Морфология краниального шейного узла и функциональные характеристики его нейронов в постнатальном онтогенезе крысы

Коробкин, Александр Анатольевич

Диссертации по медицине → Анатомия человека

Автореферат и диссертация по медицине (14.00.02) на тему:Морфология краниального шейного узла и функциональные характеристики его нейронов в постнатальном онтогенезе крысы

ДИССЕРТАЦИЯ

АВТОРЕФЕРАТ

Коробкин, Александр Анатольевич Ярославль 2011 г.

Ученая степень: кандидата медицинских наук

ВАК РФ: 14.00.02

Автореферат диссертации по медицине на тему Морфология краниального шейного узла и функциональные характеристики его нейронов в постнатальном онтогенезе крысы

Коробкин Александр Анатольевич

МОРФОЛОГИЯ КРАНИАЛЬНОГО ШЕЙНОГО УЗЛА И ФУНКЦИОНАЛЬНЫЕ ХАРАКТЕРИСТИКИ ЕГО НЕЙРОНОВ В ПОСТНАТАЛЬНОМ ОНТОГЕНЕЗЕ КРЫСЫ

14.03.01 - Анатомия человека 03.03.01 - Физиология

Автореферат

диссертации на соискание ученой степени кандидата медицинских наук

1 2 МАЙ 2011

Ярославль - 2011

4846254

Работа выполнена в Государственном образовательном учреждении высшего профессионального образования «Ярославская государственная медицинская академия» Министерства здравоохранения и социального развития Российской Федерации

Научный руководитель:

доктор медицинских наук, профессор Маслюков Петр Михайлович

Официальные оппоненты:

доктор медицинских наук, профессор Филимонов Владимир Иванович доктор биологических наук Тарасова Ольга Сергеевна

Ведущая организация - Государственное образовательное учреждение высшего профессионального образования «Казанский государственный медицинский университет» Министерства здравоохранения и социального развития Российской Федерации

Защита состоится « » мая 2011 года в_на

заседании диссертационного совета Д 208.119.02 при Государственном образовательном учреждении высшего профессионального образования «Ярославская государственная медицинская академия» Министерства здравоохранения и социального развития Российской Федерации, 150000, г. Ярославль, ул. Революционная, д. 5 г.

С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке Ярославской государственной медицинской академии

Автореферат разослан «_» _2011 г.

Ученый секретарь диссертационного совета

Румянцева Т.А

Актуальность темы. К важнейшим структурно-функциональным элементам автономной (вегетативной) нервной системы относятся симпатические узлы, которые, по современным представлениям, являются не только пунктами переключения сигналов на пути из центральной нервной системы к рабочим органам, но и низшими интегративными центрами. Известные к настоящему времени принципы строения и функции во многом основаны на результатах работы Дж. Ленгли (Langley, 1925), зарубежных и отечественных исследователей структуры и функции ее мозговых центров, узлов, сплетений, нейронейрональных и нейротканевых взаимоотношений (В.И.Скок, 1970; Н-Г.Колосов, 1972; Gabella, 1976; А.Д.Ноздрачев, 1978, 1983; Elfvin, 1983; McLachlan, 1995; А.Д.Ноздрачев, А.ВЛнцев, 1995; Тарасова О.С. с соавт., 2002).

При этом достаточно точно были установлены детали анатомического строения различных симпатических узлов, морфометрические и функциональные характеристики симпатических нейронов. Применение современных иммуногистохимических методов, а также использование методов компьютерной обработки морфологических и электрофизиологических данных позволило существенно дополнить данные о нейрохимических и функциональных особенностях нейронов, что нашло свое отражение в монографиях последних лет (А.Д.Ноздрачев, Е.И.Чумасов, 1999; А.Д.Ноздрачев, М.М.Фатеев, 2002; Jánig, 2006).

В ходе возрастного развития нейронов симпатических узлов происходят изменения, сопровождающиеся возрастанием размеров нервных клеток, изменением их нейротрансмитгерного состава, особенностей фоновой электрической активности (Rubin, 1985; В.Н.Швалев с соавт., 1992; Masliukov, 2003; Masliukov, Timmermans, 2004; П.М.Маслюков с соавт., 2006). Имеются сведения, что в ходе постнатального онтогенеза происходит запрограммированная гибель нервных клеток (Shepherd, 2004; Glebova, Ginty, 2004). Однако сведения о динамике изменения морфометрических, нейрохимических и электрофизиологических характеристик симпатических нейронов в постнатальном онтогенезе являются противоречивыми.

Цель исследования: установить закономерности возрастных изменений анатомии краниального шейного узла крыс, нейрохимического состава нейронов, характеристик фоновой активности нейронов, пре- и постганглионарных волокон.

Задачи исследования:

1. Определить анатомические особенности, варианты отхождения ветвей и морфометрические характеристики нейроцитов краниального шейного узла у крыс в процессе возрастного развития.

2. Установить иммуногистохимические характеристики нейронов краниального шейного узла крыс, содержащих различные нейротрансмиттеры в постнатальном онтогенезе.

3. Выявить характеристики фоновой активности нейронов краниального шейного узла крыс, а также пре- и постганглионарных волокон узла у крыс в онтогенезе.

Научная новизна работы. В результате морфологических исследований установлено, что краниальный шейный узел крысы характеризуется вариабельностью форм, расположения относительно бифуркации общей сонной артерии и характером отхождения ветвей. Наиболее распространенной является веретенообразная форма, представляющая в сечении эллипс. Форма в виде песочных часов встречается у 10-суточных и более взрослых животных в меньшем проценте случаев.

Выявлены основные варианты отхождения ветвей краниального шейного узла с правой и левой стороны. Обнаружено три варианта отхождения ветвей от краниальной трети узла, имеется два варианта отхождения ветвей от средней части ганглия и выявлено два варианта начала ветвей от каудальной трети ганглия. Различий между правым и левым ганглиями не обнаружено. Доказано, что топография краниального шейного ганглия в онтогенезе не остается постоянной. В первые 10 суток после рождения узел смещается в краниальном направлении по отношению к бифуркации общей сонной артерии.

Морфометрический анализ нейроцитов показал, что в ходе онтогенеза возрастают средняя площадь сечения и максимальный диаметр. Число нейронов в краниальном шейном ганглии не меняется в онтогенезе. Процессы пролиферации и апоптоза нейронов в краниальном шейном ганглии незначительно выражены лишь у новорожденных животных

Получены новые данные о том, что уже у новорожденных животных в краниальном шейном ганглии большая часть нейроцитов содержит одновременно тирозингидроксилазу (ТГ) и нейропептид У (НПУ). В дальнейшем, в ходе возрастного развития, процент таких

нейронов увеличивается, в то время как доля кальбиндин (КА)-иммуногюзитивиых нейронов имеет максимальное значение в первые 10 суток жизни, а затем снижается на протяжении первых двух месяцев жизни.

В работе получены новые сведения о том, что нервные связи краниального шейного ганглия с сосудами шеи сформированы и существуют с момента рождения. Все симпатические вазомоторные нейроны являются ТГ-иммунонознтивными и КА-иммунонегативными. Часть нейронов узла, проецирующихся к сосудам шеи, содержит НПУ. Процент вазомоторных нейронов, содержащих НПУ, увеличивается в первые 20 суток жизни.

Впервые установлено, что импульсная активность нейронов крысят ранних возрастных групп (новорожденных и 10-дневных) характеризовалась низкой частотой разрядов и наличием большого процента нейронов с апериодической активностью. В процессе возрастного развития происходит увеличение частоты импульсации и разнообразие паттерна активности. Характер нейронной фоновой активности формируется в онтогенезе у крыс уже к 20 дню жизни. Окончательное формирование амплитудно-частотных характеристик нейронной активности в краниальном шейном ганглии крысы завершается к концу 1 месяца жизни.

Получены новые данные и об особенностях возрастных изменений фоновой электрической активности отдельных ветвей. Фоновая электрическая активность в пре- и постганглионарных волокнах развивается гетерохронно. В преганглионарных она присутствует с момента рождения, в постганглионарных появляется лишь к 10 суткам жизни. В пре- и постганглионарных волокнах наибольшее значение мощности приходится на частоты, синхронные с сердечной деятельностью. Окончательно характер активности становится сопоставимым с взрослым животным в преганглионарных волокнах - с 20 суток, а в постганглионарных - с 30 суток жизни.

Научная и практическая значимость работы. Полученные результаты расширяют представление о морфологических особенностях как самого краниального шейного узла, так и составляющих его нейронов и их изменениях в процессе возрастного развития. Полученные нормативные морфо-функциональные характеристики нейроцитов и ветвей краниального шейного ганглия необходимы для оценки результатов исследования закономерностей иннервации внутренних органов грудной полости и шеи, имеют

значение для сравнительной анатомии и физиологии и решения возможности экстраполяции экспериментальных данных на человека. Конкретные результаты проведенного исследования могут использоваться как новые сведения о структуре и функции краниального шейного ганглия в учебном процессе на кафедрах анатомии и физиологии.

Основные положения, выносимые на защиту:

1. Краниальный шейный узел крысы характеризуется вариабельностью форм, характера отхождения ветвей и расположения относительно бифуркации общей сонной артерии.

2. В постнатальном онтогенезе число нейронов краниального шейного узла крысы достоверно не меняется. При этом в краниальном шейном ганглии в первые шесть месяцев жизни отсутствуют процессы пролиферации и апоптоза нейронов.

3. Нейроны краниального шейного узла с различными иммуногистохимическими характеристиками, а также пре-и постганглионарные волокна развиваются гетерохронно.

4. Морфологические и функциональные характеристики нейронов краниального шейного ганглия крысят становятся сопоставимыми с характеристиками взрослого животного к концу второго месяца жизни.

Апробация работы. Основные положения диссертации доложены на X конгрессе международной ассоциации морфологов (Ярославль, 2010), X юбилейной всероссийской научной конференции с международным участием «Физиологические механизмы адаптации растущего организма» (Казань, 2010), XXI съезде физиологического общества им. И.П.Павлова (Калуга, 2010), VIII Всероссийской конференции «Нейроэндокринология-2010» (Санкт-Петербург, 2010).

Публикации. По результатам диссертации опубликовано 7 научных работ, из них 4 - в центральной печати, 3 - в журналах из Перечня периодических изданий, определенных ВАК РФ.

Объем и структура диссертации. Диссертация изложена на 130 страницах машинописного текста и состоит из введения, материалов и методов исследования, четырех глав результатов

собственных исследований, заключения, выводов, указателя литературы, включающего 184 наименований, в том числе 43 отечественных и 141 иностранных. Диссертация иллюстрирована 8 таблицами и 28 рисунками.

Материал и методы исследования. Работа выполнена на 210 животных: 35 новорожденных крысятах, массой 15-20 г, 35 десятисуточных, массой 20-30 г, 35 двадцатисуточных, массой 60-80 г, 35 одномесячных, массой 100-150 г, 35 двухмесячных, массой 150-200 г, 35 шестимесячных крысятах, массой 250-300 г. Проведено четыре группы экспериментов с использованием методов: 1) анатомических, 2) гистологических, 3) иммуногистохимических, 4)

электрофизиологических.

При исследовании вариантов отхождения ветвей узла эвтаназию животных осуществляли под уретаиовым наркозом (1 г/кг внутрибрюшинно). Препарирование осуществляли препаровальными иглами иод контролем бинокулярной лупы с увеличением 24х.

При проведении морфометрического исследования под глубоким уретаиовым наркозом (2 г/кг, внутрибрюшинно) после препарирования узлов животных перфузировали транскардиально физиологическим раствором, а затем фиксирующей смесью 4 % параформальдегида. Забирали правый и левый узел для морфометрического исследования. Серии срезов толщиной 12 мкм изготовляли на криостате.

Для установления размеров ганглия и вычисление его объема определяли под контролем бинокулярной лупы с увеличением 24х (объектив 4х, окуляр 6х) при помощи морфометрической сетки длину, ширину и толщину узла. На основании полученных данных, объем узла вычисляли при помощи компьютерной программы SolidWorks.

Для определения нейронов, содержащих ТГ, каспазу 3, HQY, КА, протеин Ki67 применялось двойное мечение антителами. Вторичные антитела были конъюгированы с флюорохромом FITC или СУЗ. Для определения морфометрических характеристик нейронов краниального шейного ганглия и общего количества нейронов использовался Neurotrace 530-615 (красный флуоресцентный краситель по Нислю).

