Автореферат и диссертация по медицине (14.00.14) на тему:Изменение организации актиновых структур нормальных и трансформированных клеток на субстрате с ограниченной адгезивной поверхностью
- Ученая степень
- кандидата биологических наук
- ВАК РФ
- 14.00.14
Оглавление диссертации Харитонова, Маргарита Александровна :: 2003 :: Москва
ВВЕДЕНИЕ
Актуальность проблемы.
Цель и задачи работы.
Научная новизна и практическая значимость работы.
ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
Глава 1. Организация и функционирование цитоскелетных структур в фибробластоподобных и эпителиальных клетках.
1.1 .Организация и фукционирование цитоскелетных структур в фибробластоподобных клетках.
1.1.1 .Актиновый цитоскелет.
1.1,2.Система микротрубочек.
Ф 1.2.0собенности организации и функционирования цитоскелетных структур в эпителиальных клетках.
1.3. Влияние специфических агентов на организацию и функционирование цитоскелетных структур.
1.3.1. Влияние агентов, изменяющих структуру актинового цитоскелета.
1.3.2. Влияние агентов, изменяющих структуру системы микротрубочек.
Глава 2. Цитоскелетный контроль морфогенетических реакций.
2.1. Распластывание клетки.
2.2. Морфогенетические реакции в условиях ограничения адгезивной поверхности субстрата.
2.3. Эпителио-мезенхимальная трансформация клеток.
2.3.1. Эпителио-мезенхимальная трансформация, вызываемая действием скеттер-фактора.
2.3.2. Эпителио-мезенхимальная трансформация, вызываемая действием форболового эфира.
Глава 3. Влияние ras-трансформации на организацию цитоскелета. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ
Культуры клеток.
Культуральные субстраты.
Дифференциальная интерференционно-контрастная микроскопия.
Иммунофлуоресцентная микроскопия.
Количественный анализ морфологии клеток.
РЕЗУЛЬТАТЫ.
Глава 1. Механизм контроля длины у фибробластов М19 и отсутствие этого механизма у эпителиоцитов линий FBT и MDCK.
1.1. Морфология и морфометрические параметры фибробластов человека М19.
1.2. Морфология и морфометрические параметры эпителиоцитов линий MDCK и FBT.
Глава 2. Изменение морфологии и морфометрических параметров
9 фибробластов на разных стадиях распластывания.
Глава 3. Изменение морфологии и морфометрических параметров фибробластов при действии таксола.
Глава 4. Изменение морфологии и морфометрических параметров эпителиоцитов под действием агентов, вызывающих эпителио-мезенхимальную трансформацию.
4.1. Морфология и морфометрические параметры эпителиоцитов линии MDCK после обработки скетгер-фактором.
4.2. Морфология и морфометрические параметры контрольных и обработанных форболовым эфиром эпителиоцитов линии IAR2.
Глава 5. Изменение морфологии и морфометрических параметров фибробластов и эпителиоцитов при действии ингибитора Rho-киназы Y-27632.
5.1. Морфология и морфометрические параметры мышиных эмбриональных фибробластов после обработки Y-27632.
5.2. Морфология и морфометрические параметры эпителиоцитов линии IAR после обработки Y-27632.
Глава 6. Изменение морфологии и морфометрических параметров щ трансформированных фибробластов.
6.1. Морфология и морфометрические параметры фибробластов линий Rat2/5 и Rat2/5ras.
6.2. Морфология и морфометрические параметры фибробластов линий 10.3 и
10.3 ras.
ОБСУЖДЕНИЕ.
ВЫВОДЫ.
Введение диссертации по теме "Онкология", Харитонова, Маргарита Александровна, автореферат
Актуальность проблемы.
Одной из важнейших проблем современной онкологии является изучение изменения формы и подвижности клеток, ответственных за такие злокачественные свойства, как инвазия и метастазирование. Эта проблема неразрывно связана с изучением механизмов изменения цитоскелета и адгезивных структур нормальных клеток на субстрате, к поверхности которого прикреплены клетки.
Неоднородность молекулярной структуры разных участков поверхности внеклеточного матрикса обуславливает различия их адгезионных свойств и, соответственно, прочности прикрепления клеток к этим участкам матрикса. Адгезионные полосы на поверхности матрикса, т.е. линейные участки его поверхности с относительно более высокой адгезивиостыо для клеток, чем у соседних участков, могут способствовать ориентации клеток, их миграции в определенном направлении и регулировать эти процессы в эмбриогенезе, регенерации или инвазивном росте опухоли.
Культивирование клеток на специальных субстратах с узкими линейными адгезивными участками позволяет моделировать такие условия in vitro. Особый интерес представляет изучение прикрепления и распластывания клеток при культивировании на субстрате с адгезивными полосами, в частности -изменений морфометрических характеристик и лежащих в их основе цитоскелетных механимов. В связи с тем, что клетки разных морфологических типов имеют различную организацию цитоскелетных систем, возникает вопрос о разнице в их реакциях при культивировании на субстрате с адгезивными полосами.
Известно, что значительная реорганизация цитоскелета с изменением морфологических характеристик происходит при неопластической трансформации клетки, что играет важную роль в инвазии и метастазировании. В связи с этим большой интерес представляет сравнительный анализ морфологии нормальных и трансформированных фибробластов, культивируемых на субстрате с узкими адгезивными полосами. f Изменения в организации систем цитоскелета трансформированных клеток часто способствуют приобретению клетками поляризованного фенотипа. В связи с этим особый интерес представляет изучение морфологии и морфометрических характеристик эпителиоцитов при эпителио-мезенхимальном переходе, и наоборот, при приобретении фибробластами эпителиального фенотипа. Характерной чертой трансформированных клеток является снижение натяжения актин-миозииовой системы, поэтому представляется важным изучение морфологических характеристик клеток, обработанных соответствующими ингибиторами.
