Автореферат и диссертация по медицине (14.01.12) на тему:Влияние парушений функции опухолевого супрессора р53 на васкуляризацию опухолей: идентификация неизвестных ранее сигнальных путей и механизмов
- Ученая степень
- кандидата биологических наук
- ВАК РФ
- 14.01.12
Оглавление диссертации Хромова, Наталья Викторовна :: 2010 :: Москва
Список сокращений
Введение
1. Обзор литературы
1.1. Васкуляризация опухолевых тканей и ее роль в прогрессии 9 новообразований
1.1.1 .Образование кровеносных сосудов - необходимое условие 10 прогрессивного роста опухоли
1.1.1.1. Механизмы кровоснабжения опухолей
1.1.1.2. Опухолевый гемангиогенез и регулирующие его факторы
1.1.1.3. Васкулогенная мимикрия 25 1.1.2. Опухолевый лимфангиогенез: механизмы и значение для 29 прогрессии опухолей
1.2. Роль опухолевого супрессора р53 в контроле васкуляризации опухолей 37 1.2.1 Общие сведения о строении и активностях р53 37 1.2.2. Изменения р53 в опухолевых клетках и их последствия
1.2.2.1. Роль р53 в контроле гемангиогенеза
2. Материалы и методы '
2.1. Бактериальные штаммы и плазмиды
2.2. Методы молекулярного клонирования
2.3. Эукариотические клеточные линии
2.4. Инфекция опухолевых клеток
2.5. Анализ экспрессии генов
2.6. Вестерн-блот гибридизация
2.7. Эксперименты на культурах опухолевых клеток
2.8. Эксперименты на бестимусных мышах
2.9. Иммуногистохимический анализ препаратов тканей опухолей
2.10. Статистическая обработка результатов
3. Результаты исследования
3.1. Роль нарушений р53 в опухолевом гемангиогенезе
3.1.1. Влияние нарушений р53 на размножение клеток НСТ116 in vitro и 59 in vivo
3.1.2. Влияние нарушений р53 на рост опухолевых кровеносных сосудов
3.1.3. Влияние нарушений р53 на уровень АФК и синтез HIF-la
3.1.4. Влияние антиоксиданта NAC на уровень АФК, синтез HIF-la и гемангиогенез
3.1.5. Влияние повышения уровня АФК, вызванного подавлением 69 экспрессии фактора теплового шока НБР1, на гемангиогенез и опухолевый рост
3.2. Роль нарушений р53 в васкулогенной мимикрии 71 3.2.1. Влияние нарушений р53 на экспрессию молекулярных маркеров 71 васкулогенной мимикрии и содержание в опухолях ламининовых структур
3.3. Роль нарушений р53 в опухолевом лимфангиогенезе 73 3.3.1. Влияние нарушений р53 на рост лимфатических сосудов
3.3.2. Влияние нарушений р53 на экспрессию генов VEGFC, VEGFD
3.4. Роль VEGF-C в васкуляризации опухолей
3.4.1. Получение сублиний НСТ116 и А549 с подавленной продукцией 77 VEGF-C
3.4.2. Влияние подавления продукции VEGF-C на пролиферацию и 80 миграцию опухолевых клеток in vitro
3.4.3. Влияние подавления продукции VEGF-C на скорость роста 83 и кровоснабжение опухолей
3.4.3.1. Влияние подавления VEGF-C на гемангиогенез
3.4.3.2. Влияние подавления VEGF-C на васкулогенную 85 мимикрию
3.4.4. Влияние подавления продукции VEGF-C на опухолевый 86 лимфангиогенез
Введение диссертации по теме "Онкология", Хромова, Наталья Викторовна, автореферат
Васкуляризация - образование сосудов и сосудоподобных структур, обеспечивающих кровоснабжение и дренирование опухолевых тканей, - необходимое условие прогрессивного роста новообразований. Неопластические клетки обладают способностью индуцировать гемангиогенез и лимфангиогенез — процессы формирования новых мелких кровеносных и лимфатических сосудов. Механизмы опухолевого гемангиогенеза активно исследовались в последние годы. Согласно общепринятым в настоящее время представлениям новая сосудистая сеть в основном образуется за счет ветвления сосудов- окружающих нормальных тканей и их врастания в опухоль. Этот процесс стимулируется опухолевыми клетками путем секреции ими ряда проангиогенных факторов, важнейшими из которых являются факторы роста эндотелия УЕвР-А и УЕОР-В.- Индукция лимфангиогенеза исследована значительно хуже. Предполагается, что его стимуляция осуществляется главным образом за счет секреции опухолевыми клетками других цитокинов семейства УЕСР: УЕОР-С и УЕОБ-О, которые связываются с рецептором лимфатического эндотелияУЕОР11-3.
Механизмы, ответственные за ангиогенную активность опухолевых клеток и, в частности, повышенную продукцию ими различных факторов роста семейства- УЕОР,. изучены пока довольно плохо. До недавнего времени исследования цитокинов семейства УЕОР были-сосредоточены на их функциях как паракринных стимуляторах ангиогенеза. В -последнее время появляются данные, что УЕОР-С, подобно УЕОР-А, может принимать участие и в аутокринной регуляции ■ размножения и миграции неопластических клеток, хотя механизмы увеличения, экспрессии, рецепторов этих факторов в самих опухолевых клетках в достаточной мере не изучены.
На протяжении многих лет опухолевая васкуляризация рассматривалась только как прорастающий гемангиогенез. В последние годы были обнаружены новые механизмы кровоснабжения, которые могут быть задействованы одновременно в одной опухоли, либо преобладать в определенном типе новообразований. Один- из таких механизмов -васкулогенная мимикрия - явление, при> котором неопластическими клетками формируются каналы, соединяющиеся с истинными сосудами и обеспечивающие дополнительное кровоснабжение опухолевой ткани. В состав таких каналов не входят эндотелиальные клетки, и поэтому опухоли с развитой сетью мимикрических структур устойчивы к антиангиогенной терапии.* В' последние годы все больше накапливается данных об участии васкулогенной мимикрии в кровоснабжении различных новообразований, однако вопрос о механизмах формирования^ неопластическими клетками сосудоподобных структур до сих пор остается открытым. Имеются лишь отдельные данные, что к индукции этого процесса может приводить экспрессия неопластическими клетками белков VE-кадгерина, Mig-7 и VEGF-C.
