginate gel spheres. Transplantation, 1995, 59, 1485-1487.
71. Hisano N., Morikawa N., Iwata H., Ikada Y. Entrapment of islets into reversible disulfide hydrogels. J. Biomed. Mater. Res., 1998, 40, 115-123.
72. Monaco A.P., Maki Т., Ozato H., et al. Transplantation of islet allografts and xenografts in totally pancreatectomized diabetic dogs using the hybrid artificial pancreas. Ann. Surg., 1991, 214, 339-362.
73. Lanza R.P., Chick W. Pancreatic islets transplantation. V. Ill: Immunoisolation of the Pancreatic Islets. R.G. Landes Co. Austin 1994.
74. Shoichet M.S., Li R.H., White M.L., Winn S.R., Stability of hydrogels used in cell encapsulation: An in vitro comparison of alginate and agarose. Biotechnol. Bioeng., 1996, 50, 374-381.
75. Iwata H., Kobayashi K., Takagi Т., et al. Feasibility of agarose microbeads with xenogeneic islets as a bioartificial pancreas. Biomed. Mater. Res., 1994, 28, 1003-1011.
76. Shapiro L., Cohen S. Novel alginate sponges for cell culture and transplantation. Biomaterials, 1997, 18, 583-590.
77. Freed L.E. et al. Neocartilage formation in vitro and in vivo using cells cultured on cynthetic biodegradable polymers. J. Biomed. Mater. Res., 27, 1993, pp. 11-23.
78. Toolan B.C. et al. Effect of growth-factor-enhanced culture on a chondrocyte-collagen implant chondrocytefor cartilage repair. J. Biomed. Mater. Res., 31, 1996, pp. 273-280.
79. Gugala Z., Gogolewski S. In vitro growth and activity of primary chondrocytes on a resorbable polylactide three-dimensional scaffold J. Biomed. Mater. Res., 49, 2000, pp. 183-191.
80. Yang E.K., SeoY.K, Youn H.H., et al. Tissue engineered artifical skin composed of dermis and epidermis. Artif. Organs, 24,2000, pp.7-17.
81. Kuroyanagi Y., Yamada N., et al. Tissue-endineered product: allogeneic cultured dermal substitute composed of spongy collagen with fibroblasts. Artif. Organs, 25, 2001, pp. 180-186.
82. Hermanns S, Reiprich P, Muller HW. A reliable method to reduce collagen scar formation in the lesioned rat spinal, cord. J Neurosci Methods 2001 Sep 30;110(1-2): 141-6.
83. Joosten E.A, Dijkstra S., Brook G.A., Veldman H., Bar P.R. Collagen IV deposits do not prevent regrowing axons from penetrating the lesion site in spinal cord injury, J Neurosci Res 2000 Dec 1;62(5):686-91.
84. Weidner N., Grill R J., Tuszynski M.H. Elimination of basal lamina and the collagen "scar" after spinal cord injury fails to augment corticospinal tract regeneration, Exp Neurol, 1999 Nov; 160(l):40-50.
85. Fernandez E, Pallini R. Connective tissue scarring in experimental spinal cord lesions: significance of dural continuity and role of epidural tissues, Acta Neurochir (Wien) 1985;76(3-4): 145-8.
86. Woerly S., Pinet E., De Robertis L., et al. Heterogeneous PHPMA hydrogels for tissue repair and axonal regeneration in the injured spinal cord. J.Biomater. Sci. Polymer Edn, 9, 1998, pp. 681-711.
87. Woerly S., Petrov P., et al. Neural tissue formation within porous hydrogels implanted in brain and spinal cord lesions: Ultrastructural, immunohistochemical, and diffusion studies. Tissue Engineering, 5, 1999, pp. 467-488.
88. Bellamkonda R. et al. Hydrogel-based three-dimensional matrix for neural cells. J. Biomed. Mater. Res., 29, 1995, pp. 663-671.