Культивирование нормальных и трансформированных фибробластов и эпителиоцитов на культуральных субстратах с адгезивными полосами в сочетании с обработкой клеток агентами, вызывающими реорганизацию цитоскелетных систем, позволяет выявлять новые детали в механизмах трансформации и инвазии.
Цель и задачи работы.
Целью настоящей диссертационной работы являлось изучение морфологии и морфометрических параметров нормальных мезенхимальных и эпителиальных клеток, а также мезенхимальных клеток, трансформированных онкогеном ras, в условиях культивирования на субстрате с узкими адгезивными полосами.
В соответствии с указанной целью были поставлены следующие экспериментальные задачи:
1. Изучить изменения морфологии и морфометрических параметров нормальных мезенхимальных и эпителиальных клеток, а также мезенхимальных клеток на разных стадиях распластывания в условиях культивирования на субстратах с узкими адгезивными полосами.
2. Изучить изменения морфологии и морфометрических параметров на обычном субстрате и на субстрате с адгезивными полосами эпителиопитов после действия агентов, вызывающих эпителио-мезенхимальиую трансформацию, а также фибробластов после приобретения ими эпителиального фенотипа.
9 3. Изучить действие ингибитора Rho-киназы Y-27632 на мезенхимальные и эпителиальные клетки на обычном субстрате и на субстрате с адгезивными полосами.
4. Изучить изменение морфологии и морфометрических параметров мехенхимальных клеток, экспрессирующих онкоген ras, на обычном культуральном субстрате и на субстрате с адгезивными полосами.
Научная новизна и практическая ценность работы.
Показано, что у нормальных фибробластов имеется механизм поддержания длины клетки при распластывании на узкой адгезивной полосе. Эпителиоциты, в отличие от фибробластов, лишены подобного механизма.
Впервые были изучены морфология и морфометрические параметры эпителиоцитов после воздействия форболового эфира и скеттер-фактора -• агентов, вызывающих эпителио-мезенхимальную трансформацию. В результате действия этих агентов эпителиоциты утрачивают кольцевой пучок актиновых микрофиламентов, приобретая черты поляризованного фенотипа, и в условиях распластывания на обычном культуральном субстрате и на адгезивной полосе их морфометрические параметры становятся как у фибробластов. При этом механизм контроля длины клетки частично или полностью восстанавливается. При действии таксола фибробласты приобретали черты эпителиального фенотипа, при этом их морфометрические параметры изменялись в сторону эпителиальных, а клетки утрачивали механизм контроля длины.
Впервые изучен механизм контроля длины клетки у фибробластов при распластывании на обычном субстрате и на адгезивной полосе. Показано, что на ранней стадии распластывания, в течение которой фибробласт имеет дисковидную форму, механизм поддержания длины не работает. Он начинает действовать, когда фибробласт приобретает вытянутую форму.
Изучено действие ингибитора Rho-киназы Y-27632 на фибробласты и эпителиоциты на обычном субстрате и на субстрате с адгезивными полосами. Показано, что действие Y-27632 на клетки двух разных морфологических типов во многом сходно: через четыре часа действия агента актиновые пучки в клетках начинают разбираться, появляются небольшие отростки, в которых присутствуют микротрубочки, при этом длина клеток возрастает. Через сутки культивирования с Y-27632 актиновый цитоскелет полностью разрушается, длина отростков увеличивается. На субстрате с адгезивными полосами длина и эпителиоцитов, и фибробластов значительно возрастает. При действии Y-27632 фибробласты утрачивают механизм контроля длины клетки.
Показано, что иммортализованные фибробласты, в отличие от нормальных фибробластов, не имеют механизма контроля длины: их длина на субстрате с адгезивными полосами увеличивается в полтора раза. Ras-трансфецированные аналоги, напротив, имеют одинаковую длину на обоих субстратах. По-видимому, такая разница вызвана особенностями организации актинового цитоскелета у иммортализованных фибробластов и их ras-трансфецированных аналогов.
Таким образом, показано, что механизм контроля длины не является характеристикой клеток определенного типа, но является характеристикой клеток определенного фенотипа, а именно поляризованных клеток с неповрежденным актиновым цитоскелетом.
Полученные данные выявляют ряд новых закономерностей в механизмах миграции клеток, которая происходит при опухолевой инвазии, а также при регенерационных процессах. Понимание этих закономерностей играет важную роль в клинической практике, а именно в борьбе с инвазией опухолевых клеток, а также при разработке различных типов искусственных внутритканевых протезов.
ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
Заключение диссертационного исследования на тему "Изменение организации актиновых структур нормальных и трансформированных клеток на субстрате с ограниченной адгезивной поверхностью"
выводы
1. Используя субстраты с узкими линейными адгезивными полосами было показано, что нормальные фибробласты обладают цитоскелетным механизмом контроля своей длины. В отличие от фибробластов, нормальные эпителиоциты не обладают подобным механизмом.
2. В процессе распластывания на адгезивной полосе у нормальных фибробластов в период 2-5.5 часов после посадки отсутствует механизм контроля длины клетки; он появляется начиная с 6.5 часов после посадки. Отсутствие механизма контроля длины в течение 2-5.5 часов после посадки может быть обусловлено наличием у фибробластов в этот период замкнутого или полуразобранного кольцевого пучка актиновых микрофиламентов.
3. Изменение общей организации актинового цитоскелета нормальных фибробластов (разрушение прямых пучков актиновых микрофиламентов и образование кольцевого пучка микрофиламентов) под действием таксола сопровождается утратой механизма контроля длины.