В настоящее время не вызывает сомнения участие в индукции опухолевого гемангиогенеза нарушений функции опухолевого супрессора р53 - наиболее универсального молекулярного изменения в различных новообразованиях человека. Известно, что потеря экспрессии р53, контролирующего продукцию многих проангиогенных факторов и ингибиторов гемангиогенеза, может усиливать опухолевый гемангиогенез. Однако не были исследованы последствия миссенс-мутаций в гене р53, которые значительно чаще, чем полная потеря экспрессии р53, обнаруживаются в различных новообразованиях человека, в том числе и в широко распространенных - раке легкого, раке ободочной кишки и др. Кроме того, совершенно не изучен вопрос о вкладе нарушений функции р53 в другие механизмы опухолевой васкуляризации -васкулогенную мимикрию и лимфангиогенез. Ответы на эти вопросы должны углубить знания о механизмах прогрессии опухолей, что, в свою очередь, может привести к разработке новых способов направленной терапии онкологических заболеваний.
Цели и задачи исследования Целью настоящей работы является изучение влияния различных нарушений функции опухолевого супрессора р53 в клетках рака ободочной кишки и рака легкого человека на гемангиогенез, васкулогенную мимикрию и лимфангиогенез в формируемых ими опухолевых тканях.
Для достижения поставленной цели были выдвинуты следующие задачи:
1. Изучить влияние синтеза мутантных белков р53 и гомозиготного нокаута гена р53 на гемангиогенез и скорость роста ксенографтов рака ободочной кишки человека линии НСТ116 в бестимусных мышах.
2. Исследовать воздействие нарушений функции р53 на васкулогенную мимикрию в ксенографтах НСТ116 и на экспрессию ряда потенциальных ее регуляторов - генов VEGFC, MIG-7 и VE-кадгерина.
3. Изучить влияние наиболее распространенных нарушений р53 на лимфангиогенез в • ксенографтах НСТ116 и А549.
4. Изучить последствия подавления продукции YEGF-C на биологические свойства опухолевых клеток НСТ116 и А549 в культурах in vitro: скорость размножения и миграционную активность.
5. Изучить последствия подавления продукции VEGF-C на гемангиогенез, лимфангиогенез и васкулогенную мимикрию в опухолях, образуемых клетками А549 и НСТ116 с различным статусом р53.
Научная новизна и практическая значимость исследования
Выполненные исследования позволили получить ряд приоритетных результатов. Обнаружено неизвестное ранее воздействие мутаций опухолевого супрессора р53 на выраженность разных типов васкуляризации опухолей - гемангиогенез, васкулогенную мимикрию и лимфангиогенез. Выявлена ключевая роль повышения внутриклеточного уровня активных форм кислорода (АФК) и активируемого ими сигнального пути HIF1/VEGF-A в индукции гемангиогенеза и стимуляции опухолевого роста, вызываемыми различными нарушениями функции опухолевого супрессора р53. Продемонстрировано ингибирующее действие антиоксиданта NAC на гемангиогенез и рост опухолей с дисфункцией р53. Впервые установлено, что нарушения функции р53 в клетках рака ободочной кишки человека приводят к изменению экспрессии гена VEGFC. Показано, что подавление продукции цитокина VEGF-C вызывает ряд эффектов, ингибируклцих опухолевую прогрессию: торможение пролиферации и миграции неопластических клеток, уменьшение способности к васкулогепной мимикрии и понижение лимфангиогенной активности.
Идентификация молекул и регулируемых ими сигнальных путей, нарушения функционирования которых ответственны за васкуляризацию опухолей, способствует разработке новых эффективных методов направленной терапии онкологических заболеваний. В последние годы создан ряд новых эффективных препаратов, действие которых основано на подавлении активности молекул, функционирование которых необходимо для размножения клеток тех или иных новообразований. По-видимому, исследованный в настоящей работе цитокин VEGF-C представляет собой весьма перспективную мишень для направленной терапии рака легкого и толстой кишки, т.к. подавление VEGF-C, в отличие от ингибирования VEGF-A, не должно приводить к таким* неблагоприятным последствиям как активация белка HIFI и связанному с ней увеличению миграционной активности неопластических клеток.
Заключение диссертационного исследования на тему "Влияние парушений функции опухолевого супрессора р53 на васкуляризацию опухолей: идентификация неизвестных ранее сигнальных путей и механизмов"
Выводы
1. Изучено влияние различных нарушений функции опухолевого супрессора р53 в неопластических клетках на гемангиогенез, васкулогенную мимикрию и лимфангиогенез в формируемых ими опухолевых .тканях. Обнаружены и описаны неизвестные ранее эффекты различных нарушений р53 на васкуляризацию и прогрессию новообразований.
2. Впервые установлено, что экспрессия характерных для различных новообразований человека мутантных р53 R175H, R248W, R273H, как и потеря экспрессии р53, стимулируют рост ксенографтов рака ободочной кишки НСТ116 и увеличивает гемангиогенную активность клеток НСТ116, повышая внутриклеточный уровень активных форм кислорода (АФК), активирующих сигнальный путь HIF1/VEGF-A.
3. Снижение внутриклеточного уровня АФК с помощью антиоксиданта NAC ингибирует ангиогенную активность и скорость роста опухолей НСТ116 с дисфункцией р53.
4. Впервые выявлено влияние инактивации опухолевого супрессора р53 на васкулогенную мимикрию: гомозиготный нокаут гена р53 и экспрессия мутантного белка р53 R273H стимулируют этот тип васкуляризации опухолевых тканей. При этом для наиболее эффективного формирования васкулогенной мимикрии в опухолях НСТ116 необходима инактивация функции р53 не во всех, а только в части неопластических клеток.
5. Впервые продемонстрирована стимуляция опухолевого лимфангиогенеза при подавлении экспрессии р53 в неопластических клетках. При этом не обнаружено прямой корреляции между стимуляцией лимфангиогенеза и повышением экспрессии генов, кодирующих лимфангиогенные цитокины VEGF-C и VEGF-D.
6. Подавление в клетках рака легкого А549 и рака ободочной кишки НСТ116 продукции VEGF-C, ген которого является транскрипционной мишенью р53, снижает экспрессию генов рецепторов VEGFR-2 и VEGFR-3, что приводит к уменьшению' васкуляризации опухолей, в частности лимфангиогенеза и васкулогенной мимикрии, замедляет опухолевый рост, а также ингибирует пролиферацию и миграцию опухолевых клеток.