При исследовании проекций нейронов краниальных шейных ганглиев к сосудам скелетных мышц использовался ретроградный аксонный транспорт Fast Blue, который вводился под фасцию грудинно-ключично-сосцевидной мышцы с помощью микрошприца.

Анализ данных морфологических методов исследования проводился при помощи флуоресцентного микроскопа J10M0 Микмед 2, вариант 12, снабженного соответствующим набором светофильтров и цифровой камерой. При подсчете оценивались только нейроны с четко идентифицированным ядром. Процент иммунореактивных нейроцитов рассчитывался как отношение нейронов, иммунопозитивных к данному маркеру на срезе, к общему числу нейронов на срезе. Установив площадь сечения нейронов, средний диаметр тел нейронов и их плотность распределения на 1 мм2 плоскости среза ганглия, по формуле Hoff и Rhines (Г.Г. Автандилов, 1990) находили количество нейронов в 1 мм3. Количество нейронов в 1 мм3 перемножали на объем ганглия и получали общее количество нейронов в узле.

Согласно рекомендациям Г.Ф. Лакина (1980), по правилу Старджеса, все нейроны были разбиты на 5 групп по их морфометрическим параметрам. Нейроны группировались согласно их площади сечения с шагом 200 мкм2.

При изучении фоновой электрической активности отдельных нейронов краниального шейного ганглия, шейного симпатического ствола, наружного сонного нерва, выделяли правый и левый краниальный шейный ганглий ветвями. Животные находились на самостоятельном дыхании. Игольчатые электроды помещались подкожно для регистрации ЭКГ во 2-м стандартном отведении и в межреберные мышцы - для регистрации дыхания. Электрическая активность нейронов регистрировалась при помощи вольфрамовых микроэлектродов А-М Systems сопротивлением 12 Ом и присасывающих стеклянных электродов, усилителя переменного тока, соединенного через АЦП с персональным компьютером. Полоса пропускания выбиралась от 200 до 2000 Гц. Сигнал оцифровывался с частотой 5000 Гц и записывался на жесткий диск компьютера (время записи 240 с), после чего подвергался off-line анализу с использованием программы Power Graph (Россия).

Для анализа фоновой активности использовалась программа Data View (Шотландия). При этом оценивалась амплитуда импульсов, частота импульсации и длительность межимпульсных интервалов. Для анализа сердечной и дыхательной ритмичности применялись межспайковые интервальные гистограммы и автокорелляционные гистограммы.

Статистическая обработка результатов сводилась к определению средней арифметической стандартной ошибки. Для математической обработки использовали пакет прикладных компьютерных программ "^айэйса 6.0". Для оценки достоверности различий использовался дисперсионный анализ (однофакторный АЖУУА), ^критерий Стьюдента и и критерий Манна-Унтни. Различия считались статистически достоверными при уровне значимости р<0.05.

РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ

В результате проведенной работы выявлены анатомические особенности краниального шейного ганглия, морфометрические, иммуногистохимические характеристики нейронов краниального шейного ганглия и особенности их фоновой активности у крысят в постнаталыюм онтогенезе.

Краниальный шейный ганглий крысы характеризуется вариабельностью форм, расположения относительно бифуркации общей сонной артерии и характером отхождения ветвей. Наиболее распространенной является веретенообразная форма, представляющая в сечении эллипс. Форма в виде песочных часов встречается у 10-суточных и более взрослых животных в меньшем проценте случаев.

В постнатальном онтогенезе закономерно с увеличением длины и массы животного возрастают размеры и объем краниального шейного узла. Длина узла в ходе возрастного развития увеличивается в два раза (с 2,0+0,01 до 4,1 ±0,09 мм), ширина - в полтора раза (с 0,6±0,03 до 1,0+0,05 мм), толщина - в два раза (с 0,4±0,03 до 0,9+0,05 мм), в то время как длина крысы - в четыре раза (В.И. Западнюк, 1974). Объем узла возрастает восьмикратно с 0,25±0,01 до 1,92+0,08 мм3. '

Тем не менее, топография краниального щейного ганглия в онтогенезе не остается постоянной. В первые 10 суток после рождения узел смещается в краниальном направлении по отношению к бифуркации общей сонной артерии.

У крысят разного возраста наблюдались вариации в числе отходящих ветвей от краниальной, каудальной и средней трети КШГ. Нами обнаружено три варианта отхождения ветвей от краниальной трети узла. При этом от краниальной трети ганглия отходит внутренний сонный нерв, а также могут быть дополнительные ветви: ветвь к подъязычному нерву и одна дополнительная ветвь, лежащая между ними, идущая в область яремного отверстия. Имеется два

варианта отхождения ветвей от средней части ганглия, когда раздельно отходит наружный сонный нерв, а также вариант, когда могут раздельно начинаться наружный сонный нерв, несколько ветвей к блуждающему нерву и к глотке. От каудальной трети отходили одна ши две ветви к краниальной щитовидной артерии.

В отношении вариантов ветвей, отходящих от краниальной и каудальной трети ганглия, не наблюдается возрастных различий. От средней трети ганглия у всех новорожденных крысят обнаруживался единственно отходящий наружный сонный нерв в виде тонкой ветв::, расположенный более краниально, по сравнению с другими возрастными группами. У 10-суточных и более взрослых животных число ветвей, отходящих от средней трети ганглия, увеличивается до трех. Вероятно, при этом не происходит роста новых нервных волокон, а наблюдается расщепление одного нервного ствола на три ветви, т.к. нами установлено, что общее число нейронов в краниальном шейном ганглии крысы в онтогенезе не меняется. В звездчатом же ганглии кошки и крыс основные варианты отхождения ветвей, присущие взэослым животным, уже сформированы к моменту рождения (П.М. Маслюков, 1997, М.Б.Корзина, 2008).

Исследование морфометрических параметров нейроцитов краниального шейного ганглия крысы в постнатальном онтогенезе позволило установить, что размеры нейронов увеличиваются в несколько раз: площадь сечения с 170±6 мкм2 у новорожденных до 518±26 мкм" у шестимесячных, соответственно. Это соответствует данным полученным на разных животных: кошке, собаке (МавИикоу, 2003; РюгеПо е1 а1., 2007).

Площадь сечения нейронов после рождения возрастает, что сопровождается снижением плотности нервных клеток на центральных срезах. У новорожденных животных плотность расположения нейронов равнялась 2655±251 на мм2, у шестимесячных - 616±41, соответственно. Те же закономерности установлены выявлены ранее на звездчатом узле крысят и котят разных возрастов (МазПикоу, 2003; М.Б.Корзина, 2008).

площадью сечения 601 -800 мкм впервые появляются у одномесячных животных. Нейроны с площадью сечения свыше 1200 мкм2 встречались только у шестимесячных животных. Сходным образом происходят изменения нейронов различных размерных групп в звездчатом ганглии крыс и кошек в постнатальном онтогенезе, однако в краниальном шейном ганглии крыс преобладают более мелкие клетки (Masliukov, 2003; М.Б.Корзина, 2008).

Согласно литературным данным, в краниальном шейном ганглии крысят наблюдается значительное уменьшение числа нервных клеток в течение первой постнатальной недели (Wright et al, 1983). Однако в настоящей работе при применении антител к ферменту апоптоза - ферменту каспазе 3 не было выявлено значимого процента клеток, подвергающихся запрограммированной гибели. В тоже время, результаты другой серии экспериментов с использованием маркера пролиферации Ki67 свидетельствуют о незначительной пролиферации нервных клеток в возрасте до 10 суток жизни. Все это хорошо согласуется с нашими расчетными данными, указывающими на то, что в онтогенезе крыс число нейронов в краниальном шейном ганглии достоверно не менялось и варьировало от 43345±5946 у 10-суточного и до 51429±7246 у 20-суточного, соответственно. Данные литературы свидетельствуют, что у новорожденных мышдй процент пролиферирующих Кд67-иммунопозитивных клеток в краниальном шейном узле составляет 20, затем снижается и к концу третьей недели жизни только 0.4% клеток сохраняют способность к делению. При этом основная масса делящихся клеток представлена клетками глии, у новорожденной мыши выявляется лишь несколько процентов нейробластов, которые исчезают у более взрослых (Shi et al., 2008).

Установлено изменение иммуногистохимических

характеристик нейронов в ходе онтогенеза. Это согласуется с литературными данными, указывающими на то, что параллельно с функциональным созреванием в нейронах симпатических узлов идет перестройка медиаторного состава, которая может происходить под влиянием целого ряда различных трофических факторов (Ernsberger, 2001). Также как и у взрослых, у новорожденных основная масса нервных клеток содержит фермент синтеза норадреналина -тирозингидроксилазу. Часть же норадренергических нейронов содержит и другие нейротрансмиттсры. Различий между иммуногистохимическими особенностями нейронов правого и левого ганглия не наблюдалось.

Почти все нейроны у крыс в краниальном шейном ганглии являлись ТГ-иммунопозитивными. Процентное содержание ТГ-позитивных нейронов в раннем постнатальном онтогенезе не менялось и составляло 98±0,7 % у новорожденных, 99±0,5% у 10-дневных, 98±0,6% у 20-дневных, 98±0,4% у 30-дневных и 98±0,7% у двухмесячных животных.

У новорожденных животных в краниальном шейном ганглии большая часть нейроцитов содержала одновременно ТГ и НПУ. В первые 20 суток жизни процент НПУ-иммунопозитивных нейронов увеличивается с 52±2,1% до 64±3,1% (Рис. 1). Это согласуется с данными, полученными на краниальном шейном узле взрослой крысы (Richardson et al., 2006). В краниальном шейном ганглии морской свинки данная группа нейроцитов также преобладает, начиная с периода раннего эмбриогенеза (Morris et al., 2001). Очевидно, это можно объяснить ангиогенным эффектом НПУ на возрастающее количество сосудов микроциркуляторного русла в процессе онтогенеза (Zukowska-Grojec et al., 1998).

У новорожденных и 10-суточных крысят в краниальном шейном узле выявляется достаточно большой процент КА-иммунореактивных нейронов: 22±2,5% и 24±3,1% соответственно (Рис. 1). После первых 10 суток жизни значительно уменьшается доля КА-позитивных нейронов, достигая 8±1,4% к концу первого месяца жизни и минимальных значений к концу второго месяца жизни (1±0,2%). Это хорошо коррелирует с данными литературы, полученными при иссследовании центральной нервной системы, свидетельствующими, что в онтогенезе процентное содержание различных типов кальций-связывающих белков меняется. По последним данным, в частности, уменьшается процент нейронов, содержащих КА. Доля кальретинин- и парвальбумин-иммунореактивных нейронов остается неизменной (Choi et al., 2010). Очевидно, это связано с тем, что кальций играет важную роль в возрастных и стресс-индуцированных изменениях нервной системы. В развивающихся нейронах при участии ионов кальция происходит регуляция роста нейронов и морфологической пластичности, в частности, конуса роста и развитие дендритов (Yano et al, 1998; Simons, Pellionisz, 2006). Вероятно, КА особенно важен на ранних этапах постнатального развития нервной системы и впоследствии его роль уменьшается.

1 сутки 10 сутки 20 суток 30 суток 60 суток 180 суток

Ш Нейропептид Y ИКальбиндин

ис. 1. Процентное содержание нейронов, иммунореактивных к нейропептиду Y и кальбиндину, в КШГ крыс разных возрастов. (*, ** р < 0.05, различия достоверны по сравнению с новорожденными и 10-суточными животными).

С возрастом животных увеличивается доля средних и крупных нейронов, содержащих ТГ, и уменьшается процент мелких, и очень мелких. Средняя площадь сечения ТГ-, НПУ- и КА-иммунопозитивных нейронов в онтогенезе увеличивалась. Нейроны с различными иммуно гистохимическими характеристиками имели разные морфометрические характеристики. НПУ - и КА-содержащие нейроны имели меньшую среднюю площадь сечения по сравнению с ТГ-иммунопозитивными нейронами. В свою очередь, КА иммунопозитивные нейроны в первые 10 суток жизни имеют достоверно меньшие размеры по сравнению с НПУ -содержащими клетками, а у более взрослых животных средняя площадь сечения КА-содержащих нейронов достоверно превосходит аналогичный показатель НПУ -иммунореактивных клеток. О меньшем размере нейронов, содержащих НПУ и КА, у взрослых крыс свидетельствуют и литературные данные (Richardson et а!.. 2006).