4. Изменение общей организации актинового цитоскелета нормальных эпителиоцитов (разрушение кольцевого пучка актиновых микрофиламентов и формирование прямых пучков) во время эпителио-мезенхимальной трансформации под действием скеттер-фактора и форболового эфира приводит к появлению механизма контроля длины.
5. Ослабление акгин-миозинового натяжения под действием ингибитора Rho-киназы Y-27632 приводит к значительному изменению морфологии нормальных фибробластов и эпителиоцитов как на обычном субстрате, так и на субстрате с адгезивными полосами, а также утрате механизма контроля длины нормальными фибробластами.
6. Ras-трансформированные фибробласты имеют механизм контроля длины клетки. Это может быть обусловлено расположением пучков актиновых микрофиламентов вдоль длинной оси клетки у гаэ-трансформированных фибробластов.
7. Полученные нами результаты свидетельствуют о том, что механизм контроля длины клетки не является характеристикой клеток определенного происхождения, а является характеристикой клеток с определенной организацией актинового цитоскелета.
Список использованной литературы по медицине, диссертация 2003 года, Харитонова, Маргарита Александровна
1. Альберте Б., Брей Д., Льюис Дж., Рэфф М., Роберте К., Уотсон Дж. Молекулярная биология клетки, изд. "Мир", 1994
2. Брагина Е.Е. Ультраструктура нормальных фибробластов на ранних стадиях распластывания в культуре. Цитология 17, 248-253, 1975
3. Гусев Н.Б. Движение немышечных клеток и организация актиновых филаментов. Соросовский образовательный журнал 7, 9-16, 2001
4. Копнин Б.П. Мишени действия онкогенов и опухолевых супрессоров: ключ к пониманию базовых механизмов канцерогенеза. Биохимия 65, 533, 2000
5. Левина Э.М., Васильев Ю.М. Цитоскелетные факторы определяют максимальную длину культивируемых фибробластов. Доклады Академии Наук 367, 831-833, 1999
6. Ровенский Ю.А., Васильев Ю.М. Морфогенетические реакции клеток и их нарушения при опухолевой трансформации. Канцерогенез, изд. "Научный мир", 2000
7. Светличная Н.И., Свиткина Т.М. Нарушение структуры эндоплазматического пласта микрофиламентов при опухолевой трансформации. Цитология 30, 976-972, 1988
8. Свиткина Т.М. Формирование эндоплазматического пласта микрофиламентов при распластывании фибробластов. Цитология 30, 861866, 1988
9. Свиткина Т.М., Каверина И.Н. Нарушения актинового цитоскелета в трансформированных эпителиальных клетках. Цитология 31, 1441-1446, 1989
10. Ahmed S., Lee J., Kozma R., Best A., Monfries C., Lim L. A novel functional target for tumor-promoting phorbol esters and lysophosphatidic acid. The p21rac-GTPase activating protein n-chimaerin. J. Biol. Chem. 268, 1070910712, 1993
11. Allen W.E., Zicha D., Ridley A.J., Jones G.E. A role for Cdc42 in macrophage chemotaxis. J. Cell Biol. 141, 1147-1157,1998
12. Amano M., Ito M., Kimura K., Fukata Y., Chihara K., Nakano Т., Matsuura Y., Kaibuchi K. Phosphorylation and activation of myosin by Rho-associated kinase (Rho-kinase). J. Biol. Chem. 271, 20246-20249, 1996
13. Andersen S.S. Spindle assembly and the art of regulating microtubule dynamics by MAPs and Stathmin/Opl8. Trends Cell Biol. 10, 261-267, 2000
14. Bacallao R., Antony C., Dotti C., Karsenti E., Stelzer E.H., Simons K. The subcellular organization of Madin-Darby canine kidney cells during the formation of a polarized epithelium. J. Cell Biol. 109, 2817-2832, 1989
15. Barbacid M. ras genes. Annu. Rev. Biochem. 56, 779-827, 1987
16. Bershadsky A.D, Vasiliev J.M. Cytoskeleton. Plenum Press, New York, 1988
17. Bershadsky A.D., Vaisberg E.A., Vasiliev J.M. Pseudopodial activity at the active edge of migrating fibroblast is decreased after drug-induced microtubule depolymerization. Cell Motil. Cytoskeleton 19, 152-158, 1991
18. Bershadsky A., Chausovsky A., Becker E., Lyubimova A., Geiger B. Involvement of microtubules in the control of adhesion-dependent signal transduction. Curr. Biol. 6, 1279-1289, 1996
19. Bhargava M., Joseph A., Knesel J., Halaban R., Li Y., Pang S., Goldberg I., Setter E., Donovan M.A., Zarnegar R., et al. Scatter factor and hepatocyte growth factor: activities, properties, and mechanism. Cell Growth Differ. 3, 11-20, 1992
20. Bishop A.L., Hall A. Rho GTPases and their effector proteins. Biochem. J., 348,241-255,2000
21. Borisy G.G., Svitkina T.M. Actin machinery: pushing the envelope. Curr. Opin. Cell Biol. 12, 104-112, 2000
22. Bos J.L. Ras gene mutations and human cancer. In Molecular Genetics in Cancer Diagnosis, ed. J.Cossman, Elsevier, Amsterdam, 273-287, 1990
23. Bouckson-Castaing V., Moudjou M., Ferguson D.J., Mucklow S., Belkaid Y., Milon G., Crocker P.R. Molecular characterisation of ninein, a new coiled-coil protein of the centrosome. J. Cell Sci. 109, 179-190, 1996