Список использованной литературы по медицине, диссертация 2010 года, Хромова, Наталья Викторовна
1. Карамышева А. Ф. Механизмы ангиогенеза. Биохимия 2008, 73 (7); 935-947.
2. Abid М., Spokes К., Shih S., Aird W. NADPH oxidase activity selectively modulates vascular endothelial growth factor signaling pathways. J Biol Chem. 2007, 30; 282(48): 3537335385.
3. Achen M., Jeltsch M., Kukk E., Makinen T. Vascular endothelial growth factor D (VEGF-D) is a ligand for the tyrosine kinases VEGF receptor 2 (Flkl) and VEGF receptor 3 (Flt4). Proc Natl Acad Sci USA 1998, 95 (2): 548-553.
4. Achen M., Stacker S. The vascular endothelial growth factor family; proteins which guide the development of the vasculature. Int. J. Exp. Pathol. 1998; 79 (5): 255-265.
5. Achen M., Mann G., Stacker S. Targeting lymphangiogenesis to prevent tumour metastasis. British Journal of Cancer 2006; 94: 1355 1360.
6. Adams R., Alitalo K. Molecular regulation of angiogenesis and lymphangiogenesis. Nature reviews Mol. Cell. Biol. 2007; 8: 464-478.
7. Adorno M., Cordenonsi M., Montagner M., Dupont S., Wong C., Hann В., Rondina M. A Mutant-p53/Smad complex opposes p63 to empower TGFbeta-induced metastasis. Cell. 2009; 137(1): 87-98.
8. Alitalo K., Tammela Т., Petrova T. Lymphangiogenesis in development and human disease. Nature 2005; 438: 946-953.
9. Ancrile B., Lim K., Counter C. Oncogenic Ras-induced secretion of IL6 is required for tumorigenesis. Genes Development, 2007; 21(14): 1714-1719.
10. Assadian S, Teodoro JG. Regulation of collagen-derived antiangiogenic factors by p53. Expert Opin Biol Ther. 2008; 8(7): 941-50.
11. Auguste P., Lemiere S., Larrieu-Lahargue F., Bikfalvi A. Molecular mechanisms of tumor vascularization Critical Reviews in Oncology/Hematology 2005; 54: 53-61.
12. Banerji, S., Ni, J., Wang, S.X., Clasper, S., Su, J., Tammi, R., Jones, M., and Jackson D.G. LYVE-1, a new homologue of the CD44 glycoprotein, is a lymph-specific receptor for hyaluronan. J. Cell. Biol. 1999; 14: 789-801.
13. Bartel DP. MicroRNAs: genomics, biogenesis, mechanism, and function. Cell 2004; 116(2): 281-297.
14. Benedito R., Roca C., Sorensen I., Adams S., Gossler A., Fruttiger M., Adams R. The Notch ligands D114 and Jaggedl have opposing effects on angiogenesis. Cell 2009; 137: 11241135.
15. Bian J, Sun Y. Transcriptional activation by p53 of the human type IV collagenase (gelatinase A or matrix metalloproteinase 2) promoter. Mol Cell Biol. 1997; 17(11): 6330-6338.
16. Bittner M, Meitzer P, Chen Y, et al. Molecular classification of cutaneous malignantmelanoma by gene expression profiling. Nature 2000; 406: 536-40.i
17. Bock F, König Y, Kruse F, Bai er M, Cursiefen C. Bevacizumab (Avastin) eye drops inhibit corneal neovascularization. Graefes Arch Clin Exp Ophthalmol. 2008; 246(2): 281-284.
18. Boost K., Sadik C., Bachmann M., Zwissler B., Pfeilschifter J. and Mühl H. IFN-gamma impairs release of IL-8 by IL-lbeta-stimulated A549 lung carcinoma cells. BMC Cancer 2008, 8: 265.
19. Brahimi-Horn M., Pouysségur J. HIF at a glance. J Cell Science, 2009, 122, 1055-1057.
20. Byrne A., Bouchier-Hayes D., Harmey J. Angiogenic and cell survival functions of Vascular Endothelial Growth Factor (VEGF). J. Cell. Mol. Med. 2005; 9 (4): 777-794.
21. Cao R., Bjorndahl M., Religa P., Clasper S., Garvin S., Gaiter D. PDGF-BB induces intratumoral lymphangiogenesis and promotes lymphatic metastasis. Cancer Cells 2004; 6: 333— 345.
22. Cao R., Bjorndahl M., Gallego M., Chen S., Religa P., Hansen A. Hepatocyte growth factor is a lymphangiogenic factor with an indirect mechanism of action. Blood 2006; 107: 3531-3536.
23. Caunt M, Mak J, Liang WC, Stawicki S. Blocking neuropilin-2 function inhibits tumor cell metastasis. Cancer Cell 2008; 13: 331-342.
24. Cavallaro U., Liebner S., Dejana E. Endothelial cadherins and tumor angiogenesis. Experimental Cell Research 2006; 312: 659 667.
25. Chen YN, Gu Y, Vascular endothelial growth factor (VEGF)-D in association with VEGF receptor-3 in lymphatic metastasis of breast cancer. Clin J Cancer 2009; 28(12): 13371343.
26. Chilov D., Kukk E., Taira S., Jeltsh M., Kaukonen J. Genomic organization of human and mouse genes for vascular endothelial growth factor C. J Biol Chem 1997; 272(40): 25176-25183.
27. Clarhaut J, Gemmill RM, Potiron VA, Ait-Si-Ali S, Imbert J, Drabkin HA, Roche J. ZEB-1, a repressor of the semaphorin 3F tumor suppressor gene in lung cancer cells. Neoplasia 2009; 11(2): 157-166.
28. Cursiefen C., Chen L., Borges LP., Jackson D., Cao J. VEGF-A stimulates lymphangiogenesis and hemangiogenesis in inflammatory neovascularization via macrophage recruitment. J. Clin. Invest. 2004; 113: 1040-1050.
29. Dawson DW, Pearce SF, Zhong R, Silverstein RL, Frazier WA, Bouck NP. CD36 mediates the In vitro inhibitory effects of thrombospondin-1 on endothelial cells. J Cell Biol. 1997; 138: 707-717.
30. Decline F., Rousselle P. Keratinocyte migration requires a2(31 integrin-mediated interaction with the laminin 5 y2 chain. J Cell Sci 2000; 114: 811-823.