89. Houle J.D. Regeneration of dorsal root axons is related to specific non-neuronal cells lining NGF-treated intraspinal nitrocellulose implants, Exp Neurol 1992 Nov; 118(2): 133-42
90. Kiyotani Т., Nakamura Т., Shimizu Y., Endo K. Experimental study of nerve regeneration in a biodegradable tube made from collagen and polyglycolic acid, ASAIO J 1995 Jul-Sep;41(3):M657-61
91. Ruben M.L. et al. Preparation of bioresorbable nerve guide tubes. Artif.Organs, 24,2000, pp. 206-208.
92. Gautier S.E. et al. Poly(a-hydroxyacids) for application in the spinal cord: resorbability and biocompatibility with adult rat Schwann cells and spinal cord. J. Biomed. Mater. Res., 42, 1998, pp. 642-654.
93. Spilker M.H., Yannas I.V., Kostyk S.K., Norregaard T.V., Hsu H.P., Spector M. The effects of tabulation on healing and scar formation after transection of the adult rat spinal cord, Restor. Neurol. Neurosci., 2001; 18(l):23-38
94. Liu S., Said G., Tadie M. Regrowth of the rostral spinal axons into the caudal ventral roots through a collagen tube implanted into hemisected adult rat spinal cord., Neurosurgery 2001 Jul;49(l): 143-50; discussion 150-1
95. Kassar-Duchossoy L., Duchossoy Y., Rhrich-Haddout F., Horvat J.C., Reinnervation of a denervated skeletal muscle by spinal axons regenerating through a collagen channel directly implanted into the rat spinal cord., Brain Res 2001 Jul 20;908(l):25-34
96. Joosten E.A., Bar P.R., Gispen W.H. Collagen implants and cortico-spinal axonal growth after mid-thoracic spinal cord lesion in the adult rat, J Neurosci Res 1995 Jul l;41(4):481-90
97. Gelderd JB. Evaluation of blood vessel and neurite growth into a collagen matrix placed within a surgically created gap in rat spinal cord,. Brain Res 1990 Mar 12;51 l(l):80-92
98. Marchand R., Woerly S., Bertrand L., Valdes N. Evaluation of two cross-linked collagen gels implanted in the transected spinal cord. Brain Res Bull 1993 ;30(3-4):415-22
99. Sekine Т., Nakamura Т., Yu Liu, Matsumoto K., Shimizu Y. Use of Newly Developed Artificial Nerve Conduit to Assist Peripheral Nerve Regeneration Across Long Gap in Dogs. ASAIO, 2000, Vol. 46, Num. 4, pp. 415-420.
100. Kiyotani Т., Nakamura Т., Shimizu Y., and Endo K. Experimental study of nerve regeneration in a biodegradable tube made from collagen and polyglycolic acid. ASAIO, 41, 1995, M: 657-661.
101. Jaeger C.B., Toombs J.P., Borgens R.B. Grafting in acute spinal cord injury: morphological and immunological aspects of transplanted adult rat enteric ganglia, Neuroscience 1993 Jan;52(2):333-46
102. Liu S., Peulve P., Jin O., Boisset N., Tiollier J., Said G., Tadie M. Axonal regrowth through collagen tubes bridging the spinal cord to nerve roots, J NeurosciRes 1997 Aug 15;49(4):425-32
103. Catalog «Cell Signaling & Neuroscience», 2000/2001, Sigma
104. Schinstine M., Cornbrooks C.J. Effect of nerve growth factor on the elongation of neurites from axotomized rat embryonic septal-basal forebrain neurons: an in vitro analysis, J Neurosci Res 1989 Aug;23(4):371-83
105. Carbonetto S., Cochard P. In vitro studies on the control of nerve fiber growth by the extracellular matrix of the nervous system, J Physiol (Paris) 1987;82(4):258-70
106. Goldsmith H.S., de la Torre J.C. Axonal regeneration after spinal cord transection and reconstruction, Brain Res 1992 Sep 4;589(2):217-24
107. Kotani Y., Matsuda S., Sakanaka M., Kondoh K., Ueno S., Sano A. Prosaposin facilitates sciatic nerve regeneration in vivo, J Neurochem., 1996, 66(5):2019-25
108. Risling M., Fried К., Linda H., Carlstedt Т., Cullheim S. Regrowth of motor axons following spinal cord lesions: distribution of laminin and collagen in the CNS scar tissu,. Brain Res Bull 1993;30(3-4):405-14
109. Maquet V. and Jerome R. Design of macroporous biodegradable polymer scaffolds for cell transplantation. Materials Science Forum. 1997, Vol. 250, pp. 15-42.