24. Brose N., Rosenmund C. Move over protein kinase C, you've got company: alternative cellular effectors of diacylglycerol and phorbol esters. J. Cell Sci. 115,4399-4411,2002
25. Brunette D.M. Spreading and orientation of epithelial cells on grooved substrata. Exp. Cell Res. 167,203-217, 1986
26. Burridge К. Crosstalk between Rac and Rho. Science 283, 2028-2029, 1999
27. Carley W.W., Barak L.S., Webb W.W. F-actin aggregates in transformed cells. J. Cell Biol. 90, 797-802, 1981
28. Carlier M.F. Control of actin dynamics. Curr. Opin. Cell Biol. 10,45-51, 1998
29. Carlier M.F., Pantaloni D. Control of actin dynamics in cell motility. J. Mol. Biol. 269,459-467, 1997
30. Carter S.B. Haptotaxis and the mechanism of cell motility. Nature 213, 256260, 1967
31. Castagna M. Phorbol esters as signal transducers and tumor promoters. Biol. Cell 59,3-13, 1987
32. Cereijido M., Robbins E.E., Dolan W.J., Rotunno C.A., Sabatini D.D. Polarized monolayers, formed by epithelial cells on a permeable and translucent support. J. Cell Biol. 77, 853-880, 1978
33. Clark P., Coles D., Peckham M. Preferential adhesion to and survival on patterned laminin organizes myogenesis in vitro. Exp. Cell Res. 230, 275-283, 1997
34. Clark P., Connolly P., Moores G.R. Cell guidance by micropatterned adhesiveness in vitro. J. Cell Sci.;103, 287-292, 1992
35. Compton D.A., Cleveland D.W. NuMA is required for the proper completion of mitosis. J. Cell Biol. 120,947-957, 1993
36. Conrad P.A., Nederlof M.A., Herman I.M., Taylor D.L. Correlated distribution of actin, myosin, and microtubules at the leading edge of migrating Swiss 3T3 fibroblasts. Cell Motil. Cytoskeleton 14, 527-543, 1989
37. Cowley S., Paterson H„ Kemp P., Marshall C.J. Activation of MAP kinase kinase is necessary and sufficient for PC 12 differentiation and for transformation ofNIH 3T3 cells. Cell 77, 841-852, 1994
38. Crespo P., Leon J. Ras proteins in the control of the cell cycle and cell differentiation. Cell Mol. Life Sci. 57, 1613-1636, 2000
39. Dalton B.A., McFarland C.D., Gengenbach T.R., Griesser H.J., Steele J.G. Polymer surface chemistry and bone cell migration. J. Biomater. Sci. Polym. 9,781-799, 1998
40. Damji A., Weston L., Brunette D.M. Directed confrontations between fibroblasts and epithelial cells on micromachined grooved substrata. Exp. Cell Res. 228, 114-124, 1996
41. Dang C.V. c-Myc target genes involved in cell growth, apoptosis, and metabolism. Mol. Cell Biol. 19, 1-11, 1999
42. Danowski B.A. Fibroblast contractility and actin organization are stimulated by microtubule inhibitors. J. Cell Sci., 93, 255-266, 1989
43. Danowski B.A., Harris A.K. Changes in fibroblast contractility, morphology, and adhesion in response to a phorbol ester tumor promoter. Exp. Cell Res. 177,47-59, 1988
44. Daub H., Gevaert K., Vandekerckhove J., Sobel A., Hall A. Rac/Cdc42 and p65PAK regulate the microtubule-destabilizing protein stathmin through phosphorylation at serine 16. J. Biol. Chem. 276, 1677-1680, 2001
45. De Brabander M., Geuens G., Nuydens R., Willebrords R., De Mey J. Taxol induces the assembly of free microtubules in living cells and blocks the organizing capacity of the centrosomes and kinetochores. Proc. Natl. Acad. Sci. US A 78,5608-5612, 1981
46. Denhardt D.T. Oncogene-initiated aberrant signaling engenders the metastatic phenotype: synergistic transcription factor interactions are targets for cancer therapy. Crit. Rev. Oncog. 7, 261-291, 1996
47. Derry W.B., Wilson L., Jordan M.A. Substoichiometric binding of taxol suppresses microtubule dynamics. Biochemistry 34,2203-2211, 1995
48. Dike L.E., Chen C.S., Mrksich M., Tien J., Whitesides G.M., Ingber D.E. Geometric control of switching between growth, apoptosis, and differentiationduring angiogenesis using micropatterned substrates. In Vitro Cell Dev. Biol. Anim. 35,441-448, 1999
49. Domnina L.V., Rovensky J.A., Vasiliev J.M., Gelfand I.M. Effect of microtubule-destroying drugs on the spreading and shape of cultured epithelial cells. J. Cell Sci. 74, 267-282, 1985
50. Dowrick P., Kenworthy P., McCann В., Warn R. Circular ruffle formation and closure lead to macropinocytosis in hepatocyte growth factor/scatter factor-treated cells. Eur. J. Cell Biol. 61,44-53, 1993
51. Dowrick P.G., Prescott A.R., Warn R.M. Scatter factor affects major changes in the cytoskeletal organization of epithelial cells. Cytokine 3, 299-310, 1991
52. Dowrick P.G., Warn R.M. The effects of scatter factor on the cytoskeletal organization of epithelial cells. Cancer Invest. 8, 675-683, 1990
53. Doxsey S.J., Stein P., Evans L., Calarco P.D., Kirschner M. Pericentrin, a highly conserved centrosome protein involved in microtubule organization. Cell 25,639-650, 1994
54. Dunn G.A., Brown A.F. Alignment of fibroblasts on grooved surfaces described by a simple geometric transformation. J. Cell Sci. 83,313-340, 1986