31. Deyoung MP, Ellisen LW. p63 and p73 in human cancer: defining the network. Oncogene 2007; 26(36): 5169-5183.
32. Dome B., Hendrix M., Paku S., Tovari J., Timar J. Alternative Vascularization mechanisms in cancer. Pathology and therapeutic implications Am. J. Pathol., 2007, 170: 1-15
33. Duxbury MS, Ito H, Zinner MJ, Ashley SW, Whang EE. EphA2: a determinant of malignant cellular behavior and a potential therapeutic target in pancreatic adenocarcinoma. Oncogene 2004; 23: 1448 1456.
34. Ebos J., Lee C., Cruz-Munoz W., Bjarnason G., Christensen G., and Kerbel R. Accelerated metastasis after short-term treatment with a potent inhibitor of tumor angiogenesis. Cancer Cell 2009: 15: 232-239.
35. Eklund L., Olsen B. R. Tie receptors and their angiopoietin ligands are context-dependent regulators of vascular remodeling. Exp. Cell Res. 2006; 312: 630-641.
36. Enholm B., Paavonen K., Ristimaki A., Kumar V. Comparison of VEGF, VEGF-B, VEGF-C and Ang-1 mRNA regulation by serum, growth factors, oncoproteins and hypoxia. Oncogene 1997; 14: 2475-2483.
37. Favier B, Alam A, Barron P, Bonnin J, Laboudie P, Fons P. Neuropilin-2 interacts with VEGFR-2 and VEGFR-3 and promotes human endothelial cell survival and migration. Blood 2006; 108: 1243-50.
38. Feng Z. p53 Regulation of the IGF-1 /AKT/mTOR Pathways and the Endosomal Compartment. Cold Spring Harb Perspect Biol. 2010;2(2):a001057.
39. Ferrara N. VEGF as a therapeutic target in cancer. Oncology 2005; 69: 11-16.
40. Findley C., Cudmore M., Ahmed A. and Kontos C. VEGF Induces Tie2 shedding via a Phosphoinositide 3-Kinase/Akt-dependent pathway to modulate Tie2 signaling. Arterioscler Thromb Vase Biol 2007; 27: 2619-2626.
41. Fish JE, Srivastava D. MicroRNAs: opening a new vein in angiogenesis research. Sci Signal. 2009; 2(52): 1.
42. Flister M., Wilber A., Hall K., Iwata C. Inflammation induces lymphangiogenesis through upregulation of VEGFR-3 mediated by NF-kappaB and Proxl. Blood 2010; 115(2): 418-429.
43. Folkman J. Tumor angiogenesis: therapeutic implications. N Engl J Med 1971; 285:1182-1186.
44. Folkman J. Tumor suppression by p53 is mediated in part by the antiangiogenic activity of endostatin and tumstatin. Sci STKE. 2006; 354: 35.
45. Fuh G, Garcia KC, de Vos AM. The interaction of neuropilin-1 with vascular endothelial growth factor and its receptor flt-1. J Biol Chem. 2000; 275: 26690-26695.
46. Gale N., Thurston G., Renard R. Angiopoietin-2 is required for postnatal angiogenesis and lymphatic patterning, and only the latter role is rescued by Angiopoitetin-1. Dev. Cell 2002; 3(3): 411-423.
47. Garmy-Susini B. and Varner J.A. Circulating endothelial progenitor cells. British Journal of Cancer 2005; 93: 855 858.
48. Gerber H.P. Vascular Endothelial Growth Factor induces expression of the antiapoptotic proteins Bcl-2 and Al in vascular endothelial cells JBC 1998; 273(21): 13313-13316. (a)
49. Goh PP, Sze DM, Roufogalis BD. Molecular and cellular regulators of cancer angiogenesis.Curr Cancer Drug Targets. 2007; 7(8): 743-58.
50. Goldman J., Rutkowski J., Shields J., Pasquier M. and Swartz M. Cooperative and redundant roles of VEGFR-2 and VEGFR-3 signaling in adult lymphangiogenesis. The FASEB J 2007; 12: 1003-1012.
51. Gorlach A. and Bonello S. The cross-talk between NF-kappaB and HIF-1: further evidence for a significant liaison. Biochem. J. 2008; 412(3):477-484.
52. Green D, Kroemer G. Cytoplasmic functions of the tumour suppressor p53. Nature 2009; 458(7242): 1127-3110.
53. Guarino M, Rubino B, Ballabio G. The role of epithelial-mesenchymal transition in cancer pathology. Pathology. 2007; 39(3): 305-18.
54. Hanahan D, Folkman J. Patterns and emerging mechanisms of the angiogenic switch during tumorigenesis. Cell 1996; 86: 353-64.
55. Harfouche R., Abdel-Malak N., Brandes R., Karsan A., Irani K., Hussain S. Roles of reactive oxygen species in angiopoietin-l/tie-2 receptor signaling. The FASEB Journal express article 10.1096/f. .04-3 62 If] e.
56. Hartveit E. Attenuated cella in breast stroma: the missing lymphatic system of the breast. Histopathology 1990; 16: 533-543.
57. He X., Yu X., Liu T. Vector-based RNA interference against vascular endothelial growth factor-C inhibits tumor lymphangiogenesis and growth of colorectal cancer in vivo in mice. Chinese Medical J. 2008; 121: 439-444.
58. Hendrix M., Seftor E., Paul S. Meltzer P., Gardner L. Expression and functional significance of VE-cadherin in aggressive human melanoma cells: Role in vasculogenic mimicry. PNAS 2001, 98 (14), 8018-8023.
59. Hendrix M., Seftor E., Hess A., Seftor R. Vasculogenic mimicry and tumour-cell plasticity: lessons from melanoma. Nat Rev Cancer 2003; 3: 411—421. (a)
60. Hendrix M., Seftor E., Hess A., Seftor R. Molecular plasticity of human melanoma cells. Oncogene 2003; 22: 3070-3075. (6)
61. Hess A., Seftor E., Seftor R., Hendrix M. Phosphoinositide 3-Kinase regulates membrane type 1-matrix metalloproteinase (MMP) and MMP-2 activity during melanoma cell vasculogenic mimicry. Cancer Research 2003; 63: 4757-4762.