Основная часть всех исследованных иммунореактивных нейронов у новорожденных крыся т имели очень мелкие размеры (0-200 мкм"). У 10-суточных крысят также большинство КА-содержащих нейронов было представлено очень мелкими клетками. У 10- суточных животных среди ТГ- и НПУ-иммунореактивных начинали преобладать мелкие нейроциты (201-400 мкм ) вплоть до одномесячного возраста. У двухмесячных крысят площадь сечения большинства ТГ-иммунопозитивных нейронов находилась в пределах от 401 до 600

мкм2, а у шестимесячных - от 601 до 800 мкм2. Среди НПУ-иммунопозитивных нейронов у двухмесячных и шестимесячных животных преобладали более мелкие нейроны с площадью сечения 401-600 мкм . Начиная с двухмесячного возраста, обнаруживались ТГ-иммунопозитивных нейроны с площадью сечения свыше 1001 мкм2, а с шестимесячного - свыше 1201 мкм2. Очень крупные КА и НПУ-иммунопозитивные нейроны в краниальном шейном узле у всех животных отсутствовали.

Нервные связи краниального шейного узла с сосудами шеи сформированы и существуют с момента рождения. Все симпатические вазомоторные нейроны являются ТГ-иммунопозитивными и КА-иммунонегативными. Часть нейронов краниального шейного узла, проецирующихся к сосудам шеи, содержит НПУ. Процент вазомоторных нейронов, содержащих НПУ, увеличивается в первые 20 суток жизни с 41±4,1% до 62±3,9%. Сходный паттерн (увеличение процентного соотношения меченых клеток между 10 и 20 днями жизни) был продемонстрирован ранее при исследовании связей нейронов звездчатого узла с органами-мишенями (П.М.Маслюков, 2000). Можно предположить, что в этом периоде орган-мишень может влиять на нейротрансмиттерные свойства нейрона.

Фоновая электрическая активность нейронов краниального шейного узла новорожденных и 10-суточных крысят отмечалась малой частотой импульсации (0,07±0,01 и 0,2±0,06 импульсов в секунду, соответственно) и большим процентом нейронов с апериодической активностью (94% и 66%, соответственно). В процессе возрастного развития средняя частота импульсации увеличивается и составляет 1,2+0,3 у 20-суточных, 1,6+0,3 у 30-суточных. У двухмесячных и шестимесячных крыс частота достоверно не отличалась и составляла 2,0+0,5 и 1,9+0,5 импульсов в секунду (р>0,05).

Средняя амплитуда импульсов в онтогенезе возрастала и составляла 33±6,1 мкВ у новорожденного, 47+5,8 мкВ у 10-сугочного, 51±5,6 мкВ у 20-суточного, 73,5±8,1 мкВ у одномесячного, 81,2+6,6 мкВ - у двухмесячного, 77,3±7,6 мкВ - у шестимесячного животного.

Наибольший процент нейронов краниального шейного симпатического узла во всех исследованных возрастных группах проявлял апериодическую активность, что соответствует данным, полученным на взрослых животных (В.И.Скок, АЛ.Иванов, 1989; МсЬасЫап, 2003; Мафав, 2004). Нейроны, имеющие сердечную ритмику импульсации, не были обнаружены у животных первых десяти

суток жизни. Процент нейронов, разряды которых совпадают с частотой дыхательных движений, увеличивается в первые 10 суток жизни с 6% до 34%. В последующем онтогенезе, доля нервных клеток, разряжающихся синхронно с дыханием, остается на относительно стабильном уровне, незначительно уменьшаясь до 21-25% у двух- и шестимесячных животных. Нейроны, имеющие сердечную ритмику импульсации, впервые обнаруживались у 20-суточных животных в небольшом проценте случаев (10%), что совпадает с литературными данными, полученными на других животных на ранних этапах постнатального онтогенеза (Sica et al., 1994; 2002; М.Б.Корзина, 2009). Максимальных значений процент нейронов, имеющих сердечный ритм импульсации, достигает к 2-мссячному возрасту (21%), к шестому месяцу несколько снижаясь (18%). Это может быть связано с морфологической и функциональной незрелостью нейронов, и синаптической передачи в ранних возрастных периодах.

У новорожденных в спектре мощности фоновой электрической активности преганглионарных волокон шейного симпатического ствола, амплитуда мощности частот, синхронных с деятельностью сердца и дыханием, была достоверно меньше аналогичных показателей у 10-суточных и более взрослых крысят. У 10-суточных животных частоты, связанные с деятельностью сердца и дыханием, имеют примерно равную мощность. С 20 суток жизнн частоты, имеющую сердечную составляющую, преобладают в спектре мощности.

В постганглионарных волокнах наружного сонного нерва у новорожденных животных синхронные разряды отсутствуют. В частотном спектре отсутствуют пики и сам спектр, по своему характеру, близок к шуму. Отдельные пики, выделяющиеся из фона, появляются у 10-суточного крысенка, в частности, синхронные с сердечной деятельностью. Сердечная составляющая в фоновой электрической активности наибольшую амплитуду спектра мощности получает с 20 суток жизни. В целом, спектр мощности фоновой электрической активности постганглионарных нервов у крыс в возрасте 20 дней и старше, имеет те же частоты, что и в шейном симпатическом стволе. Окончательное становление характера фоновой импульсации постганглионарных волокон приходится на 30 сутки жизни, где становится более выраженной частота, связанная с дыханием, впоследствии присутствующая и у более взрослых.

Следовательно, фоновая электрическая активность в пре- и постганглионарных волокнах развивается гетерохронно. В

преганглионарных она присутствует с момента рождения, в постганглионарных появляется лишь к 10 суткам жизни. Причиной асинхронии может служить незрелость синаптической передачи у новорожденных животных (В.С.Шевелева, 1977). В пре- и постганглионарных волокнах наибольшее значение мощности приходится на частоты, синхронные с сердечной деятельностью.

Таким образом, краниальный шейный ганглий крысы уже с момента рождения является функционирующим элементом симпатической нервной системы. Анатомически, у новорожденных крысят краниальный шейный ганглий является сформированным. В то же время, клеточный состав ганглия в этом возрасте является незрелым. В ходе постнатального онтогенеза происходит рост, дифференцировка нейронов, преобразование медиаторного состава, характера фоновой активности. Изменение морфо-функциональных характеристик нейронов происходит гетерохронно. Окончательное формирование характера фоновой нейронной активности завершается к концу 1 месяца жизни. Созревание набора нейротрансмиттеров в краниальном шейном узле крысы завершается к концу второго месяца жизни. Окончательно размеры нейроцитов стабилизируются к шести месяцам жизни.

ВЫВОДЫ

1. В постнатальном онтогенезе происходят морфологические изменения краниального шейного ганглия, сопровождающиеся появлением формы в виде песочных часов у 10-суточных и более взрослых животных. После рождения узел смещается в краниальном направлении по отношению к бифуркации общей сонной артерии.

2. Наблюдаются вариации в числе отходящих ветвей от краниальной (три варианта), каудальной (два варианта) и средней трети (два варианта) краниального шейного ганглия. В отношении вариантов ветвей, отходящих от краниальной и каудальной трети ганглия, не наблюдается возрастных различий. У 10-суточных и более взрослых животных, число ветвей, отходящих от средней трети ганглия, увеличивается по сравнению с новорожденными животными.

3. Среднее число нейронов в краниальном шейном узле с момента рождения достоверно не изменяется. При этом в ганглии, в постнатальном онтогенезе, не наблюдаются процессы пролиферации и апоптоза нейронов.

4. Популяция нейронов краниального шейного узла с момента рождения является гетерогенной по иммуногистохимическим характеристикам. Подавляющее большинство нейронов (свыше 98%) содержат фермент синтеза катехоламинов тирозингидроксилазу. У новорожденных крысят 52% нейронов узла содержат нейропептид У и 22% - кальбиндин.

5. Популяции нейронов краниального шейного ганглия с различными иммуногистохимическими характеристиками развиваются гетерохронно. В первые 20 суток жизни наблюдается увеличение процентного содержания нейропептид У-иммунореактивных нейронов. После первых 20 суток жизни значительно уменьшается доля кальбиндин-позитивных нейронов, достигая минимальных значений к концу второго месяца жизни. Окончательно формирование нейрохимического состава краниального шейного ганглия крысы завершается к концу второго месяца жизни.

6. Иннервация сосудов скелетных мышц осуществляется нейронами краниального шейного ганглия уже с момента рождения. Все симпатические вазомоторные нейроны являются тирозингидроксилазо-иммунопозитивными и кальбиндии-иммунонегативными. В онтогенезе, в первые 20 суток жизни, у крыс увеличивается процент нейронов, иннервирующих сосуды и содержащих нейропептид У.

7. В краниальном шейном ганглии крыс фоновая активность нейронов с момента рождения выражена слабо. В онтогенезе увеличивается частота, амплитуда импульсации, возрастает процент нейронов, разряжающихся синхронно с сердечной деятельностью, и уменьшается доля нейронов с апериодическим типом импульсации. Характер фоновой электрической активности нейронов ганглия окончательно формируется уже к 20 суткам жизни.

8. Фоновая электрическая активность в пре- и постганглионарных волокнах развивается гетерохронно. В преганглионарных она присутствует с момента рождения, в постганглионарных появляется лишь к 10 суткам жизни. Окончательно характер активности становится сопоставимым с взрослым животным в преганглионарных волокнах - с 20 суток, а в постганглионарных - с 30 суток жизни.

СПИСОК РАБОТ, ОПУБЛИКОВАННЫХ ПО ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИИ

1.Коробкин A.A. Особенности симпатической иннервации сосудов шеи в постнатальном онтогенезе / Тезисы докладов X конгресса международной ассоциации морфологов // Морфология. - 2010. - Т. 137. - № 4. - С. 99.

2.Коробкин A.A., Васильева O.A., Емануйлов А.И., Корзина МБ., Маслюков П.М. Возрастные особенности фоновой электрической активности нейронов краниального шейного ганглия крысы И Российский физиологический журнал им. И.М. Сеченова. - 2010. - Т.96. - № 6. - С. 566-572.

3.Корзина М.Б., Коробкин A.A., Васильева O.A., Маслюков П.М. Морфологические особенности звездчатого узла белой крысы // Морфология. - 2010. - Т. 137. - №2. - С. 23-26.

4.Порсева В.В., Корзина М.Б., Коробкин A.A., Маслюков П.М. Возрастные особенности экспрессии TRPV1 и каннабиноидных рецепторов в узлах автономной нервной системы II Материалы X юбилейной всероссийской научной конференции с международным участием «Физиологические механизмы адаптации растущего организма». - Казань, - 2010.-С. 142-143.

5.Маслюков П.М., Коробкин A.A., Емануйлов А.И., Корзина М.Б. Симпатическая иннервация сердца и сосудов у крыс в онтогенезе II Материалы X юбилейной всероссийской научной конференции с международным участием «Физиологические механизмы адаптации растущего организма». - Казань, - 2010. - С. 116-117.

6.Коробкин A.A., Карапетян A.C., Ландо С.Ю., Маслюков П.М. Возрастные особенности фоновой электрической активности волокон краниального шейного узла крыс в постнатальном онтогенезе // Тезисы докладов XXI съезда физиологического общества им. И.П.Павлова, -Калуга, - 2010. - С. 298.

7.Маслюков П.М., Коробкин A.A., Емануйлов А.И., Корзина М.Б. Возрастные особенности симпатической иннервации сердца и сосудов // Тезисы докладов XXI съезда физиологического общества им. И.ПЛавлова, - Калуга, - 2010. - С. 387.