55. Dunn G.A., Heath J.P. A new hypothesis of contact guidance in tissue cells. Exp. Cell Res. 101, 1-14, 1976
56. Duttaroy A., Bourbeau D., Wang X.L., Wang E. Apoptosis rate can be accelerated or decelerated by overexpression or reduction of the level of elongation factor-1 alpha. Exp. Cell Res. 10, 168-176, 1998
57. Fath K.R., Burgess D.R. Membrane motility mediated by unconventional myosin. Curr. Opin. Cell Biol. 6, 131-135, 1994
58. Folkman J., Moskona A. Role of cell shape in growth control. Nature 273, 345-349, 1978
59. Frost J.A., Khokhlatchev A., Stippec S., White M.A., Cobb M.H. Differential effects of РАК 1-activating mutations reveal activity-dependent and -independent effects on cytoskeletal regulation. J. Biol. Chem. 273, 2819128198, 1998
60. Furlong R.A., Takehara Т., Taylor W.G., Nakamura Т., Rubin J.S. Comparison of biological and immunochemical properties indicates that scatter factor and hepatocyte growth factor are indistinguishable. J. Cell Sci. 100, 173-177, 1991
61. Ganiko L., Martins A.R., Espreafico E.M., Roque-Barreira M.C. Neutrophil haptotaxis induced by the lectin KM+. Glycoconj. J. 15, 527-530, 1998
62. Geiger В., Bershadsky A. Assembly and mechanosensory function of focal contacts. Curr. Opin. Cell Biol. 13, 584-592,2001
63. Giancotti F.G., Ruoslahti E. Integrin signaling. Science 285, 1028-1032, 1999
64. Gilbert Т., Le Bivic A., Quaroni A., Rodriguez-Boulan E. Microtubular organization and its involvement in the biogenetic pathways of plasma membrane proteins in Caco-2 intestinal epithelial cells. J. Cell Biol. 113, 275288,1991
65. Gille H., Sharrocks A.D., Shaw P.E. Phosphorylation of transcription factor p62TCF by MAP kinase stimulates ternary complex formation at c-fos promoter. Nature 358,414-417, 1992
66. Giordano S., Zhen Z., Medico E., Gaudino G., Galimi F., Comoglio P.M. Transfer of motogenic and invasive response to scatter factor/hepatocyte growth factor by transfection of human MET protooncogene. Proc. Natl. Acad. Sci. U S A 90, 649-653, 1993
67. Gloushankova N.A., Lyubimova A.V., Tint I.S., Feder H.H., Vasiliev J.M., Gelfand I.M. Role of the microtubular system in morphological organization of normal and oncogene-transfected epithelial cells. Proc. Natl. Acad. Sci. U S A 91, 8597-8601, 1994
68. Goessl A., Bowen-Pope D.F., Hoffman A.S. Control of shape and size of vascular smooth muscle cells in vitro by plasma lithography. J. Biomed. Mater. Res. 57, 15-24, 2001
69. Goldman R.D., Knipe D.M. Functions of cytoplasmic fibers in nonmuscle cell motility. Cold Spring Harbor Symp. Quant. Biol. 37, 523-534, 1973
70. Goldman Y.E. Wag the tail: structural dynamics of actomyosin. Cell 93, 1-4, 1998
71. Gotlieb A.I., May L.M., Subrahmanyan L., Kalnins V.I. Distribution of microtubule organizing centers in migrating sheets of endothelial cells. J. Cell Biol. 91,589-594, 1981
72. Gundersen G.G., Bulinski J.C. Selective stabilization of microtubules oriented toward the direction of cell migration. Proc. Natl. Acad. Sci. U S A 85, 59465950, 1988
73. Hall A. Ras-related GTPases and the cytoskeleton. Mol. Biol. Cell 3, 475-479, 1992
74. Coso O.A., Chiariello M., Yu J.C., Teramoto H., Crespo P., Xu N„ Miki Т., Gutkind J.S. The small GTP-binding proteins Racl and Cdc42 regulate the activity of the JNK/SAPK signaling pathway. Cell 81, 1137-1146, 1995
75. Hall A. Rho GTPases and the actin cytoskeleton. Science 279, 509-514, 1998
76. Harris A Behavior of cultured cells on substrata of variable adhesiveness. Exp. Cell. Res. 77,285-297, 1973
77. Hartwig J.H., Kwiatkowski D.J. Actin-binding proteins. Curr. Opin. Cell. Biol. 3, 87-97, 1991
78. Helin K.Regulation of cell proliferation by the E2F transcription factors. Curr. Opin. Genet. Dev. 8, 28-35, 1998
79. Heuer J.G., Li K., Kaufman T.C. The Drosophila homeotic target gene centrosomin (cnn) encodes a novel centrosomal protein with leucine zippers and maps to a genomic region required for midgut morphogenesis. Development 121,3861-3876,1995
80. Igawa Т., Kanda S., Kanetake H., Saitoh Y., Ichihara A., Tomita Y., Nakamura T. Hepatocyte growth factor is a potent mitogen for cultured rabbit renal tubular epithelial cells. Biochem. Biophys. Res. Commun. 174, 831-838, 1991
81. Ireland G.W., Dopping-Hepenstal P.J., O'Neill, C.H. Limitation of substratum size alters cytoskeletal organization and behaviour of Swiss 3T3 fibroblasts. Cell Biol. Int. Rep. 13, 781-790, 1989
82. Ishizaki Т., Uehata M., Tamechika I., Keel J., Nonomura K., Maekawa M., Narumiya S. Pharmacological properties of Y-27632, a specific inhibitor of rho-associated kinases. Mol. Pharmacol. 57, 976-983, 2000
83. Ivanova O.Y., Margolis L.B. The use of phospholipid film for shaping cell cultures. Nature 242, 200-201, 1973