110. Полиоксиалканоаты (ПОА) биоразрушаемые полимеры для медицины. Волова Т.Г., Севастьянов В.И., Шишацкая Е.И. (под ред. В.И. Шумакова). Новосибирск, Изд. СО РАН 2003 - 330 с. (с. 8-36).
111. Трансплантация нервных клеток и тканевая инженерия мозга при нервных болезнях. Брюховецкий А.С. М.: ЗАО «Клиника восстановительной интервенционной неврологии и терапии «НейроВита»», 2003.-400 с. (с. 158-194).
112. Grande D.A. et al. Evaluation of matrix scaffolds for tissue engineering of articular cartilage grafts. J. Biomed. Mater. Res., 34, 1997, pp. 211-220.
113. Воспаление. Руководство для врачей /Под ред. Серова В.В., Паукова B.C. М.: Медицина, 1995. - 640 с. (с. 170-173).
114. Коллаген и его применение в медицине. Хилькин A.M., Шехтер А.Б., Истранов Л.П., Леменев В.Л. Москва, «Медицина», 1976, 210 с.
115. Crosslinking and modification of dermal sheep collagen using 1,4 -butanediol diglycidil ether. J. Biomed. Mater. Res.,Vol 46, N 3, 99, pp. 424433.
116. Zeeman R, Dijkstra P.J., et al. The kinetics of 1,4 butanediol diglycidil ether crosslinking of dermal sheep collagen. J. Biomed. Mater. Res., Vol 51, N4, 2000, pp.541-548.
117. Van Wachem P.B., Van Luyn M.G.A., et al. Biocompatibility and tissue regenerating capacity of crosslinked dermal cheep collagen. J. Biomed. Mater. Res.,Vol.28, N 3, 94, pp. 353-363.
118. Dunn M.G., Avasarala P.V., and Zawadsky J.P. Optimization of extruded collagen fibers for ACL reconstruction. J. Biomed. Mater. Res.,Vol.27, N 12, 93, pp. 1545-1552.
119. Kato Y.P., Christiansen D.L., et al. Mechanical properties of collagen fibers: A comparison of reconstituted and rat tail tendon fibers. Biomaterials Vol. 10, 89, pp. 38-42.
120. Weadock K., Olson R.M., and Silver F.H. Evaluation of collagen crosslinking tecniques. Biomat., Med. Dev., Art. Org., 11 (4), 1983-84, pp. 293-318.
121. Ono I., Tateshita Т., Inoue M. Effects of Collagen Matrix Containing Basic Fibroblast Growth on Wound Contraction. Journal of Biomedical Materials Research, Applied Biomaterials, 1999, Vol.48, Num.5, pp. 621630.
122. Tan J., Saltzman W.M. Influence of cynthetic polymers on neutrophil migration in three-dimentional collagen gels. J. Biomed. Mater. Res.,46, 1999, pp. 465-474.
123. Weadock K.S., Edward J.M., et al. Effect of physical crosslinking methods on collagen fiber durality in proteolytic solutions. J. Biomed. Mater. Res., Vol 32, N 2, 96, pp.221-226.
124. Weadock K.S., Edward J.M., et al. Physical crosslinking of collagen fiber: Comparison of ultraviolet irradiation and dehydrothermal treatment. J. Biomed. Mater. Res., Vol 29, N 11, 95, pp.1373-1379.
125. Rault I., Frei V., et al. Evaluation of different chemical methods for cross-linking collagen gel, films and sponges. Journal of matherials science: Matherials in medicine 7, 1996, pp. 215-221.