62. Hirakawa S., Kodama S., Kunstfeld R., Kajiya K., Brown L., Detmar M. VEGF-A induces tumor and sentinel lymph node lymphangiogenesis and promotes lymphatic metastasis. J. Exp. Med. 2005; 201(7): 1089-1099.
63. Holopainen T., Huang H., Chen C., Kim K. Angiopoetin-1 overexpression modulates vascular endothelium to facilitate tumor cell dissemination and metastasis establishment. Cancer Res., 2009, 69(11): 4656-4664.
64. Hua Z, Lv Q, Ye W, Wong CK, Cai G, Gu D, Ji Y, Zhao C, Wang J, Yang BB, Zhang Y. MiRNA-directed regulation of VEGF and other angiogenic factors under hypoxia. PLoS One. 2006; 1: el 16.
65. Iljin K., Petrova T., Veikkola T. et al. A fluorescent Tie J reporter allows monitoring of vascular development and endothelial cell isolation from transgenic mouse embryos. The FASEB J. 2002; 16 (13): 1764-1774.
66. Jackson A., Loeb L. The contribution of endogenous sources of DNA damage to the multiple mutations in cancer. Mutat Res 2001; 477: 7-21.
67. Ji R. Lymphatic endothelial cells, tumor lymphangiogenesis and metastasis: New insights into intratumoral and peritumoral lymphatics. Cancer Metastasis Rev. 2006; 25: 677-694.
68. Jimenez B, Volpert OV, Crawford SE, Febbraio M, Silverstein RL, Bouck N. Signals leading to apoptosis-dependent inhibition of neovascularization by thrombospondin-1. Nature Medicine 2000; 6: 41-48.
69. Joerger AC, Fersht AR. Structural biology of the tumor suppressor p53. Annu Rev Biochem. 2008; 77: 557-582.
70. Joukov V., Sorsa T., Kumar V., Jeltsch M. Proteolytic processing regulates receptor specificity and activity of VEGF-C. The EMBO J 1997; 16(3): 3898-3911.
71. Kamba T, McDonald D.M. Mechanisms of adverse effects of anti-VEGF therapy for cancer. Br J Cancer 2007, 96: 1788-1795.
72. Karpanen T., Heckman C., Keskitalo S., Jeltsch M., Ollila H. and Alitalo K. Functional interaction of VEGF-C and VEGF-D with neuropilin receptors. The FASEB J. 2006; 20: 14621472.
73. Karkkainen M. J. Vascular endothelial growth factor C is required for sprouting of the first lymphatic vessels from embryonic veins. Nature Immunol. 2004; 5, 74-80.
74. Karpanen T., Alitalo K. Lymphatic Vessels as Targets of Tumor Therapy? J. Exp. Med. 2001; 194(6), 37-42.
75. Kaur B, Brat DJ, Devi NS, Van Meir EG. Vasculostatin, a proteolytic fragment of brain angiogenesis inhibitor 1, is an antiangiogenic and antitumorigenie factor. Oncogene 2005; 24(22): 3632-42.
76. Kazerounian S., Yee K., and Lawler J. Thrombospondins in cancer. Cell Mol Life Sci. 2008; 65(5): 700-712.
77. Kroll J, Waltenberger J. The vascular endothelial growth factor receptor KDR activates multiple signal transduction pathways in porcine aortic endothelial cells. J Biol Chem. 1997; 272: 32521-32527.
78. Lee J. Inhibition of p53-dependent apoptosis by the KIT tyrosine kinase: regulation of mitochondrial permeability transition and reactive oxygen species generation. Oncogene 1998;1 7:1 653-662.
79. Lee. J., Gray. A., Yuan. J., Luoh. S. M., Avraham. H., and Wood. W. I. Vascular endothelial growth factor-related protein: a ligand and specific activator of the tyrosine kinase receptor Flt4. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1996; 93: 1988-1992.
80. Lee O., Xu J., Fueyo J., Alonso M., Liu D. Angiopoetin-2 decreases vascular endothelial growth factor expression by modulating HIF-1 alpha levels in gliomas. Oncogen, 2008, 27(9); 1310-1314.
81. Lei Z, Li B, Yang Z, Fang II, Zhang G-M, Regulation of HIF-1 a and VEGF by miR-20b tunes tumor cells to adapt to the alteration of oxygen concentration. PLoS ONE 2009, 4(10): e7629.
82. Lendahl U., Lee K.L., Yang H., Poellinder L. Generating specificity and diversity in the transcriptional response to hypoxia. Nature Reviews Genetics 2009; 10: 821-832.
83. Li Y, Zhang F., Nagai N. VEGF-B inhibits apoptosis via VEGFR-1-mediated suppression of the expression of BH3-only protein genes in mice and rats. J Clin Invest 2008,118: 913-923.
84. Lien S., Lowman H.B. Therapeutic anti-VEGF antibodies. Handb. Exp. Pharmacol 2008, 181: 131-150.
85. Lim SC, Lee TB, Choi CH, Ryu SY, Kim KJ, Min YD. Expression of cyclooxygenase-2 and its relationship to p53 accumulation in colorectal cancers. Yonsei Med J. 2007; 48(3): 495501.
86. Lin T, Chao C, Saito S, Mazur SJ, Murphy ME, Appella E, Xu Y. p53 induces differentiation of mouse embryonic stem cells by suppressing Nanog expression. Nat Cell Biol. 2005; 7(2): 165-171.
87. Maniotis A., Folberg R., Hess A., Seftor E. Vascular Channel Formation by Human Melanoma Cells in Vivo and in Vitro: Vasculogenic Mimicry. American Journal of Pathology, 1999; 155(3): 739-752.
88. Masferrer JL, Leahy KM, Koki AT, Zweifel BS, Settle SL, Woerner BM, Edwards DA, Flickinger AG, Moore RJ, Seibert K. Antiangiogenic and antitumor activities of cyclooxygenase-2 inhibitors. Cancer Res 2000; 60:1306-1311.
89. Milanini J., Vinals F., Pouyssegur J., Pages G. p42/p44 MAP kinase module plays a key role in the transcriptional regulation of the vascular endothelial growth factor gene in fibroblasts. JBC 1998, 273 (29): 18165-18172.
90. Millauer B., Longhi M., Plate K., Shawver L., Risau W., Ullrich A., and Strawn L. Dominant-Negative Inhibition of Flk-1 Suppresses the Growth of Many Tumor Types in Vivo. Cancer Research 1996, 56, 1615-1620.