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

КА - кальбиндин НПУ - нейропептид У ТГ - тирозингидроксилаза

Формат 60x92/16 Объём 1,25п.л. Тираж 100 экземпляров. Заказ №100

Типография ЯГПУ 150000, Ярославль, Которосльная наб., 44

Оглавление диссертации Коробкин, Александр Анатольевич :: 2011 :: Ярославль

1. Введение

2. Обзор литературы 1Ь

2.1 .Анатомия краниального шейного ганглия млекопитающих

2.2.Гистологическая характеристика нейронов .симпатических^ узлов млекопитающих

2.3.Возрастное развитие симпатических ганглиев'

2.4.Изменение морфометрических характеристик нейронов- в онтогенезе

2.5.Нейрохимические особенности симпатических узлов у 20 млекопитающих

2.5.1.Общие представления о нейротрансмиттерах и их классификация

2.5.2. Нейротрансмиттеры в симпатических узлах

2.5.3.Локализация и функциональное значение нейропептида У 23 как нейротрансмиттера

2.5.4.Морфо-функциональные особенности кальбиндин-содержащих нейронов

2.5.5.Изменение нейрохимических характеристик симпатических 27 нейронов в онтогенезе млекопитающих

2.5.6.Маркеры пролиферации и апоптоза в симпатических 29 нейронах

2.6.Формирование связей с органами-мишенями нейронов 30 паравертебральных узлов в онтогенезе

2.7.Фоновая электрическая активность симпатических нейронов 31 и волокон

2.7.1. Фоновая электрическая активность симпатических 32 нейронов

2.7.2.Ритмические разряды в эфферентных симпатических 33 нейронов

2.7.3.Изменения фоновой электрической активности 36 симпатических нейронов и волокон в постнатальном онтогенезе

3. Материал и методы исследования

3.1 .Выбор объекта изучения

3.2 .Постановка эксперимента

3.3.Препарирование ветвей узла

3.4.Перфузия и забор материала 41 3.5.Определение размеров ганглия и вычисление его объема

З.б.Выявление иммунопозитивных структур

3.7.Исследование проекций нейронов краниальных шейных 44 ганглиев при помощи ретроградного аксонного транспорта Fast Blue

3.8.Анализ^анных морфологических методов исследования

3.9.Регистрация>фоновой электрической активности нейронов 46 узла

3.10.анализ данных фоновой электрической активности нейронов 47 узла

3.11 .Регистрация^ анализ фоновой электрической активности ветвей краниального шейного узла

РЕЗУЛЬТАТЫ СОБСТВЕННЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ

4. Анатомические особенности краниального шейного ганглия? крысы в онтогенезе 50 4.1 .Особенности формы КШГ в ходе возрастного развития 50 4.1.1 .Форма КШГ у новорожденных 10-суточных крысят 52 4.1.2.Варианты формы КШГ у 20-суточных и более взрослых 52 животных

4.2.Расположение КШГ относительно бифуркации общей сонной артерии в онтогенезе 53 4.2.1 .Особенности расположения КШГ относительно бифуркации общей сонной артерии у новорожденных крысят

4.2.2.Топография КШГ относительно бифуркации общей сонной артерии у 10-суточных крысят

4.2.3.Расположение КШГ относительно бифуркации общей сонной артерии у 20-суточных и более взрослых животных

4.3.Размеры и объем узла у животных разных возрастов

4.4.Варианты отхождения ветвей КШГ у животных разных возрастов

4.4.1. Варианты отхождения ветвей КШГ у новорожденных крысят

4.4.2. Варианты отхождения ветвей КШГ у 10- и 20-суточных 58 крысят

4.4.3. Варианты отхождения ветвей КШГ у 3 0-суточных крысят

4.4.4. Варианты отхождения ветвей КШГ у двухмесячных крыс

4.4.5. Варианты отхождения ветвей КШГ у шестимесячных крыс 59 Резюме

5. Морфологическая характеристика нейронов краниального шейного ганглия крысы в онтогенезе

5.1 .Размеры и форма нейронов КШГ в онтогенезе

5.2.Распределение нейронов КШГ по размерным группам в 62 онтогенезе

5.3.Число нейронов краниального шейного ганглия в процессе возрастного развития

Резюме

Иммуногистохимическая характеристика нейронов краниальнопынейного узла в постнатальном онтогенезе

6.1 .Возрастные особенности нейронов; содержащих тирозингидроксилазу

6.2.Нейропептид У-содержащие нейроны в постнатальном онтогенезе

6.3.Кальбиндин-содержащие нейроны«в>постнатальном онтогенезе

6.4. К167-иммунопозитивные нейроны в КШГ крысы в постнатальном онтогенезе

6.5.Каспаза 3-иммунопозитивные нейроны в КШГ в постнатальном онтогенезе

Резюме

Возрастные особенности фоновой электрической активности 86 симпатических нейронов и волокон

7.1 .Возрастные особенности фоновой электрической активности 86 волокон шейного симпатического ствола у крыс

7.1.1 .Фоновая активность волокон шейного симпатического ствола новорожденных крысят

7.1.2. Фоновая активность волокон шейного симпатического ствола 10-дневных крысят

7.1.3. Фоновая активность волокон шейного симпатического ствола животных в возрасте 20 суток и старше

7.2. Возрастные особенности фоновой электрической активности волокон наружного сонного нерва

7.2.1. Фоновая активность волокон наружного сонного нерва новорожденных и 10-суточных крысят

7.2.2. Фоновая активность волокон наружного сонного нерва у 90 20-суточных и более старших животных

7.3.Фоновая электрическая активность нейронов КШГ в онтогенезе

7.3.1.Фоновая активность симпатических нейронов КШГ новорожденных и 10-дневных крысят

7.3.2. Фоновая активность симпатических нейронов КШГ 20-дневных животных 96 7.3.3 .Характер ритмической активности нейронов у крыс старше

30 дней жизни

Резюме

Введение диссертации по теме "Анатомия человека", Коробкин, Александр Анатольевич, автореферат

К важнейшим структурно-функциональным элементам автономной (вегетативной) нервной системы относятся симпатические узлы, которые, по современным представлениям, являются не только пунктами переключения сигналов на пути из центральной нервной системы к рабочим органам, но и низшими интегративными центрами. Известные к настоящему времени принципы строения и функции во многом основаны на результатах работы Дж. Ленгли (Langley, 1925), зарубежных и отечественных исследователей структуры и функции ее мозговых центров, узлов, сплетений, нейронейрональных и нейротканевых взаимоотношений (В.И.Скок, 1970; Н.Г.Колосов, 1972; Gabella, 1976; А.Д.Ноздрачев, 1978, 1983; Elfvin, 1983; McLachlan, 1995; А.Д.Ноздрачев, А.В.Янцев, 1995; О.С.Тарасова с соавт., 2002).

В ходе возрастного развития нейронов симпатических узлов происходят изменения, сопровождающиеся возрастанием размеров нервных клеток, изменением их нейротрансмиттерного состава, особенностей фоновой электрической активности (Rubin, 1985; В.Н.Швалев с соавт., 1992; Masliukov, 2003; Masliukov, Timmermans, 2004; П.М.Маслюков с соавт., 2006). Имеются сведения, что в ходе постнатального онтогенеза происходит запрограммированная гибель нервных клеток (Shepherd, 2004; Glebova, Ginty,

2004). Однако сведения о динамике изменения морфометрических, нейрохимических и электро физиологических характеристик симпатических нейронов в постнатальном онтогенезе являются противоречивыми.

В! связи с этим5 была, поставлена цель установить, закономерности^ возрастных изменений анатомии* краниального* шейного узла крыс, нейрохимического' состава нейронов; характеристик фоновой активности нейронов, пре- и постганглионарных волокон.

Конкретные задачи исследования включали:

В результате морфологических исследований установлено, что краниальный шейный ганглий крысы характеризуется вариабельностью форм, расположения относительно бифуркации общей сонной артерии и характером отхождения ветвей. Наиболее распространенной является веретенообразная форма, представляющая в сечении эллипс. Форма в виде песочных часов встречается у 10-суточных и более взрослых животных в меньшем проценте случаев.

Выявлены основные варианты отхождения. ветвей краниального шейного узла с правой и левой стороны. Обнаружено три варианта отхождения ветвей от краниальной трети узла, имеется два варианта отхождения ветвей от средней части ганглия и выявлено два варианта начала ветвей от каудальной трети ганглия. Различий между правым и левым ганглиями не обнаружено. Доказано, что топография краниального шейного ганглия в онтогенезе не остается постоянной. В первые 10 суток после рождения узел смещается в краниальном направлении по отношению к бифуркации общей сонной артерии.

Получены новые данные о том, что уже у новорожденных животных в звездчатом ганглии большая часть нейроцитов содержит одновременно тирозингидроксилазу и нейропептид У. В дальнейшем, в ходе возрастного развития, процент таких нейронов увеличивается, в то время как доля кальбиндин-иммунопозитивных нейронов имеет максимальное значение в первые 10 суток жизни, а затем снижается на протяжении первых двух месяцев жизни.

В работе получены новые сведения о том, что нервные связи краниального шейного ганглия с сосудами шеи сформированы и существуют с момента рождения. Все симпатические вазомоторные нейроны являются тирозингидроксилазо-иммунопозитивными и кальбиндиниммунонегативными. Часть нейронов узла, проецирующихся к сосудам шеи, N содержит нейропептид У. Процент вазомоторных нейронов, содержащих НПУ, увеличивается в первые 20 суток жизни.

Получены, новые данные и об особенностях возрастных изменений фоновой электрической- активности* отдельных ветвей. Фоновая электрическая: активность в пре- и постганглионарных волокнах развивается, гетерохронно. В' преганглионарных она присутствует с момента рождения, в постганглионарных появляется лишь к 10 суток жизни. В пре- и постганглионарных волокнах наибольшее значение мощности приходится на частоты, синхронные' с сердечной деятельностью. Окончательно характер активности становится сопоставимым с взрослым животным в преганглионарных волокнах — с 20 суток, а в постганглионарных - с 30 суток жизни.

Полученные результаты расширяют представление о морфологических особенностях как самого краниального шейного ганглия, так и составляющих его нейронов и их изменениях в процессе возрастного развития. Полученные нормативные морфо-функциональные характеристики нейроцитов и ветвей краниального шейного ганглия необходимы для оценки результатов исследования закономерностей иннервации внутренних органов грудной полости и шеи, имеют значение для сравнительной анатомии и физиологии и решения возможности экстраполяции экспериментальных данных на человека.

Конкретные результаты проведенного исследования могут использоваться как новые сведения о структуре и функции краниального шейного ганглия в учебном процессе на кафедрах анатомии и физиологии.

На защиту выносятся следующие положения:

3. Нейроны краниального шейного узла с различными иммуногистохимическими характеристиками, а также пре- и постганглионарные волокна развиваются гетерохронно.

2. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Заключение диссертационного исследования на тему "Морфология краниального шейного узла и функциональные характеристики его нейронов в постнатальном онтогенезе крысы"

ВЫВОДЫ

1. В постнатальном онтогенезе происходят морфологические изменения краниального шейного ганглия, сопровождающиеся I появлением формы в виде песочных часов у 10-суточных и более взрослых животных. После рождения.узел смещается в краниальном направлениишо отношению к бифуркации общей сонной артерии.

2. Наблюдаются вариации в, числе отходящих ветвей от краниальной (три варианта), каудальной (два варианта) и средней'трети (два варианта) краниального шейного ганглия. В отношении вариантов ветвей, отходящих от краниальной и каудальной трети ганглия, не наблюдается возрастных различий. У 10-суточных и более взрослых животных, число ветвей, отходящих от средней трети ганглия, увеличивается по сравнению с новорожденными животными.

5. Популяции нейронов краниального шейного ганглия с различными иммуногистохимическими характеристиками развиваются гетерохронно. В первые 20 суток жизни наблюдается увеличение процентного содержания нейропептид У-иммунореактивных нейронов. После первых 10 суток жизни значительно уменьшается доля кальбиндин-позитивных нейронов, достигая минимальных значений к концу второго месяца жизни. Окончательно формирование нейрохимического состава краниального шейного ганглия крысы завершается к концу второго месяца жизни.

6. Иннервация сосудов скелетных мышц осуществляется нейронами краниального шейного ганглия уже с момента рождения. Все симпатические вазомоторные нейроны являются тирозингидроксилазо-иммунопозитивными и кальбиндин-иммунонегативными. В онтогенезе, в первые 20 суток жизни, у крыс увеличивается процент нейронов, иннервирующих сосуды и содержащих нейропептид У.