84. Jay P.Y., Pham P.A., Wong S.A., Elson E.L. A mechanical function of myosin II in cell motility. J. Cell Sci. 108, 387-393, 1995
85. Karin M. The regulation of AP-1 activity by mitogen-activated protein kinases. J. Biol. Chem. 270, 16483-16486, 1995
86. Kaverina I., Rottner K., Small J.V. Targeting, capture, and stabilization of microtubules at early focal adhesions. J. Cell Biol. 142, 181-190, 1998
87. Kaverina I., Krylyshkina O., Small J.V. Microtubule targeting of substrate contacts promotes their relaxation and dissociation. J. Cell Biol. 146, 10331044, 1999
88. Kellie S., Holme T.C., Bissell M.J. Interaction of tumour promoters with epithelial cells in culture. An immunofluorescence study. Exp. Cell Res. 160, 259-274, 1985
89. Kerkhoff E., Rapp U.R. Cell cycle targets of Ras/Raf signalling. Oncogene 17, 1457-1462, 1998
90. Kinch M.S., Clark G.J., Der C.J., Burridge K. Tyrosine phosphorylation regulates the adhesions of ras-transformed breast epithelia. J. Cell Biol. 130, 461-471, 1995
91. Klebe R.J., Bentley K.L., Schoen R.C. Adhesive substrates for fibronectin. J. Cell Physiol. 109,481-488, 1981
92. Kozma R., Ahmed S., Best A., Lim L. The Ras-related protein Cdc42Hs and bradykinin promote formation of peripheral actin microspikes and filopodia in Swiss 3T3 fibroblasts. Mol. Cell Biol. 15, 1942-1952, 1995
93. Kozma R., Ahmed S., Best A., Lim L. The GTPase-activating protein n-chimaerin cooperates with Racl and Cdc42Hs to induce the formation of lamellipodia and filopodia. Mol. Cell Biol. 16, 5069-5080, 1996
94. Kraynov V.S., Chamberlain C., Bokoch G.M., Schwartz M.A., Slabaugh S., Hahn K.M. Localized Rac activation dynamics visualized in living cells. Science 290, 333-337, 2000
95. Krendel M., Zenke F.T., Bokoch G.M. Nucleotide exchange factor GEF-H1 mediates cross-talk between microtubules and the actin cytoskeleton. Nat. Cell Biol. 4,294-301,2002
96. Krendel M.F., Bonder E.M. Analysis of actin filament bundle dynamics during contact formation in live epithelial cells. Cell. Motil. Cytoskeleton 43, 296-309,1999
97. Kwiatkowski D. J. Functions of gelsolin: motility, signaling, apoptosis, cancer. Curr. Opin.Cell Biol. 11, 103-108, 1999
98. Lowry D.R., Willumsen B.M. Function and regulation of ras. Annu. Rev. Biochem. 62, 851-891, 1993
99. Machatkova M., Posposil Z. Biological characteristics of cell line derived from the respiratory tract of bovine foetus. Follia Biol. 21, 117-121, 1975
100. Machesky L.M., Hall A. Role of actin polymerization and adhesion to extracellular matrix in Rac- and Rho-induced cytoskeletal reorganization. J. Cell Biol. 138,913-926, 1997
101. Machesky L.M., Insall R.H. Scarl and the related Wiskott-Aldrich syndrome protein, WASP, regulate the actin cytoskeleton through the Arp2/3 complex. Curr. Biol. 8,1347-1356, 1998
102. Machesky L.M., Mullins R.D., Higgs H.N., Kaiser D.A., Blanchoin L., May R.C., Hall M.E., Pollard T.D. Scar, a WASp-related protein, activates nucleation of actin filaments by the Arp2/3 complex. Proc. Natl. Acad. Sci. U S A 96, 3739-374, 1999
103. Mackay D.J., Hall A. Rho GTPases. J. Biol. Chem. 273, 20685-20688, 1998
104. MacLeod K.T., Harding S.E. Effects of phorbol ester on contraction, intracellular pH and intracellular Ca2+ in isolated mammalian ventricular myocytes. J. Physiol. 444,481-498, 1991
105. Maekawa M., Ishizaki Т., Boku S., Watanabe N., Fujita A., Iwamatsu A., Obinata Т., Ohashi K., Mizuno K., Narumiya S. Signaling from Rho to the actin cytoskeleton through protein kinases ROCK and LIM-kinase. Science 285, 895-898, 1999
106. Magee Т., Marshall C. New insights into the interaction of Ras with the plasma membrane. Cell 98, 9-12, 1999
107. Manser E., Chong C., Zhao Z.S., Leung Т., Michael G., Hall C., Lim L. Molecular cloning of a new member of the p21-Cdc42/Rac-activated kinase (РАК) family. J. Biol. Chem. 270, 25070-25078, 1995
108. Manser E., Huang H.Y., Loo Т.Н., Chen X.Q., Dong J.M., Leung Т., Lim L. Expression of constitutively active alpha-PAK reveals effects of the kinase on actin and focal complexes. Mol. Cell. Biol. 17, 1129-1143, 1997
109. Marshall C.J. Specificity of receptor tyrosine kinase signaling: transient versus sustained extracellular signal-regulated kinase activation. Cell 80, 179-185, 1995
110. Matsui Т., Amano M., Yamamoto Т., Chihara K., Nakafuku M., Ito M., Nakano Т., Okawa K., Iwamatsu A., Kaibuchi K. Rho-associated kinase, a novel serine/threonine kinase, as a putative target for small GTP binding protein Rho. EMBO J. 15,2208-2216, 1996
111. Matsumoto K., Hashimoto K., Yoshikawa K., Nakamura T. Marked stimulation of growth and motility of human keratinocytes by hepatocyte growth factor. Exp. Cell Res. 196, 114-120, 1991