91. Millimaggi D., Mary M., D'Ascenzo S., Giusti I. Vasculogenic mimicry of human ovarian cancer cells: role of CD147. Int J Oncol. 2009, 35(6): 1423-1428.
92. Ming J, Zhang Q, Qiu X, Wang E. Interleukin 7/interleukin 7 receptor induce c-Fos/c-Jun-dependent vascular endothelial growth factor-D up-regulation: a mechanism of lymphangiogenesis in lung cancer. Eur J Cancer 2009; 45(5): 866-873.
93. Mountain D. J., Singh M., Menon B., Singh R. Interleukin-1 increases expression and activity of matrix metalloproteinase-2 in cardiac microvascular endothelial cells: role of PKCa/(3i and MAPKs. Am J Physiol Cell Physiol 2007; 292: 867-875.
94. Muller A., Homey B., Soto H., Ge N., Catron D., Buchanan M. Involvement of chemokine receptors in breast cancer metastasis. Nature 2001; 410: 50-56.
95. Murray-Zmijewski F, Lane DP, Bourdon JC. p53/p63/p73 isoforms: an orchestra of isoforms to harmonise cell differentiation and response to stress. Cell Death Differ. 2006; 13(6): 962-972.
96. Nawroth R., Poell G., Ranft A., Kloep S. VE-PTP and VE-cadherin ectodomains interact to facilitate regulation of phosphorylation and cell contacts. EMBO J 2002; 21: 4885- 4895.
97. Nguyen N., Senior R. Laminin isoforms and lung development: All isoforms are not equal. Developmental Biology 2006; 294: 271-279.
98. Nguyen V., Chen S., Trinh J., Kim H., Coomber B., Dumont D. Differential response of lymphatic, venous and arterial endothelial cells to angiopoietin-1 and angiopoietin-2. BMC Cell Biology 2007, 8:10 http://www.biomedcentral.com/1471-2121/8/10.
99. Ojima T, Takagi H, Suzuma K. EphrinAl inhibits vascular endothelial growth factor-induced intracellular signaling and suppresses retinal neovascularization and blood-retinal barrier breakdown. Am J Pathol 2006; 168: 331 339.
100. Okada K., Osaki M., Araki K., Ishiguro K. Expression of HIF-1 alpha, VEGF-C and VEGF-D in non-invasive and invasive breast ductal carcinomas. Anticancer Res. 2005, 25(4): 3003-3009.
101. Olofsson B, Pajusola K, Kaipainen A, von Euler G, Joukov V, Saksela O, Orpana A, Pettersson RP, Alitalo K, Eriksson U. Vascular endothelial growth factor B, a novel growth factor for endothelial cells. Proc Natl Acad Sci USA. 1996; 93: 2576-81.
102. Pal S, Datta K, Mukhopadhyay D. Central role of p53 on regulation of vascular permeability factor/vascular endothelial growth factor (VPF/VEGF) expression in mammary carcinoma. Cancer Res. 2001; 61(18): 6952-7.
103. Papoutsi M., Siemeister G., Weindel K., Tomarev S. I., Kurz H., Schachtele C. Active interaction of human A375 melanoma cells with the lymphatics in vivo. Histochemistry and Cell Biology 2000; 114,373-385.
104. Paulis YW, Soetekouw PM, Verheul HM, Tjan-Heijnen VC, Griffioen AW. Signalling pathways in vasculogenic mimicry. Biochim Biophys Acta. 2010 Jan 14. Epub ahead of print.,
105. Pepper M., Tille J., Nisato R., Skobe M. Lymphangiogenesis and tumor metastasis. Cell Tissue Res. 2003; 314, 167-177.
106. Petrova T., Makinen T., Makela T., Saarela J., Virtanen I. Lymphatic endothelial reprogramming of vascular endothelial cells by the Prox-1 homeobox transcription factor. EMBO J 2002; 21,4593-4599.
107. Petty A., Garman K., Winn V., Spidel C., Lindsey JS. Overexpression of Carcinoma and Embryonic Cytotrophoblast Cell-Specific Mig-7 Induces Invasion and Vessel-Like Structure Formation. The American Journal of Pathology 2007, 170(5): 1763-1779.
108. Phillips T., Lindsey J. Carcinoma cell-specific Mig-7: a new potential marker for circulating and migrating cancer cells. Oncol Rep 2005; 13: 37-44.
109. Phng L.-K. and Gerhardt H. Angiogenesis: A Team Effort Coordinated by Notch. Developmental Cell 2009; 16: 196-208.
110. Podgrabinska S., Braun P., Velasco P., Kloos B., Pepper M., Jackson D., Skobe M. Molecular characterization of lymphatic endothelial cells. PNAS 2002; 99(25), 16069-16074.
111. Puri P.L, Avantaggiati M.L, Burgio V.L. Reactive oxygen intermediates mediate angiotensin II-induced c- Jun.c-Fos heterodimer DNA binding activity and proliferative hypertrophic responses in myogenic cells. J Biol Chem 1995; 270: 22129-34.
112. Ravi R, Mookerjee B, Bhujwalla ZM, Sutter CH, Artemov D, Zeng Q, Dillehay LE, Madan A, Semenza GL, Bedi A. Regulation of tumor angiogenesis by p53-induced degradation of hypoxia-inducible factor 1 alpha. Genes Dev 2000; 14: 34-44.
113. Rees K., Singh H., Brindle N. The receptor tyrosine kinase Tiel is expressed and activated in epithelial tumour cell lines. Int. J. Oncol. 2007; 31: 893-897.
114. Rege TA, Fears CY, Gladson CL. Endogenous inhibitors of angiogenesis in malignant gliomas: nature's antiangiogenic therapy. Neuro Oncol. 2005; 7(2): 106-21.
115. Rempe DA, Lelli KM, Vangeison G, Johnson RS, Federoff HJ. In cultured astrocytes, p53 and MDM2 do not alter hypoxic HIF-1 alpha function regardless of presence of DNA damage. J Biol Chem 2007; 282: 16187-16201.
116. Ristimaki A., Narko K, Enholm B., Joukov V., and Alitalo K. Proinflammatory cytokines regulate expression of the lymphatic endothelial mitogen Vascular Endothelial Growth Factor-C. The Journal of Biological Chemistry 1998; 273(14): 8413-8418.