126. Khor E. Methods for the collagen treatment of collagenous tissues for bioprotheses. Biomaterials 1997, 18, pp. 95-105.
127. Petite H., Frei V., et al. Use of diphenylphosphorylazide for cross-linking collagen-based biometerials. J. Biomed. Mater. Res.,. Vol 28, 94, pp. 159165.
128. Jung S., Jung W., et al. Preparation and characterization of collagen-GAG sponge for wound dressing. International symposium biomaterials and drug delivery systems. August 20 (Sun) 22(Tue), 2000, Korea, pp.124.
129. Cascone M.G., Sim B. and Downes S. Blends of synthetic and natural polymers as drug delivery systems for growth hormone. Biomaterials 1995, Vol. 16, N7, pp. 569-574.
130. Sun H., Hwang Y-S., Park J-S., and Cho B.K. Calcification of leaflets from percine aortic valves crosslinked by ultraviolet irradiation. Artif. Organs, Vol 24, N 7, 2000, pp. 555-563.
131. Nehrer S., Breinan H.A., et al. Canine chondrocytes seeded in type I, and type II collagen implants investigated in vitro. J.Biomed.Mater.Res. (Appl. Biomater.), 38, 1997, pp. 95-104.
132. Mueller S.M., Schneider Т.О., et al. a-Smooth muscle actin and contractile behavior of bovine meniscus cells seeded in type I and type II collagen-GAG matrices. J. Biomed. Mater. Res.,45, 1999, pp. 157-166.
133. Edwards G.A., Glattauer V., et al. In vivo evaluation of a collagenous membrane as an absorbable adhesion barier. J. Biomed. Mater. Res. 34, 1997, pp. 291-297.
134. Tu R., Lu C.-L., et al. Kinetic study of collagen fixation with polyepoxy fixatives. J. Biomed. Mater. Res.Vol. 27, N 1, 93, pp. 3-9.
135. Sung H.W., Chen W.H., et al. Studies on epoxy compound fixation. J. Biomed. Mater. Res. (Appl. Biomater.). Vol. 33, 96, pp. 177-186.
136. Doillon С.J., and Silver F.H. Collagen based wound dressing: Effect of hyaluronic acid and fibronectin on wound healing. Biomaterials Vol 7, 86, pp.3-8.
137. Werkmeister J.A., Edwards G.A., et al. Evaluation of a collagen-based biosynthetic material for the repair of abdominal wall defects. J. Biomed. Mater. Res., 39, 1998, pp. 429-436.
138. Grzybowski J., Kolodziej W., et al. A new anti-infective collagen dressing containing antibodies. J. Biomed. Mater. Res., 36, 1997, pp. 163-166.
139. Huang L.L.H., Lee P.C., et al. Comparison of epoxides on grafting collagen to polyurethane and their effects on cellular growth. J. Biomed. Mater. Res., 39, 1998, pp. 630-636.
140. Matsumura K., Hyon S.-H., et al. Surface modification of poly(ethylene-co-vinyl alcohol) (EVA). Part I. Introduction of carboxyl groups and immobilization of collagen. J. Biomed. Mater. Res., 50, 2000, pp. 512-517.
141. Schroeder J.A., Brown M.K. Biocompatibility and Degradation of Collagen Bone Anchors in a Rabbit Model. Journal of Biomedical Materials Research, Applied Biomaterials, 1999, Vol.48, Num.3, pp. 309-314.
142. Chen G., Ushida Т., et al. Poly(DL-lactic-co-glycolic acid) sponge hybridized with collagen microsponges and deposited apatite particularites. J. Biomed. Mater. Res., 57, 2001, pp.8-14.
143. Prior J.J., Powers N., Delustro F. Efficacy of a novel hemostatic agent in animal models of impaired hemostasis. J. Biomed. Mater. Res. (Appl. Biomater.), 53, 2000, pp. 252-257.