8. ЗАКЛЮЧЕНИЕ

В результате проведенной работы выявлены анатомические особенности' краниального шейного^ ганглия, морфометрические, иммуногистохимические характеристики* нейронов > краниального«.шейного ганглия и особенности их фоновой, активности у крысят в постнатальном онтогенезе.

Исследование проведено с использованием классических нейроморфологических, иммуногистохимических и электрофизиолошческих методов. При изучении вариантов отхождения нервов от ганглия применялся метод препарирования. Для выявления нейрохимического состава нейронов узла применялся иммуногистохимический метод с использованием двойного мечения антителами и последующей флуоресцентной микроскопией. Определение морфометрических свойств нейроцитов производилось при помощи компьютерных программ анализа изображений. Фоновая активность отдельных нейронов и волокон определялась электрофизиологическими методами.

Результаты показали, что краниальный шейный ганглий крысы, характеризуется вариабельностью форм, расположения относительно бифуркации общей сонной артерии и характером отхождения ветвей. Наиболее распространенной является веретенообразная форма, представляющая в сечении эллипс. Форма в виде песочных часов встречается у 10-суточных и более взрослых животных в меньшем проценте случаев.

В постнатальном онтогенезе закономерно с увеличением длины и массы животного возрастают размеры и объем краниального шейного узла. Длина узла в ходе возрастного развития увеличивается в два раза, ширина - в полтора раза, толщина - в два раза, в то время как длина крысы — в четыре раза (В.И. Западнюк, 1974). Объем узла возрастает восьмикратно. У человека симпатические ганглии приобретают размеры, свойственные взрослым, к 8-13 годам. Размеры узлов к этому времени возрастают вдвое по сравнению с новорожденными (К.И. Гришан, 1965). Таким образом, анатомически краниальный шейный ганглий, у млекопитающих является-достаточно сформированным к моменту рождения:

Тем не менее, топография краниального' шейного ганглия, в. онтогенезе не остается, постоянной. В первые 10 суток после рождения узел смещается в краниальном направлении по отношению к бифуркации общей сонной артерии.

У крысят разного возраста наблюдались вариации в числе отходящих ветвей от краниальной, каудальной и средней трети ЮНГ. Нами обнаружено три варианта отхождения ветвей от краниальной трети узла. При этом от краниальной трети ганглия отходит внутренний сонный нерв, а также могут быть дополнительные ветви: ветвь к подъязычному нерву и одна дополнительная ветвь, лежащая между ними, идущая в область яремного отверстия. Имеется два варианта отхождения ветвей от средней части ганглия, когда раздельно отходит наружный сонный нерв, а также вариант, когда могут раздельно начинаться наружный сонный нерв, несколько ветвей к блуждающему нерву, и к глотке. От каудальной трети отходили одна или две ветви к краниальной щитовидной артерии.

В отношении вариантов ветвей, отходящих от краниальной и каудальной трети ганглия, не наблюдается возрастных различий. От средней трети ганглия у всех новорожденных крысят обнаруживался единственно отходящий наружный сонный нерв в виде тонкой ветви, расположенный более краниально по сравнению с другими возрастными группами. У 10-суточных и более взрослых животных, число ветвей, отходящих от средней трети ганглия, увеличивается до трех. Вероятно, при этом не происходит роста новых нервных волокон, а происходит расщепление одного нервного ствола на три ветви. Можно предположить, что при этом суммарное количество нервных волокон во всех трех ветвях не меняется, т.к. общее число нейронов в узле в онтогенезе остается постоянным. В звездчатом ганглии кошки и крыс основные варианты отхождения ветвей, присущие взрослым животным, уже сформированы к моменту рождения (П.М. Маслюков, 1997, М.Б.Корзина, 2008).

Установлено, что характеристики нейронов претерпевают изменения в постнатальном онтогенезе. Проведенные морфометрические и гистохимические исследования свидетельствуют о неоднородности клеточного состава нейронов краниального шейного ганглия крысы уже к моменту рождения. Имеются отдельные популяции нейронов, различные по морфологическим и функциональным особенностям.

Исследование морфометрических параметров нейроцитов звездчатого узла крысы в постнатальном онтогенезе позволило установить, что размеры нейронов увеличиваются в несколько раз: площадь сечения с 170±6 мкм2 у новорожденных до 518±26 мкм2 у шестимесячных, соответственно. Это соответствует данным полученным на разных животных: кошке, собаке (МавНикоу, 2003; Рюгейо е1 а1., 2007).

Площадь сечения нейронов после рождения возрастает, что сопровождается снижением плотности нервных клеток на центральных срезах. У новорожденных животных плотность расположения нейронов равнялась 2655+251 на мм2, у шестимесячных - 616±41, соответственно. Те же закономерности выявлены ранее на звездчатом узле крысят и котят разных возрастов (МаэНикоу, 2003; М.Б.Корзина, 2008).

В ганглии новорожденного крысенка крупные клетки отсутствуют, основную массу составляют нейроны малых размеров. В процессе возрастного развития увеличивается доля средних (с площадью сечения 400-800 мкм ) и крупных клеток (с площадью сечения более 800 мкм") и уменьшается процент мелких клеток (с площадью сечения до 400 мкм2). Крупные нейроны со средней площадью сечения 601-800 мкм впервые появляются у одномесячных животных. Нейроны с площадью сечения свыше 1200 мкм2 встречались только у шестимесячных животных.

Сходным образом происходят изменения нейронов различных размерных групп в звездчатом« ганглии крыс и кошек в постнатальном онтогенезе, однако в краниальном < шейном ганглии крыс преобладают более мелкие клетки (Masliukov, 2003; М'.Б.Корзина, 2008).

Согласно литературным-, данным, в» краниальном шейном* ганглии крысят наблюдается значительное уменьшение числа нервных клеток в течение первой постнатальной недели (Wright et аГ., 1983). Однако' в настоящей работе при применении антител к ферменту апоптоза — ферменту каспазе 3 не было выявлено значимого процента клеток, подвергающихся запрограммированной гибели. В тоже время, результаты другой серии экспериментов с использованием маркера пролиферации Ki67 свидетельствуют о незначительной пролиферации нервных клеток в возрасте до 10 суток жизни. Все это хорошо согласуется с нашими расчетными данными, указывающими на то, что в онтогенезе крыс число нейронов в краниальном шейном ганглии достоверно не менялось и варьировало от 43345+5946 у 10-суточного и до 51429+7246 у 20-суточного, соответственно. Данные литературы свидетельствуют, что у новорожденных мышей процент пролиферирующих Ki67-иммунопозитивных клеток в краниальном шейном узле составляет 20, затем снижается и к концу третьей недели жизни только 0.4% клеток сохраняют способность к делению. При этом основная масса делящихся клеток представлена клетками глии, у новорожденной мыши выявляется лишь несколько процентов нейробластов, которые исчезают у более взрослых (Shi et al., 2008).

Установлено изменение иммуногистохимических характеристик нейронов в ходе онтогенеза. Это согласуется с литературными данными, указывающими на то, что параллельно с функциональным созреванием в нейронах симпатических узлов идет перестройка медиаторного состава, которая может происходить под влиянием целого ряда различных трофических факторов (Ernsberger, 2001). Тем не менее, набор нейротрансмиттеров, характерный для взрослого организма, присутствует в краниальном шейном ганглии крыс уже с момента рождения.

Установлено, что также как и у взрослых, у новорожденных основная масса- нервных клеток содержит ферменты синтеза норадреналина. Часть же норадренергических нейронов содержит и другие нейротрансмиттеры. Различий между иммуногистохимическими особенностями нейронов правого и левого ганглия не наблюдалось.

У новорожденных животных в звездчатом ганглии большая часть нейроцитов содержала одновременно тирозингидроксилазу и нейропептид У. В первые 20 суток жизни процент нейропептид У-иммунопозитивных нейронов увеличивается. Это согласуется с данными, полученными на краниальном шейном узле взрослой крысы (Richardson et al., 2006). В краниальном шейном ганглии морской свинки данная группа нейроцитов также преобладает, начиная с периода раннего эмбриогенеза (Morris et al., 2001). Очевидно, это можно объяснить ангиогенным эффектом нейропептида У на возрастающее количество сосудов микроциркуляторного русла в процессе онтогенеза (Zukowska-Grojec et al., 1998).

У новорожденных и 10-суточных крысят в краниальном шейном узле выявляется достаточно большой процент кальбиндин-иммунореактивных нейронов. После первых 10 суток жизни значительно уменьшается доля кальбиндин-позитивных нейронов, достигая минимальных значений к концу второго месяца жизни. Это хорошо коррелирует с данными литературы, полученными при исследовании центральной нервной системы, свидетельствующими, что в онтогенезе процентное содержание различных типов кальций-связывающих белков меняется. По последним данным, в частности, уменьшается процент нейронов, содержащих кальбиндин. Доля кальретинин- и парвальбумин-иммунореактивных нейронов остается неизменной (Choi et al., 2010). Очевидно, это связано с тем, что кальций играет важную роль в возрастных и стрессиндуцированных изменениях ЦНС. В развивающихся нейронах при участии; ионов кальция происходит регуляция роста нейронов: и. морфологической пластичности, в частности конуса роста и развитие дендритов (Yano et al., 1998; Simons, Pellionisz, 2006): Вероятно; кальбиндин особенно! важен на ранних этапах постнатального развития нервной системы и впоследствии его роль уменьшается.

С возрастом животных увеличивается доля средних и крупных нейронов, содержащих тирозингидроксилазу и уменьшается процент мелких и очень мелких. Нейроны с различными иммуногистохимическими характеристиками имеют разные размеры. Нейропептид Y - и кальбиндин -содержащие нейроны имеют меньшую среднюю площадь сечения по сравнению с тирозингидроксилазо-иммунопозитивными нейронами. В свою очередь, кальбиндин -иммунопозитивные нейроны в первые 10 суток жизни имеют достоверно меньшие размеры по сравнению с нейропептид Y-содержащими; клетками, а у более взрослых животных средняя площадь сечения кальбиндин-содержащих нейронов достоверно превосходит аналогичный показатель нейропептид Y-иммунореактивных клеток. О меньшем; размере нейронов, содержащих нейропептид Y и кальбиндин, у взрослых крыс свидетельствуют и литературные данные (Richardson et al., 2006).

Нервные связи краниального шейного узла с сосудами шеи сформированы и существуют с момента рождения. Все симпатические вазомоторные нейроны являются тирозингидроксилазоиммунопозитивными и кальбиндин-иммунонегативными. Часть нейронов краниального шейного узла, проецирующихся к сосудам шеи, содержит нейропептид Y. Процент вазомоторных нейронов, содержащих нейропептид Y, увеличивается в первые 20 суток жизни. Сходный; паттерн (увеличение процентного соотношения меченых клеток между 10 и 20 днями жизни) был продемонстрирован ранее при исследовании связей нейронов звездчатого узла с органами-мишенями (П.М.Маслюков, 2000):

Можно предположить, что в этом периоде орган-мишень может влиять на нейротрансмиттерные свойства нейрона.

Фоновая электрическая активность, нейронов краниального шейного узла крысят ранних возрастных групп (новорожденных и 10-суточных)-характеризовалась низкой частотой* разрядов и наличием большого процента нейроновх апериодической активностью. Это можно объяснить^ морфологической и функциональной незрелостью нейронов« и синаптической передачи в ранних возрастных периодах (Anderson, et al., 2002; П.М.Маслюков, А.Д.Ноздрачев, 2006).

Нейроны, имеющие сердечную ритмику импульсации, не были обнаружены у животных первых десяти дней жизни. У 20-дневных крысят процент нейронов с таким характером импульсации был очень небольшим. Сравнительно небольшая доля нейронов с разрядами, синхронными с ЭКГ, в симпатических узлах у животных раннего возраста была отмечена в ряде работ (Sica et al., 1994; 2002). Вероятно, причиной таких изменений является перестройка взаимоотношений между симпатическим и парасимпатическим звеном автономной нервной системы и увеличения влияния на симпатическую нервную систему со стороны барорецепторов, преимущественно аортальной и синокаротидной зон.