112. Matter К., Bucher К., Hauri H.P. Microtubule perturbation retards both the direct and the indirect apical pathway but does not affect sorting of plasma membrane proteins in intestinal epithelial cells (Caco-2). EMBO J. 9, 31633170, 1990
113. Mays R.W., Beck K.A., Nelson WJ. Organization and function of the cytoskeleton in polarized epithelial cells: a component of the protein sorting machinery. Curr. Opin. Cell Biol. 6, 16-24, 1994
114. McClatchey A.I., Saotome I., Mercer K., Crowley D., Gusella J.F., Bronson R.T., Jacks T. Mice heterozygous for a mutation at the Nf2 tumor suppressor locus develop a range of highly metastatic tumors. Genes Dev. 12, 1121-1133, 1998
115. McNally F.J. Modulation of microtubule dynamics during the cell cycle. Curr. Opin. Cell Biol. 8, 23-29, 1996
116. Michalopoulos G.K. Liver regeneration: molecular mechanisms of growth control. FASEB J. 4, 176-187, 1990
117. Miki H., Miura K., Takenawa T. N-WASP, a novel actin-depolymerizing protein, regulates the cortical cytoskeletal rearrangement in a PIP2-dependent manner downstream of tyrosine kinases. EMBO J. 15, 5326-5335, 1996
118. Miki H., Sasaki Т., Takai Y., Takenawa T. Induction of filopodium formation by a WASP-related actin-depolymerizing protein N-WASP. Nature 391, 9396, 1998
119. Mimori-Kiyosue Y., Shiina N., Tsukita S. Adenomatous polyposis coli (APC) protein moves along microtubules and concentrates at their growing ends in epithelial cells. J. Cell Biol. 148, 505-518, 2000
120. Minden A., Lin A., Claret F.X., Abo A., Karin M. Selective activation of the JNK signaling cascade and c-Jun transcriptional activity by the small GTPases Rac and Cdc42Hs. Cell 81, 1147-1157, 1995
121. Minett T.W., Tighe B.J., Lydon M.J., Rees D.A. Requirements for cell spreading on polyHEMA coated culture substrates. Cell Biol. Int. Rep. 8, 151159, 1984
122. Mironova L., Stobetsky V., Kruchkova G. New lines of diploid human cells. Voprosi Virusologii 5, 626-629, 1987
123. Mittnacht S. Control of pRB phosphorylation. Curr. Opin. Genet. Dev. 8, 2127, 1998
124. Moizhess T.G., Vasiliev J.M. Substrate-induced polarisation of cultured epitheliocytes and fibroblasts: non-reactivity of Ras-transformed cells. Cell Biol. Int. 25, 931-934,2001
125. Montesano R., Saint-Vincent L., Drevon C., Tomatis L. Production of epithelial and mesenchymal tumor with rat liver cells transformed in vitro. Int. J. Cancer 16, 550-558, 1975
126. Mullins R.D. How WASP-family proteins and the Arp2/3 complex convert intracellular signals into cytoskeletal structures. Curr. Opin. Cell Biol. 12, 9196, 2000
127. Mullins R.D., Heuser J.A., Pollard T.D. The interaction of Arp2/3 complex with actin: nucleation, high affinity pointed end capping, and formation of branching networks of filaments. Proc. Natl. Acad. Sci. U S A 95, 6181-6186, 1998
128. Nabi I.R. The polarization of the motile cell. J. Cell Sci. 112, 1803-1811, 1999
129. Naldini L., Vigna E., Narsimhan R.P, Gaudino G., Zarnegar R., Michalopoulos G.K., Comoglio P.M. Hepatocyte growth factor (HGF) stimulates the tyrosine kinase activity of the receptor encoded by the proto-oncogene c-MET. Oncogene 6, 501-504, 1991
130. Nathke I.S., Adams C.L., Polakis P., Sellin J.H., Nelson W.J. The adenomatous polyposis coli tumor suppressor protein localizes to plasma membrane sites involved in active cell migration. J. Cell Biol. 134, 165-179, 1996
131. Nishizuka Y. The role of protein kinase С in cell surface signal transduction and tumour promotion. Nature 308, 693-698, 1984
132. Nobes C.D., Hall A. Rho, rac and cdc42 GTPases: regulators of actin structures, cell adhesion and motility. Biochem. Soc. Trans. 23, 456-459, 1995
133. O'Neill C., Jordan P., Riddle P. Narrow linear strips of adhesive substratum are powerful inducers of both growth and total focal contact area. J. Cell Sci. 95, 577-586, 1990
134. Palazzo A.F., Cook T.A., Alberts A.S., Gundersen G.G. mDia mediates Rho-regulated formation and orientation of stable microtubules. Nat. Cell Biol. 3, 723-729,2001
135. Parekh H., Simpkins H. The transport and binding of taxol. Gen. Pharmacol. 29, 167-172, 1997
136. Pasquale E.B., Maher P.A., Singer S.J. Talin is phosphorylated on tyrosine in chicken embryo fibroblasts transformed by Rous sarcoma virus. Proc. Natl. Acad. Sci. U S A 83, 5507-5511, 1986
137. Perez F, Diamantopoulos G.S., Stalder R., Kreis Т.Е. CLIP-170 highlights growing microtubule ends in vivo. Cell 96, 517-527, 1999
138. Pletjushkina O.J., Ivanova O.J., Kaverina I.N., Vasiliev J.M. Taxol-treated fibroblasts acquire an epithelioid shape and a circular pattern of actin bundles. Exp. Cell Res. 212, 201-208,1994