144. Griffey S., Shwade N.D., et al. Particulate dermal matrix as an injectable soft tissue replacement material. J. Biomed. Mater. Res. (Appl. Biomater.), 58,2001, pp. 10-15.
145. Allemann F., Mizuno S., et al. Effect of hyaluronan on engineered articular cartilage extracellular matrix gene expression in 3-dimensional collagen scaffolds. J. Biomed. Mater. Res., 55, 2001, pp. 13-19.
146. Hong S.R., Jeon H.W., et al. Cultivation of fibroblasts in gelatin/glycosaminoglycans sponges for artificial skin. International symposium biomaterials and drug delivery systems. August 20 (Sun) -22(Tue), 2000, Korea, pp. 142.
147. Martins V.C.A., and Goissis G. Nonstoichiometric hydroxyapatite-anionic collagen composite as support for the double sustained release of gentamicin and norfloxacin/ciprofloxacin. Artif. Organs, 24, 2000, pp. 224-230.
148. Santin M., Motta A., et al. Changes in serum conditioning profiles of glutaraldehyde-crosslinked collagen sponges after their treatment with calcification inhibitors. J. Biomed. Mater. Res., 40, 1998, pp. 434-441.
149. Sekine Т., Nakamura Т., Yu Liu, Matsumoto K., Shimizu Y. Collagen Coated Y-Shaped Prosthesis for Carinal Replacement Promotes Regeneration of the Tracheal Epithelium. ASAIO Journal, Jul.-Aug. 2000, Vol.46, Num.4, pp.421-425.
150. Natsume Т., Ike O., et al. Porous collagen sponge for esophageal replacement. J. Biomed. Mater. Res., 27, 1993, pp. 867-875.
151. Mizuno S., Allemann F., Glowacki J. Effect of medium perfusion on matrix production by bovine chondrocytes in three-dimensional collagen sponges. J. Biomed. Mater. Res., 56, 2001, pp. 368-375.
152. Becker D., Geibler V., Hempel U., et al. Proliferation and differentiation of rat calvarial osteoblasts on type I collagen-coated titanium alloy. J. Biomed. Mater. Res., 59, 2002, pp. 516-527.
153. Tsai C-L., Hsu S-H., and Cheng W-L. Effect of different solvents and crosslinkers on cytocompatibility of type II collagen scaffolds for chondrocyte seeding. Artif. Organs, 26,2002, pp. 18-26.
154. Костина Г., Радаева И.//Косметика и медицина.-1999.-№2-3.-1<.53-57V.
155. Peters Н.С. and Mooney D.J. Synthetic extracellular matrices for cell transplantation. Materials Science Forum. Vol. 250, 1997, pp. 43-52.
156. Woerly S. Porous hydrogels for neural tissue engineering. Materials Science Forum. Vol. 250, 1997, pp. 53-68.
157. Урьяш В.Ф., Мочалов A.H., Покровский B.A. Установка для дифференциального термического анализа // Термодинамика органич.соедин.: Межвуз. сб. / Горький: Горьковский гос. ун-т. 1978. Вып. 7. с.88-92.
158. ГОСТ Р ИСО 10993.5-99 Изделия медицинские. Оценка биологического действия медицинских изделий. Часть 5. Исследование на цитотоксичность: методы in vitro.
159. ГОСТ Р ИСО 10993.1-99. Изделия медицинские. Оценка биологического действия медицинских изделий. Часть 1. Оценка и исследования.
160. ГОСТ Р ИСО-10993.4-99 Изделия медицинские. Оценка биологического действия медицинских изделий. Часть 4 Исследование изделий, контактирующих с кровью
161. ГОСТ Р ИСО 10993.10-99. Изделия медицинские. Оценка биологического действия медицинских изделий. Часть 10. Исследование раздражающего и сенсибилизирующего действия.
162. ГОСТ Р ИСО 10993.6-99. Изделия медицинские. Оценка биологического действия медицинских изделий. Часть 6. Исследование местного действия после имплантации.