Частотный компонент, совпадающий с сердечной деятельностью является результатом активности стволовых центров, в частности нейронов ростральной ветролатеральной области продолговатого мозга, ингибируемых импульсами от барорецепторов (Barman, Kenney, 2007; Gilbey, 2007). Дыхательная ритмика также имеет супраспинальное происхождение (Barman et al., 2005). В то же время, часть нейронов ростральной ветролатеральной области продолговатого мозга обладает спонтанной активностью, и внешние влияния могут лишь модулировать внутреннюю активность этого осциллятора. Помимо этого, приводятся доказательства участия других супраспинальных структур в генерации ритма: латерального тегментального поля, ретикулярной формации моста

Barman et al., 2005; Barman, Kenney, 2007; Gilbey, 2007; Pilowsky et al., 2008).

Во всех возрастных группах наибольший процент нейронов проявлял нерегулярную активность. Это совпадает с данными, полученными на взрослых животных (В.И.Скок, А.Я.Иванов, 1989; McLachlan, 2003; Malpas, 2004). Тем не менее, в спектре мощности фоновой электрической активности, зарегистрированной от нервов, наибольшую часть занимают частоты, имеющие сердечную ритмику (Masliukov, 2003; П.М.Маслюков, А.Д.Ноздрачев, 2006). Возможная причина расхождений заключается в том, что в основе регистрации электрической активности от целых нервов лежит отведение суммированных потенциалов действия отдельных волокон. Чем более синхронны разряды в волокнах, тем больше амплитуда сигналов (Malpas, 2004). Очевидно, нейроны, проявляющие сердечную ритмику, разряжаются более синхронно по сравнению с нейронами, обнаруживающими другой характер активности.

У новорожденных в спектре мощности фоновой электрической активности преганглионарных волокон шейного симпатического ствола амплитуда мощности частот, синхронных с деятельностью сердца и дыханием была достоверно меньше аналогичных показателей у 10-суточных и более взрослых крысят. У 10-суточных животных частоты, связанные с деятельностью сердца и дыханием имеют примерно равную мощность. С 20 суток жизни частоты, имеющую сердечную составляющую, преобладают в спектре мощности.

В постганглионарных волокнах наружного сонного нерва у новорожденных животных синхронные разряды отсутствуют. В частотном спектре отсутствуют пики и сам спектр по своему характеру близок к шуму. Отдельные пики, выделяющиеся из фона, появляются у 10-суточного крысенка, в частности, синхронные с сердечной деятельностью. Сердечная составляющая в фоновой электрической активности наибольшую амплитуду спектра мощности получает с 20 суток жизни. В целом, спектр мощности фоновой электрической активности постганглионарных нервов у крыс в возрасте 20 дней и старше имеет те же частоты, что и в шейном* симпатическом стволе. Окончательное становление характера* фоновой импульсации постганглионарных волокон« приходится на ЗО сутки жизни, где становится более выраженной частота, связанная с дыханием, присутствующая, впоследствии и у более взрослых.

Следовательно, фоновая электрическая активность в пре- и постганглионарных волокнах развивается гетерохронно. В' преганглионарных она присутствует с момента рождения, в постганглионарных появляется лишь к 10 суткам жизни. Причиной асинхронии может служить незрелость синаптической передачи» у новорожденных животных (В.С.Шевелева, 1977). В пре- и постганглионарных волокнах наибольшее значение мощности приходится на частоты, синхронные с сердечной деятельностью. Окончательно характер активности становится сопоставимым с взрослым животным, в преганглионарных волокнах — с 20 суток, а в постганглионарных - с 30 суток жизни.

Характер изменения средней амплитуды разряда отдельных нейронов сходен с аналогичным процессом в целом нерве (МазНикоу, 2003; П.М.Маслюков, А.Д.Ноздрачев, 2006). При регистрации активности отдельных нейронов и целых нервов амплитуда потенциалов окончательно устанавливается к концу 1 месяца жизни.

Таким образом, краниальный шейный ганглий крысы уже с момента рождения является функционирующим элементом симпатической нервной системы. Анатомически у новорожденных крысят краниальный шейный ганглий является сформированным. В то же время, клеточный состав ганглия- в этом возрасте является незрелым. В ходе постнатального онтогенеза происходит рост, дифференцировка нейронов, преобразование медиаторного состава, характера фоновой активности. Изменение морфо-функциональных характеристик нейронов происходит гетерохронно.

Окончательное формирование характера фоновой нейронной активности завершается к концу 1 месяца жизни. Созревание набора нейротрансмиттеров в краниальном шейном узле крысы завершается к концу второго месяца жизни. Окончательно размеры нейроцитов стабилизируются к шести месяцам жизни.

109

Список использованной литературы по медицине, диссертация 2011 года, Коробкин, Александр Анатольевич

1. Автандилов Г.Г. Медицинская морфометрия. М.: Медицина, 1990. -384с.

2. Ашмарин И.П. Стукалов П.В. Нейрохимия М., 1996. - 470 с.

3. Бабминдра В. П. Структурная пластичность межнейронных синапсов.-Л., 1972.- 181с.

4. Бабминдра В.П., Брагина Т.А. Структурные основы межнейронной интеграции.- Л., 1982.- 164 с.

5. Голуб Д.М. Строение периферической нервной системы в эмбриогенезе человека. Атлас. Минск, 1962. 377 с.

6. Гришан ЬС.И. О возрастных особенностях строения верхнего шейного симпатического узла // Матер. 7-й науч. конф. по вопросам возрастной морфологии, физиологии, биохимии. М., 1965. С. 49-50.

7. Гусев Н.Б. Внутриклеточные Са-связывающие белки. Часть 1. Классификация и структура // Соровский образовательный журнал. -1998.-№5.-С. 2-9.

8. Жаботинский Ю.М. Нормальная и патологическая морфология вегетативных ганглиев. М., 1953. 292 с.

9. Западнюк И.П. Лабораторные животные. Разведение, содержание, использование в эксперименте. Киев, 1974. - 304 с.

10. Ю.Колосов Н.Г. Вегетативный узел. Л., 1972. 51 с.

11. Корзина М.Б. Анатомические и функциональные особенности звездчатого агнглия белой крысы в постнатальном онтогенезе. // Автореф. дисс. к.м.н. — Ярославль, 2009. — 28 с.

12. Корзина М.Б., Емануйлов А.И., Новаковская С.А., Арчакова Л.И., Маслюков П.М. Развитие нейронов звездчатого узла крыс, содержащих мембранные мускариновые и пуринорецепторы // Морфология. 2008. — Т. 134. - № 6. - С. 27-31.

13. Королева C.B., Ашмарин И.П. Нейропептид Y: многообразие и кажущаяся противоречивость функций. Анализ возможных опосредованных эффектов // Усп. физиол. наук. 2000. - Т. 31. - № 1. -С. 31-46.

14. Костина Т.Ф. Активность каудального брыжеечного, ганглия в, зависимости от приходящей к нему импульсации (возрастной аспект) // Нейрофизиология. 1971. - Т. 3. - № 5. - С. 533-541.

15. Кущ A.A., Ярыгин В.Н. Полиплоидия одноядерных и двуядерных нейронов в верхнем шейном узле кролика // Цитология. 1965. Т. 7. N 2. с. 228-233.

16. Лакин Г.Ф. Биометрия.- М.: Наука, 1980. 293 с.

17. Маслюков П.М. Связи нейронов звездчатого ганглия кошки с органами-мишенями в постнатальном онтогенезе // Российский физиологический журнал им. И.М.Сеченова. 2000. - Т. 86. - № 6. - С. 703-710.

18. Маслюков П.М., Ноздрачев А. Д. Ритмическая электрическая активность в ветвях звездчатого ганглия кошки в постнатальном онтогенезе // Рос. физиол. журн. им. И.М. Сеченова. 2006. - Т. 92. - № З.-С. 324-329.

19. Маслюков П.М., Ноздрачев А.Д., Timmermans J.-P. Возрастные особенности нейротрансмиттерного состава нейронов звездчатого узла. Рос. физиол. журн. им. И.М. Сеченова. 2006. Т. 92. - № 2. - С. 214-220.

20. Николлс Дж.Г., Мартин А.Р., Валлас Б.Дж., Фукс П.А. От нейрона к мозгу. М., 2003. - 672 с.

21. Ноздрачев А.Д. Кортикостероиды и симпатическая нервная система. Л., 1969. 172 с.

22. Ноздрачев А.Д. Анатомия кошки. Л., 1973. 232 с.

23. Ноздрачев А.Д. Вегетативная рефлекторная дуга. Л., 1978, - 232с.

24. Ноздрачев А.Д. Физиология вегетативной нервной системы. Л., 1983.-296с.

25. Ноздрачев А.Д. Химическая структура периферического автономного (висцерального) рефлекса // Успехи физиологических наук. 1996. - Т. 27. - № 2. - С. 28-60.

26. Ноздрачев А.Д., Маслюков П.М. Нейропептид У и автономная нервная система > // Журнал эволюционной биохимии и физиологии. — 2011. — Т. 47.-№2.-С. 105-112.

27. Ноздрачев А.Д., Фатеев М.М: Звездчатый ганглий: структура и функции.- СПб., 2002.- 239с.

28. Ноздрачев А.Д., Поляков E.JI. Анатомия крысы.- СПб., 2001.- 464с.

29. Ноздрачев А.Д., Поляков E.JL, Федин А.Н. Анатомия кролика.- СПб., 2009.- 353 с.

30. Ноздрачев А.Д., Фатеев М.М. Звездчатый ганглий. Структура и функции. СПб, 2002. - 239 с.

31. Ноздрачев А.Д., Чумасов Е.И. Периферическая нервная система. СПб, 1999.-281 с.

32. Ноздрачев А.Д., Янцев A.B. Автономная передача. СПб, 1995. - 283 с.

33. Поповиченко A.JI. К возрастной морфологии звездчатого узла. Автореф. дисс. канд. мед. наук. Караганда, 1960. - 20 с.

34. Скок В.И. Физиология вегетативных ганглиев.- Л., 1970.- 235с.

35. Скок В. И., Иванов А. Я. Естественная активность вегетативных ганглиев. Киев, 1989. 176с.

36. Тарасова О.С., Мартьянов A.A., Родионов И.М. Роль медиаторов в регуляции артериального давления // Природа, 2002. № 11, С. 21-27.

37. Тасбулатова Р.Д. К вопросу о возрастной морфологии верхнего шейного симпатического узла // Уч. записки анатомов, гистологов и эмбриологов республик Средней Азии и Казахстана.- Ташкент, 1966.-Вып. 2.- С. 66-68.

38. Черниговский В.Н. Интероцепторы. М., 1960. - 660 с.

39. Шаширина М.М. О структурной организации верхнего шейного симпатического узла кошки // Архив, анат., гистол. и эмбриол. 1963. — Т. 45.-С. 59-64.

40. Швалев В.Н., Сосунов^ А.А., Гуски Г. Морфологические основы иннервации^сердца. М., 1992. 368 с.

41. Шевелева B.C. Эволюция функции симпатических ганглиев в онтогенезе. Л., 1977. 438 с.

42. Щербин Ю.И. Амплитудные и частотные характеристики спонтанной активности симпатического нерва у нормотензивных крыс. Рос. физиол. журн. им. И.М.Сеченова. 90 (4): 437-446. 2004.

43. Ярыгин Н.Е., Ярыгин В.Н. Патологические и приспособительные изменения нейрона. М., 1973. 190 с.

44. Abrahamsson С. Neuropeptide Yl- and Y2-receptor-mediated cardiovascular effects in the anaesthetized guinea pig, rat, and rabbit // J. Cardiovasc. Pharmacol. 2000. V 36. P. 451-458.

45. Adrian E.D., Bronk D.W., Philips G. Discharges in mammalian sympathetic nerves // J. Physiol. 1932. - V. 74. - P. 115-133.

46. Anderson R.I., Morris J.L., Gibbins I.L. Neurochemical differentiation of functionally distinct populations of autonomic neurons // J. Сотр. Neurol. 2001. V. 429 P. 419-435.

47. Anderson R.L., Jobling P., Matthew S.E., Gibbins I.L. Development of convergent synaptic inputs to subpopulations of autonomic neurons // J. Сотр. Neurol. 2002. - V. 447. - P. 218-233.

48. Apostolova G, Dechant G. Development of neurotransmitter phenotypes in sympathetic neurons // Auton. Neurosci. 2009. - V. 151. — P. 30-38.