117. Rius J., Guma M., Schachtrup C., Akassoglou K., Zinkernage A., Nizet V., Johnson R., Haddad G, and Karin M. NF-kB links innate immunity to the hypoxic response through transcriptional regulation of HIF-1 a. Nature. 2008; 453(7196): 807-811.
118. Sablina A.A., Chumakov P.M., Kopnin B.P. Tumor suppressor p53 and its homologue p73alpha affect cell migration. J Biol Chem. 2003; 278(30): 27362-27371.
119. Sablina A.A., Budanov A.V., Ilyinskaya G.V., Agapova L.S., Kravchenko J.E., Chumakov P.M. The antioxidant function of the p53 tumor suppressor, Nat. Med. 2005; 11: 1306-1313.
120. Sakai Y, Goodison S, Cao W, Urquidi V, Namiki K, Porvasnik S, Urbanek C, Rosser CJ. VEGF induces expression of Bcl-2 and multiple signaling factors in microvascular endothelial cells in a prostate cancer model World J Urol. 2009; 27(5): 659-666.
121. Samenza G.L. Defining the role of hypoxia-inducible factor 1 in cancer biology and therapeutics. Oncogene 2010; 29: 625-634.
122. Schreck R, Meier B, Mannel DN, Droge W, Baeuerle PA. Dithiocarbamates as potent inhibitors of nuclear factor kB activation in intact cells. J Exp Med 1992; 175: 1181-1194.
123. Sengupta S, Harris CC. p53: traffic cop at the crossroads of DNA repair and recombination. Nat Rev Mol Cell Biol. 2005; 6(1): 44-55.
124. Sherif ZA, Nakai S, Pirollo KF, Rait A, Chang EH. Downmodulation of bFGF-binding protein expression following restoration of p53 function. Cancer Gene Therapy 2001; 8(10): 771-82.
125. Simiantonaki N., Jayasinghe C., Michel-Schmidt R., Peters K. Hypoxia-induced epithelial VEGF-C/VEGFR-3 upregulation in carcinoma cell lines. Int J Oncol. 2008, 32: 585-592.
126. Singh RP, Agarwal R. Natural flavonoids targeting deregulated cell cycle progression in cancer cells. Curr Drug Targets 2006; 7: 345-354.
127. Shats I, Milyavsky M, Tang X, Stambolsky P, Erez N, Brosh R, Kogan I, Braunstein I, Tzukerman M, Ginsberg D, Rotter V. p53-dependent down-regulation of telomerase is mediated by p21wafl. J Biol Chem. 2004; 279(49): 50976-85.
128. Sherif ZA, Nakai S, Pirollo KF, Rait A, Chang EH. Downmodulation of bFGF-binding protein expression following restoration of p53 function. Cancer Gene Ther 2001; 8: 771-782.
129. Sleeman J, Krishnan J., Kirkin V, Baumann P. Markers for the Lymphatic Endothelium: In Search of the Holy Grail? Microscopy research and technique 2001; 55: 61-69,
130. Soker S, Takashima S, Miao HQ, Neufeld G, Klagsbrun M. Neuropilin-1 is expressed by endothelial and tumor cells as an isoform-specific receptor for vascular endothelial growth factor. Cell 1998; 92: 735^15.
131. Sounni N., Roghi C., Chabottaux V., and Agne's Noel Up-regulation of Vascular Endothelial Growth Factor-A by active membrane-type 1 matrix metalloproteinase through activation of Src-tyrosine kinases. JBC, 2004; 279(14): 13564-13574.
132. Soussi T. p53 alterations in human cancer: more questions than answers. Oncogene. 2007; 26(15): 2145-56.
133. Spinella F., Garrafa E., Castro V., Rosano L. Endothelin-1 stimulates lymphatic endothelial cells and lymphatic vessels to grow and invade. Cancer Res. 2009; 69(6):2669-76.
134. Stacker SA, Caesar C, Baldwin ME. VEGF-D promotes the metastatic spread of tumor cells via the lymphatics. NatMed 2001; 7: 186-191.
135. Strano S, Dell'Orso S, Di Agostino S, Fontemaggi G, Sacchi A, Blandino G. Mutant p53: an oncogenic transcription factor. Oncogene. 2007; 26(15): 2212-9.
136. Su JL, Yang PC, Shih JY, Yang CY, Wei LH, Hsieh CY, Chou CH, Jeng YM, Wang MY, Chang KJ, Hung MC, Kuo ML. The VEGF-C/Flt-4 axis promotes invasion and metastasis of cancer cells. Cancer Cell 2006; 9: 209-223.
137. Su JL, Yen CJ, Chen PS, The role of the VEGF-C/VEGFR-3 axis in cancer progression. Br. J. Cancer 2007; 96: 541—545.
138. Sun T., Zhao N., Zhao X., Gu Q. Expression and functional significance of Twistl in hepatocellular carcinoma: Its role in vasculogenic mimicry. Hepatology. 2010; 51(2): 545-556.
139. Suri C., McClainJ. , Thurston G., McDonald D., Zhou H., Oldmixon E., Sato T., Yancopoulos G Increased Vascularization in Mice Overexpressing Angiopoietin-1. Science 1998; 282: 468-471.
140. Taddei M., Parri M., Angelucci A., Onnis B. Kinase-Dependent and -Independent Roles of EphA2 in the Regulation of Prostate Cancer Invasion and Metastasis. The American Journal of Pathology 2009, 174(4): 1492-1503.
141. Takeichi M. Morphogenetic roles of classic cadherins. Current Opinion in Cell Biology. 1995; 7(5): 619-27.
142. Tammela T., Zarkada G., Wallgard E., Murtomaki A., Suchting S., Wirzenius M, Waltari M., Hellstrom M. et al. Blocking VEGFR-3 suppresses angiogenic sprouting and vascular network formation. Nature 2008; 454: 656-660.
143. Tammela T, Alitalo K. Lymphangiogenesis: Molecular Mechanisms and Future Promise. Cell 2010; 140:460-476.
144. Tan Y, Luo R. Structural and functional implications of p53 missense cancer mutations. PMC Biophys. 2009; 2(1): 5.
145. Tao J, Li T, Li K, Xiong J, Yang Z, Wu H, Wang C. Effect of HIF-lalpha on VEGF-C induced lymphangiogenesis and lymph nodes metastases of pancreatic cancer. J Huazhong Univ Sci Technolog Med Sci. 2006; 26(5):562-564.