163. Теория и методы радиационной химии воды. Шубин В.Н., Кабакчи С.А. Изд-во «Наука», Москва, 1969г. (с. 216).
164. Woerly S., Doan V. D., Evans-Martin F., Paramore C. G., Peduzzi J.D. Spinal cord reconstruction using NeuroGel™ implants and functional recovery after chronic injury // J. Of Neurosciensce Res. 2001 - Vol. 66 -P. 1187-1197.
165. Государственная Фармакопея СССР: Вып.1. Общие методы анализа/ МЗ СССР.- 11-е изд., доп. М.: Медицина, 1987.-336с.
166. Patience С., Takeuchi Y., Weis R.A. Infection of human cells by an endogenous retrovirus of pig // Nature Med. 1997. N 3. P. 282-286.
167. Шумаков В.И., Тоневицкий А.Г. VIVOS VOCO: "Ксенотрансплантация: научные и этические проблемы" Человек № 6 1999 г.
168. B.Saad, S.Matter, G.Ciardelli, et al. Interactions of osteoblasts and macrophages with biodegradable, and highly porous polyesterurethane foam and its degradation products. J. Biomed. Mater. Res., 32, 1996, pp. 355-366.
169. Потапов И.В., Крашенинников M.E., Онищенко H.A. Клеточная кардиомиопластика (аналитический обзор). Вестник трансплантологии. №2, 2001,53-62.
170. Скалецкий Н.Н., Онищенко Н.А. Клеточная трансплантация: достижения и перспективы. Вестник трансплантологии. № 3-4, 2001, 94102.
171. Bioartificial Organs II. Science Medicine and Technology. A. Prokop, D. Hunkeler, A. Cherrington (eds.), V. 831, The New York Academy of Sciences, N.Y., 1999.
172. Bioartificial Organs III. Science Medicine and Technology. A. Prokop, D. Hunkeler, A. Cherrington (eds.), V. 831, The New York Academy of Sciences, N.Y.,2001.
173. Шумаков В.И., Севастьянов В.И. Биополимерные матриксы для искусственных органов и тканей. Здравоохранение и медицинская техника. № 4, 2003, 30-33.
174. ЗАКЛЮЧЕНИЕ о токсикологических, санитарно-химических испытаниях, испытаниях на пирогенность, стерильность JV« 204.2473.Р.03 от 03.04.03 г.
175. Наименование изделия (материала): "Сферогель" гель для заполнения дефектов мягких тканей.
176. Изделие (материал) представлено: «Центр по исследованию биоматериалов ГУ НИИ Трансплантологии и Искусственных Органов Минздрава России», 123182, г. Москва. > i Щукинская, д. 1.
177. Наименование применяемых материалов, номер НД на них или рецептурный сопан. способ стерилизации изделия:
178. Сферогель состоит из двух компонентов:• коллаген сельскохозяйственных животных сшитый в глобулы;• гликозаминогликанов птицы связующей массы в соотношении по объему 11
179. Изделия стерильны, метод стерилизации радиационный (1,5 МРад).министерство здравоохранения российской федерации
180. Утвержденный состав совета 132 человека. На заседании присутствовало — 89 человек. Председатель - академик РАМН, профессор В.Н.Ярыгин Ученый секретарь - к.м.н. М.Д.Донскова1. Слушали:
181. Утвердить протокол клинических исследований технологии имплантации.1. голосованием.1. М.Д.Донскова1. В.Н.Ярыгин
182. МИНИСТЕРСТВО ЗДРАВООХРАНЕНИЯ РОССИЙСКОЙ ФЕДЕРАЦИИ
183. ГУ НАУЧНО-ИССЛЕДОВАТЕЛЬСКИЙ ИНСТИТУТ ТРАНСПЛАНТОЛОГИИ И ИСКУССТВЕННЫХ ОРГАНОВ
184. Москва, 123182 Телефон: (095) 196-18-03ул. Щукинская, д. 1 Телефакс: (095) 943-00-08
185. Выписка из решения учёного Совета института от 30 апреля 2004г•« протокол *2.