49. Armstrong A., Ryu Y.K., Chieco D., Kuruvilla R. Frizzled3 is required for neurogenesis and target innervation during sympathetic nervous system development // J. Neurosci. -2011. -V. 31. P. 2371-2381.

50. Baekey D.M., Dick Т.Е., Paton J.F. Pontomedullary transection attenuates central respiratory modulation of sympathetic discharge, heart rate and thebaroreceptor reflex in the in situ rat preparation // Exp Physiol. — 2008. — V. 93.-P. 803-816.

51. Baffi J., Gores.T., Slowik F., Horvath M., Lekka N., Pasztor E., Palkovits M. Neuropeptides in the human superior cervical ganglion // Brain Res. 1992 V. 570. P. 272-278.

52. Baker D.M., Santer R.M. Morphometric studies on pre- and paravertebral sympathetic neurons in-the rat: changes with age // Mech: Ageing Dev. -1988.-V. 42.-P. 139-145.

53. Balasubramaniam A. Neuropeptide Y family of hormones: receptor subtypes and antagonists // Peptides. 1997. V. 18. P. 445-457.

54. Barman S.M., Gebber G.L. Basis for synchronization of sympathetic and phrenic nerve discharges // Am. J. Physiol. 1976. - V. 231. - R1601-1607.

55. Barman S.M., Gebber G.L. Sympathetic nerve rhythm of brain stem origin // Am. J. Physiol. 1980. - V. 239. - R42-47.

56. Barman S.M., Gebber G.L. Rostral ventrolateral medullary and caudal medullary raphe neurons with activity correlated to the 10-Hz rhythm in sympathetic nerve discharge // J. Neurophysiol. 1992. - V. 68. - P. 15351547.

57. Barman S. M., Gebber G. L. Lateral tegmental field neurons play a permissive role in governing the 10-Hz rhythm in sympathetic nerve discharge // Am. J. Physiol. 1993. - V. 265. - R1006-R1013.

58. Barman S. M., Gebber G. L. Subgroups of rostral ventrolateral medullary and caudal medullary raphe neurons based on patterns of relationship to sympathetic nerve discharge and axonal projections // J. Neurophysiol. -1997.-V. 77.-P. 65-75.

59. Barman S.M., Gebber G.L. Role of ventrolateral medulla in generating the 10-Hz rhythm in sympathetic nerve discharge // Am. J. Physiol. Regul. Integr. Comp. Physiol. 2007. - V. 293. - R223-233.

60. Barman S.M., Kenney M.J. Methods of analysis and physiological relevance of rhythms in sympathetic nerve discharge // Clin. Exp. Pharmacol. Physiol.- 2007. V. 34. - P. 350-355.

61. Bell D., Allen A.R., Kelso E.J., Balasubramaniam A., McDermott B.J. Induction of hypertrophic responsiveness of cardiomyocytes to neuropeptide Y in response to pressure overload // J. Pharmacol. Exp. Ther. 2002. - V. 303.-P 581-591.

62. Bischoff A.- Michel M.C. Renaleffects of neuropeptide Y // Eur. J. Physiol.- 1998. Y. 435. - P. 443-453.

63. Black I.B. Regulation of autonomic development // Ann. Rev. Neurosci. -1978. V.l. - P.183-214.

64. Booth L.C., Bennet L., Guild S.J., Barrett C.J., May C.N., Gunn A.J., Malpas S.C. Maturation-related changes in the pattern of renal sympathetic nerve activity from fetal life to adulthood // Exp Physiol. — 2011. — V. 96. — P. 85-93.

65. Boczek-Funcke A., Dembowsky K., Habler H. J., Janig W., Michaelis M. Respiratory-related activity patterns in preganglionic neurones projecting into the cat cervical sympathetic trunk // J. Physiol. 1992. - V. 457. - P. 277-296.

66. Brown D.C., Gatter K.C. Ki67 protein: the immaculate deception? Histopathology. 2002. - V. 40. - P. 2-11.

67. Brown D.R., Brown L.V., Patwardhan A., Randall D.C. Sympathetic activity and blood pressure are tightly coupled at 0.4 Hz in conscious rats // Am. J. Physiol. 1994. -V. 267. - R1378-R1384.

68. Cane K.N., Anderson C.R. Generating diversity: Mechanisms regulating»the differentiation of autonomic neuron phenotypes // Auton. Neurosci. — 2009. -V. 151.-P. 17-29.

69. Castro F. de. Sympathetic ganglia normal and pathological. In: Cytology and, cellular pathology of nervous system. / Ed*. W. Penfield. Paul. B. Hoeber, New York, 1932. PI 317-379:

70. Choi J.H., Lee.C.H., Yoo K.Y., Hwang P.K., Lee I.S., Lee Y.L., Shin KG., Won M.H. Age-related changes in calbindin-D28k, parvalbumin, and calretinin immunoreactivity in the dog main olfactory bulb // Cell Mol. Neurobiol. 2010. - V. 30. - P. 1-12.

71. Cochard, P., Goldstein, M., Black, I.B. Initial development of the noradrenergic phenotype in autonomic neuroblasts of the rat embryo in vivo //Dev.Biol. 1979.-V. 71.-P. 109-114.

72. Davies A.M. Extracellular signals regulating sympathetic neuron survival and target innervation during development // Auton. Neurosci. 2009. - V. 151.-P. 39-45.

73. Douglas W.W., Ritchie J.M. The conduction of impulses through the superior cervical and accessory cervical ganglia of the rabbit. J. Physiol. (London). 1956.-V. 133.-P. 220-231.

74. Elfvin L.G. (Ed.) Autonomic Ganglia. Chichester, 1983. - 385 p.

75. Ernsberger, U. The development of postganglionic sympathetic neurons: coordinating neuronal differentiation and diversification // Auton. Neurosci.: Basic and Clin. 2001. - V. 94. - P. 1-13.

76. Ernsberger U., Rohrer H. Development of the cholinergic neurotransmitter phenotype in postganglionic sympathetic neurons // Cell Tissue Res. 1999. V. 297. P. 339-361.

77. Fioretto E.T., de Abreu R.N., Castro M.F., Guidi W.L., Ribeiro A.A. Macro-and microstructure of the superior cervical ganglion in dogs, cats and horses during maturation // Cells Tissues Organs. 2007. - V. 186. - P. 129-140.

78. Gabella G. Structure of the autonomic nervous system. London; New York, 1976. 214 p.

79. Gebber, G. L. Central determinants of sympathetic nerve discharge // In: Central Regulation of Autonomic Functions, pp 126-144. Eds. A. D. Loewy and K. M. Spyer. Oxford University Press. New York, 1990.

80. Gebber G.L., Barman S.M. Basis for 2-6 cycles/s rhythm in sympathetic nerve discharge // Am. J. Physiol. 1980. - V. 239. - R48-56.

81. Gebber G.L., Zhong S., Paitel Y. Bispectral analysis of complex patterns of sympathetic nerve discharge // Am. J. Physiol. 1996. - V. 271. - R1173-R1185.

82. Gebber G.L., Zhong S., Barman S.M., Paitel Y., Orer H.S. Differential relationships among the 10-hz rhythmic discharges of sympathetic nerves with different targets // Am. J. Physiol. 1994. - V. 267. - R387-R399.

83. Gibbins I.L., Jobling P., Morris J.L. Functional organization of peripheral vasomotor pathways // Acta Physiol. Scand. 2003. - V. 177. - P. 237-245.

84. Gilbey M.P. Sympathetic rhythms and nervous integration // Clin. Exp. Pharmacol. Physiol. 2007. - V. 34. - P. 356-361.

85. Glebova N.O., Ginty D.D. Heterogeneous requirement of NGF for sympathetic target innervation in vivo. J. Neurosci. — 2004. V. 24. — P. 743-751.

86. Goldhawk D.E., Meakin S.O., Verdi J.M. Subpopulations of rat B21 neuroblasts exhibit differential neurotrophin responsiveness during sympathetic development // Dev. Biol. 2000. V. 218. P. 367-377.

87. Gonsalvez D.G., Kerman I.A., McAllen R.M., Anderson C.R. Chemical coding for cardiovascular sympathetic preganglionic neurons in rats // J. Neurosci. 2010. - V. 30. - P. 11781 -11791.

88. Gootman P.M., Cohen M.I. Efferent splanchnic activity and systemic arterial pressure // Am. J. Physiol. 1970. - V. 219. - P. 897-903.

89. Gootman P.M., Cohen M.I. Sympathetic rhythms in spinal cats // J. Auton. Nerv. Syst. 1981. - V. 3. - P. 379-387.

90. Gootman P.M., Hundley B.W., Sica A.L. The presence of coherence in sympathetic and phrenic activities in a developing mammal // Acta Neurobiol. Exp. 1996 V. 56 N1 P. 137-145.

91. Grkovic I., Anderson C.R. Calbindin D28K-immunoreactivity identifies distinct subpopulations of sympathetic pre- and postganglionic neurons in the rat // J. Comp. Neurol. 1997. -V. 386. - P. 245-259.

92. Guild S.J., Barrett C.J., McBryde F.D., Van Vliet B.N., Head G.A., Burke S.L., Malpas S.C. Quantifying sympathetic nerve activity: problems, pitfalls and the need for standardization // Exp Physiol. 2010. - V. 95. - P. 41-50.

93. Guyenet P.G., Filtz T.M., Donaldson S.R. Role of excitatory amino acids in rat vagal and sympathetic baroreflexes // Brain Res. 1987. - V. 407. - P. 272-284.

94. Habler H.J., Janig W. Coordination of sympathetic and respiratory systems: neurophysiological experiments // Clin. Exp. Hypertens. 1995. - V. 17. - P. 223-235.

95. Haddad C., Armour J.A. Ontogeny of canine intrathoracic cardiac nervous system. I I Am. J. Physiol. 1991. - V. 261. - Pt2. - R 920-927.

96. Hansel D.E., Eipper B.A., Ronnett G.V. Neuropeptide Y functions as a neuroproliferative factor//Nature: 2001. - V. 410. - P. 940-944.

97. Heitler W.J. Practical tools for analysing rhythmic neural activity // J. Neurosci. Methods. 2009. - V. 185. - P. 151-164.

98. Hellstrom P.M. Mechanisms involved in colonic vasoconstriction and inhibition of motility induced by neuropeptide Y // Acta Physiol. Scand. -1987.-V. 129.-P. 549-556.

99. Hirst, G.D.S., McLachlan, E.M. Post-natal development of ganglia in the lower lumbar sympathetic chain of the rat // J. Physiol. 1984. - V. 349. -P. 119-134.

100. Hodges G.J., Jackson D.N., Mattar L., Johnson J.M., Shoemaker J.K. Neuropeptide Y and neurovascular control in skeletal muscle and skin // Am. J. Physiol. Regulatory Integrative Comp. Physiol. 2009. - V. 297. - P. 546555.

101. Hope B.T., Michael G.J., Knigge K.M., Vincent S.R. Neuronal NADPH-diaphorase is a nitric oxide synthase // Proc. Natl. Acad. Sci. -1991.-V. 88.-P. 2811-2814.

102. Hopkins, D.A., Gootman, P.M., Gootman, N., Armour, J.A. Anatomy of medullary and peripheral autonomic neurons innervating the neonatal porcine heart // J. Auton. Nerv. Syst. 1997. V. 64. P. 74-84.

103. Janig W. Integrative action of the autonomic nervous system: neurobiology of homeostasis. Cambridge, 2006 - 608 p.

104. Janssen B.J.A., Malpas S.C., Burke S.L., Head G.A. Frequency-dependent modulation of renal blood flow by renal nerve activity in conscious rabbits //Am. J. Physiol. 1997. - V. 273. - R. 597-R608.

105. Jobling P., Gibbins I.L. Electrophysiological and morphological diversity of mouse sympathetic neurons // J. Neurophysiol. 1999. - V. 82. -P. 2747-2764.

106. Kummer W., Fischer A., Kurkowski R., Heym C. The sensory and sympathetic innervation of guinea-pig lung and trachea as studied by< retrograde neuronal tracing and double-labeling immunohistochemistry // Neuroscience. 1992. - V. 49. - P. 715-737.

107. Leonard B.L., Navakatikyan М.А., Malpas S.C. Differential regulation of the oscillations in sympathetic nerve activity and renal blood flow following volume expansion // Auton. Neurosci. 2000. - V. 83. - P. 19-28.