146. Tarapore P, Fukasawa K. Loss of p53 and centrosome hyperamplification. Oncogene. 2002; 21(40): 6234-6240.
147. Teodoro J.G., Parker A.E., Zhu X., Green M.R. p53-mediated inhibition of angiogenesis through up-regulation of a collagen prolyl hydroxylase. Science 2006; 313: 968-971.
148. Teodoro JG, Evans SK, Green MR. Inhibition of tumor angiogenesis by p53: a new role for the guardian of the genome. J Mol Med. 2007; 85(11):1175-1186.
149. Timoshenko AV, Rastogi S, Lala PK. Migration-promoting role of VEGF-C and VEGF-C binding receptors in human breast cancer cells. Br. J. Cancer 2007, 97:1090-1098.
150. Tobler N., Detmar M. Tumor and lymph node lymphangiogenesis—impact on cancer metastasis. Journal of Leukocyte Biology 2006, 80, 691-696.
151. Tsai P., Shiah S., Lin M., Wu C., and Kuo M. Up-regulation of Vascular Endothelial Growth Factor C in breast cancer cells by Heregulin-ßl: A critical role of p38/NF-KB signaling pathway. The Journal of Biological Chemistry 2003; 278(8): 5750-5759.
152. Veikkola T., Jussila L., Makinen T., Karpanen T. et. al. Signalling via vascular endothelial growth factor receptor-3 is sufficient for lymphangiogenesis in transgenic mice. The EMBO J, 2001; 20(6): 1223-1231.
153. Volpert OV, Stellmach V, Bouck N.The modulation of thrombospondin and other naturally occurring inhibitors of angiogenesis during tumor progression. Breast Cancer Res Treat. 1995; 36(2): 119-26.
154. Vousden K. H., Prives C. Blinding by the light: The growing complexity of p53. Cell 2009; 137:413-431.
155. Wang J., Zhang X., Groopman J. Activation of Vascular Endothelial Growth Factor Receptor-3 and Its Downstream Signaling Promote Cell Survival under Oxidative Stress. The JBC 2004; 279(26): 27088-27097.
156. Wang S., Aurora A., Johnson B., Qi X., McAnally J., Hill J., Richardson J., Bassel-Duby R., Olson E. An endothelial-specific microRNA governs vascular integrity and angiogenesis. Development Cell 2008; 15 (2): 261-271.
157. Williams CS, Tsujii M, Reese J, Dey SK, DuBois RN. Host cyclooxygenase-2 modulates carcinoma growth. J Clin Invest 2000; 105: 1589-1594.
158. Wheelock MJ and Johnson KR. Cadherins as modulators of cellular phenotype. Annual Review of the Cell and Development Biology, 2003; 19: 207-35.
159. Whitaker GB, Limberg BJ, Rosenbaum JS. Vascular endothelial growth factor receptor-2 and neuropilin-1 form a receptor complex that is responsible for the differential signaling potency of VEGF(165) and VEGF(121). J Biol Chem. 2001; 276: 25520-31.
160. Wissmann C., Detmar M. Pathways TargetingTumor Lymphangiogenesis. Clin. Cancer Res. 2006, 12(23); 6865-6868.
161. Witte M., Jones K., Wilting J., Dictor M., Selg M., McHale N., Gershenwald J., Jackson D. Structure function relationships in the lymphatic system and implications for cancer biology. Cancer metastasis Rev. 2006; 25: 159-184.
162. Wong S., Haack H., Crowley D. Tumor-secreted vascular endothelial growth factor-C is necessary for prostate cancer lymphangiogenesis, but lymphangiogenesis is unnecessary for lymph node metastasis. Cancer Res 2005; 65: 9789-9798.
163. Wykosky J., Debinski W. The EphA2 Receptor and EphrinAl Ligand in Solid Tumors: Function and Therapeutic Targeting. Mol Cancer Res 2008; 6(12): 1795-1806.
164. Xia C., Meng Q., Liu L., Rojanasakul Y., Wang X., Jiang B. Reactive Oxygen Species Regulate Angiogenesis and Tumor Growth through Vascular Endothelial Growth Factor. Cancer Res 2007; 67: (22): 10823-10830.
165. Yan L.J., Rajasekaran N.S., Sathyanarayanan S., Benjamin I.J. Mouse HSF1 disruption perturbs redox state and increases mitochondrial oxidative stress in kidney. Antioxid Redox Signal. 2005 7: 465-471.
166. Yeung SJ, Pan J, Lee MH. Roles of p53, MYC and HIF-1 in regulating glycolysis the seventh hallmark of cancer. Cell Mol Life Sei. 2008 ; 65(24): 3981-99.
167. Yoo P. Mulkeen A. Cha C. Post-transcriptional regulation of vascular endothelial growth factor: implications for tumor angiogenesis. World J Gastroenterol. 2006,12(31): 4937-4942.
168. Yuan H., Khankin E., Karumanchi S., Parikh S. Angiopoietin 2 is a partial agonist/antagonist of Tie2 sigaling in the endothelium. Mol Cell Biol, 2009, V. 29, N.8, p. 20112022.
169. Yuan L. Abnormal lymphatic vessel development in neuropilin 2 mutant mice. Development 2002; 129: 4797-4806.
170. Zeng Y., Opeskin K., Goad J., Williams E. Tumor-iduced activation of lymphatic endothelial cells via vascular endothelial growth factor receptor-2 is critical for prostate cancer lymphatic metastasis. Cancer Res 2006; 66 (19), 9566-9575.
171. Zhang F., Tang Z., Hou X. VEGF-B is dispensable for blood vessel growth but critical for their survival, and VEGF-B targeting inhibits pathological angiogenesis. PNAS 2009, 106(15): 6152-6157.
172. Zhang M. PTEN in action: coordinating with p53 to regulate maspin gene expression. Cell Cycle. 2009; 8(8): 1112-1113.
173. Zhou Q, Liu LZ, Fu B. Reactive oxygen species regulate insulin-induced VEGF and HIF-la expression through the activation of p70S6Kl in human prostate cancer cells. Carcinogenesis 2007; 28: 28-37.
174. Zilfou J.T. and Lowe S.W. Tumor Suppressive Functions of p53. Cold Spring Harb PerspectBiol 2009; l(5):a001883.
175. Zlotnik A. Chemokines in neoplastic progression. Seminars in Cancer Biology 2004; 14: 181-185.