108. Leong S.K., Wong W.C. An ultrastructural study of the stellate ganglion of the pigtailed monkey (Macacca nemestina) // J. Anat. 1989. V. 164. P. 1-18.

109. Li Y.W., Guyenet P.G. Effect of substance P on CI and other bulbospinal cells of the RVLM in neonatal rats // Am. J. Physiol. 1997. - V. 273. - R805-R813.

110. Lipski J., Merrill E.G. Electrophysiological demonstration of the projection from expiratory neurones in the rostral medulla to contralateral dorsal respiratory group // Brain Res. 1980. - V. 197. - P. 521-524.

111. Lipski J., Kanjhan R., Kruszewska B., Rong W.F. Properties of presympathetic neurones in the rostral ventrolateral medulla in the rat: an intracellular study in vivo // J. Physiol. 1996. - V. 490. - P. 729-744.

112. Liutkiene G., Stropus R., Pilmane M., Dabuzinskiene A. Age-related structural and neurochemical changes of the human superior cervical« ganglion // Ann. Anat. 2007. - V. 189. - P. 499—509:

113. Lundberg J.M., Franco-Cereceda A., Lou Y.P., Modin A., Pernow J. Differential release of classical transmitters and peptides // Adv. Second Messenger Phosphoprotein. Res. 1994. - V. 29. - P. 223-234.

114. Malpas S.C. A new model for the generation of sympathetic nerve activity // Clin. Exp. Pharmacol. Physiol. 1995. - V. 22. - P. 11-15.

115. Malpas, S.C. The rhythmicity of sympathetic nerve activity // Prog. Neurobiol. 1998. - V 56. - P. 65-96.

116. Malpas S.C. , Bendle R.D., Head G.A., Ricketts J.H. Frequency and amplitude of sympathetic discharges by baroreflexes during hypoxia in conscious rabbits // Am. J. Physiol. 1996. - V. 271. - H2563-H2574.

117. Masliukov P.M. Sympathetic neurons of the cat stellate ganglion in postnatal ontogenesis: morphometric analysis // Auton. Neurosci. 2001. -V. 89.-P. 48-53.

118. McDennott B.J., Millar B.C., Piper HiM. Cardiovascular, effects of neuropeptide Y: receptor interactions and cellular mechanisms // Cardiovasc. Res. 1993. - V. 27. - P. 893-905.

119. McLachlan E.M. The formation of synapses in mammalian sympathetic ganglia reinnervated with preganglionic or somatic nerve // J. Physiol. 1974. V. 237. P. 217-242.1311. McLachlan E.M. (Ed;) Autonomic Ganglia. Luxembourg, 1995. -471 p.

120. McLachlan E.M. Transmission of signals through sympathetic ganglia—modulation; integration or simply distribution? // Acta Physiol. Scand. 2003. -V. 177. - P. 227-235.

121. Meckler R.L., Weaver L.C. Characteristics of ongoing and reflex discharges of single splenic and: renal sympathetic postganglionic fibres in cats // J; Physiol. 1988. - V. 396; - P; 139-153.

122. Millar B.C., Schluter K.D., Zhou X.J., McDermott B.J., Piper H.M. Neuropeptide Y stimulates hypertrophy of adult ventricular cardiomyocytes // Am. L Physiol. Cell Physiol. 1994. - V. 266. - C1271-G1277.

123. Millhorn D.E. Neural respiratory and circulatory interaction during chemoreceptor stimulation and cooling of ventral medulla // J. Physiol. -1986.-V. 370.'-P. 217-231.

124. Moyer J.R., Furtak S.C., McGann J.P., Brown T.H. Aging-related changes in calcium-binding proteins in rat perirhinal cortex // Neurobiol. Aging. -2010.

125. Moreira T.S., Takakura A.C., Colombari E., Guyenet P.G. Central chemoreceptors and sympathetic vasomotor outflow // J. Physiol. 2006. — V. 577.-V. 369-386.

126. Morris J.L., Anderson R.L., Gibbins I.L. Neuropeptide Y imminoreactivity in cutaneous sympathetic and sensory neurons during development of the guinea pig // J. Comp. Neurol. 2001. - V. 437. - № 3. -P. 321-334.

127. Morris J.L., Gibbins I.L., Kadowitz P.J., Herzog H., Kreulen D.L., Toda N., Claing A. Roles of peptides and other substances in cotransmission from vascular autonomic and sensory neurons // Can. J. Physiol. Pharmacol. 1995. V. 73. P. 521-532.

128. Ninomiya I., Akiyama T., Nishiura N. Mechanism of cardiac-related synchronized cardiac sympathetic nerve activity in awake cats // Am. J. Physiol. 1990. - V. 259. - R499-506.

129. Orer H.S., Gebber G.L., Barman S.M. Role of serotonergic input to the ventrolateral medulla in expression of the 10-Hz sympathetic nerverhythm // Am. J. Physiol. Regul. Integr. Comp. Physiol. 2008. - V. 294. -R1435-1444.

130. Parker S.L., Balasubramaniam A. Neuropeptide Y Y2 receptor in health and disease // Br. J. Pharmacol. 2008: - V. 153. - P. 420-431.

131. Pilowsky P.M., Jiang C., Lipski J. An intracellular study of respiratory neurons in the rostral ventrolateral medulla of the rat and their relationship to catecholamine-containing neurons // J: Comp: Neurol. 1990. - V. 301. - P. 604-617.

132. Pilowsky P., Llewellyn-Smith I.J., Minson J., Chalmers J. Sympathetic preganglionic neurons in rabbit spinal cord that project to the stellate or the superior cervical ganglion // Brain Res. 1992. - V. 577. - P 181-188.

133. Protas L., Qu J., Robinson R.B. Neuropeptide y: neurotransmitter or trophic factor in the heart? News Physiol. Sci. 2003. - V. 18. - P. 181-185.

134. Ribeiro A.A.C.M., Davis C., Gabella G. Estimate of size and total number of neurons in superior cervical ganglion of rat, capybara and horse // Anat. Embryol. 2004. - V. 208. - P. 367-380.

135. Richardson R.J., Grkovic I., Anderson C.R. Immunohistochemical analysis of intracardiac ganglia of the rat heart // Cell Tissue Res. 2003. -V.314.-P. 337-350.

136. Richardson, R.J., Grkovic I., Allen* A.M., Anderson C.R. Separate neurochemical classes of sympathetic postganglionic neurons project to-the left ventricle of the rat heart // Cell Tissue Res. 2006 - V. 324. - P. 9-16:

137. Rubin E. Development-of the rat superior cervical ganglion: ganglion cell maturation // J. Neurosci. 1985. V. 5. P. 673-684.

138. Santer R.M., Symons D. Distribution of NADPH-diaphorase activity in rat» paravertebral', prevertebral and pelvic sympathetic ganglia // Cell Tissue Res. V. 271. P. 115-121.

139. Schlicker E., Kathmann M. Presynaptic neuropeptide receptors // Handb. Exp. Pharmacol. 2008. - V. 184. - P. 409-434.

140. Schütz- B, von Engelhardt J, Gördes M, Schäfer MK, Eiden LE, Monyer H, Weihe E. Sweat gland innervation is pioneered by sympathetic neurons expressing a cholinergic/noradrenergic co-phenotype in the1 mouse // Neuroscience. 2008 -V. 156. - P. 310-318.

141. Shepherd G. The synaptic organization of the brain. Oxford; 2004. -719 p.

142. Sica A.L., Siddiqi Z.A. Respiration-related features of sympathetic discharges in the developing-kitten // J. Auton. Nerv. Syst. 1993. - V. 44. -P. 77-84.

143. Sica A.L., Gootman P.M., Gootman N., Armour J.A. Neuronal activity of the stellate ganglia in neonatal swine // J. Auton. Nerv. Syst. -1994. v. 48.-P. 273-277.

144. Sica A.L., Ruggiero D.A., Zhao N., Gootman P:M. Developmental changes in heart rate variability during exposure to prolonged hypercapnia in piglets // Auton. Neurosci. 2002. - V. 100. - P. 41-49.

145. Sica A.L., Siddiqi Z.A., Gandhi4 M.R., Condermi G. Evidence for central pattering of sympathetic discharge in kittens // Brain Res. 1990. -V. 530-P. 349-352. •

146. Simons M.J., Pellionisz A.J. Genomics, morphogenesis and biophysics: triangulation of Purkinje cell development // Cerebellum. 2006. -V. 5.-P. 27-35.

147. Stauss H.M., Persson P.B., Johnson A.K., Kregel K.C. Frequency-response characteristics of autonomic nervous system function in conscious rats // Am. J. Physiol. 1997. - V. 273. - H786-H795.

148. Su C.K., Fan Y.P., Chen C.C., Chern Y. Supraspinal contribution to splanchnic sympathetic activity in neonatal mouse and rat brainstem-spinal cord in vitro // Auton. Neurosci. 2010. V. 156. - P. 51-59.

149. Sun M.K. Central neural organization and control of sympathetic nervous system in mammals // Prog. Neurobiol. 1995. - V. 47. - P. 157-233.

150. Takakura A.C., Colombari E., Menani J.V., Moreira T.S. Ventrolateral medulla mechanisms involved in cardiorespiratory responses to central chemoreceptor activation in rats. Am. J. Physiol. Regul. Integr. Comp. Physiol. 2011. - V. 300. - R501-510.

151. Teitelman, G., Baker, H., Joh, T.H., Reis, D.J. Appearance of catecholamine-synthesizing enzymes during development of rat sympathetic nervous system: possible role of tissue environment // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1979. V. 76. P. 509-513.

152. Uddman R., Tajti J., Sundler F., Cardell L.O. The presence of hemeoxygenase and biliverdin reductase in human cranial ganglia indicates arole for carbon monoxide in neural transmission // Neuro. Endocrinol. Lett. -2004. V. 25. - № 6. - P. 423-428.

153. Vidovic M., Hill C.E. Withdrawal of collaterals of sympathetic axons to the rat eye during postnatal' development: the role of function // J. Auton. Nerv. Syst. 1988. - V. 22. - P. 57-65.

154. Vidovic M., Hill C.E., Hendry I. A. Developmental time course of the sympathetic postganglionic innervation of the rat eye // Brain Res. 1987. -V. 429.-P. 133-138.

155. Voyvodic J.T. Peripheral target regulation of dendritic geometry in the rat superior cervical ganglion // J. Neurosci. 1989. - V. 9. - P. 1997-2010.

156. Weems W.A., Szurszewski J.H. An intracellular analysis of some intrinsic factors controlling neural output from inferior mesenteric ganglion of guinea pigs // J. Neurophysiol. 1978. - V. 41. - P. 305-321.

157. Wright L.L., Cunningham T.J., Smolen A.J. Developmental neuron death in the rat superior cervical sympathetic ganglion cell counts and ultrastructure // J. Neurocytol. 1983. V. 12, N 5. P. 727-738.

158. Xiang Z., Bo X., Burnstock G. P2X receptors immunoreactivity in the rat cochlea, vestibular ganglion and cochlear nucleus // Hear. Res. 1999. -V. 128.-P. 190-196.

159. Yano S., Tokumitsu H., Soderling T.R. Calcium promotes cell survival through CaM-K kinase activation of the protein-kinase-B pathway. Nature. 1998. - V. 396. - P. 584-587.

160. Yuan J., Kroemer G. Alternative cell death mechanisms in development and beyond. Genes Dev. 2010. - V. 24. - P. 2592-2602.

161. Zhong S., Barman S.M., Gebber G.L. Effects of brain stem lesions on 10-Hz and 2- to 6-Hz rhythms in sympathetic nerve discharge // Am. J. Physiol. 1992. - V. 262. - R1015-R1024.

Автореферат диссертации по медицине на тему Морфология краниального шейного узла и функциональные характеристики его нейронов в постнатальном онтогенезе крысы

Оглавление диссертации Коробкин, Александр Анатольевич :: 2011 :: Ярославль

Введение диссертации по теме "Анатомия человека", Коробкин, Александр Анатольевич, автореферат

Список использованной литературы по медицине, диссертация 2011 года, Коробкин, Александр Анатольевич

Похожие научные работы

Каталог диссертаций