139. Pletjushkina O.J., Rajfur Z., Pomorski P., Oliver T.N., Vasiliev J.M., Jacobson K.A. Induction of cortical oscillations in spreading cells by depolymerization of microtubules. Cell Motil. Cytoskeleton 48,235-244, 2001
140. Pollack R., Osborn M., Weber K. Patterns of organization of actin and myosin in normal and transformed cultured cells. Proc. Natl. Acad. Sci. U S A 72, 994-998, 1975
141. Prat M., Narsimhan R.P., Crepaldi Т., Nicotra M.R., Natali P.G., Comoglio P.M. The receptor encoded by the human c-MET oncogene is expressed in hepatocytes, epithelial cells and solid tumors. Int. J. Cancer 49, 323-328, 1991
142. Prescott A.R., Dowrick P.G., Warn R.M. Stable and slow-turning-over microtubules characterize the processes of motile epithelial cells treated with scatter factor. J. Cell Sci. 102, 103-112, 1992
143. Qui R.G., Chen J., McCormick F., Symons M. A role of Rho in Ras transformation. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 92,11781-11785, 1995
144. Ridley A.J., Comoglio P.M., Hall A. Regulation of scatter factor/hepatocyte growth factor responses by Ras, Rac, and Rho in MDCK cells. Mol. Cell. Biol. 15, 1110-1122, 1995
145. Ridley A.J., Hall A. The small GTP-binding protein rho regulates the assembly of focal adhesions and actin stress fibers in response to growth factors. Cell 70,389-399, 1992
146. Ridley A.J., Paterson H.F., Johnston C.L., Diekmann D., Hall A. The small GTP-binding protein rac regulates growth factor-induced membrane ruffling. Cell 70,401-410, 1992
147. Rinnerthaler G., Geiger В., Small J.V. Contact formation during fibroblast locomotion: involvement of membrane ruffles and microtubules. J. Cell Biol. 106, 747-760, 1988
148. Rodriguez Fernandez J.L., Geiger В., Salomon D., Ben-Ze'ev A. Suppression of vinculin expression by antisense transfection confers changes in cell morphology, motility, and anchorage-dependent growth of 3T3 cells. J. Cell Biol. 122, 1285-1294, 1993
149. Rodriguez-Boulan E., Nelson W.J. Morphogenesis of the polarized epithelial cell phenotype. Science 245, 718-725, 1989
150. Rodriguez-Boulan E., Powell S.K. Polarity of epithelial and neuronal cells. Annu. Rev. Cell Biol. 8, 395-427, 1992
151. Rosenbaum J.L., Moulder J.E., Ringo D.L. Flagellar elongation and shortening in Chlamydomonas: the use of cycloheximide and colchicine to study the synthesis and assembly of flagellar proteins. J. Cell Biol. 41, 600619, 1969
152. Rovensky Yu.A., Domnina L.V., Ivanova O.Yu., Vasiliev J.M. Responses of epithelial and fibroblast-like cells to discontinuous configuration of the culture substrate. Membr. Cell Biol. 14, 617-627, 2001
153. Rovensky Yu.A., Samoilov V.I. Morphogenetic response of cultured normal and transformed fibroblasts, and epitheliocytes, to a cylindrical substratum surface. Possible role for the actin filament bundle pattern. J. Cell Sci. 107, 1255-1263,1994
154. Rubin J.S., Osada H., Finch P.W., Taylor W.G., Rudikoff S., Aaronson S.A. Purification and characterization of a newly identified growth factor specific for epithelial cells. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 88, 415-419, 1989
155. Sanders L.C., Matsumura F., Bokoch G.M., de Lanerolle P. Inhibition of myosin light chain kinase by p21-activated kinase. Science 283, 2083-2085, 1999
156. Schiff P.B., Fant J., Horwitz S.B. Promotion of microtubule assembly in vitro by taxol. Nature 277, 665-667, 1979
157. Schiff P.B., Horwitz S.B. Taxol stabilizes microtubules in mouse fibroblast cells. Proc. Natl. Acad. Sci. U S A 77, 1561-1565, 1980
158. Schliwa M., Nakamura Т., Porter K.R., Euteneuer U. A tumor promoter induces rapid and coordinated reorganization of actin and vinculin in cultured cells. J. Cell Biol. 99, 1045-1059, 1984
159. Schroer T.A. Microtubules don and doff their caps: dynamic attachments at plus and minus ends. Curr. Opin. Cell Biol. 13, 92-96, 2001
160. Schuyler S.C., Pellman D. Microtubule "plus-end-tracking proteins": The end is just the beginning. Cell 105, 421-424, 2001
161. Sefiton B.M., Hunter Т., Ball E.H., Singer S.J. Vinculin: a cytoskeletal target of the transforming protein of Rous sarcoma virus. Cell 24, 165-174, 1981
162. Sharkey N.A., Leach K.L., Blumberg P.M. Competitive inhibition by diacylglycerol of specific phorbol ester binding. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 81,607-610, 1984
163. Shaw R.J., Paez J.G., Curto M., Yaktine A., Pruitt W.M., Saotome I., O'Bryan J.P., Gupta V., Ratner N., Der C.J., Jacks Т., McClatchey A.I. The Nf2 tumor suppressor, merlin, functions in Rac-dependent signaling. Dev. Cell 1, 63-72, 2001
164. Shields J.M., Pruitt K., McFall A., Shaub A., Der С J. Understanding Ras: 'it ain't over 'til it's over'. Trends Cell Biol. 10, 147-154, 2000
165. Soman N.P., Correra В Ruiz and G.Wogan. The TPR-MET oncogenic rearrngement is present and expressed in human gastric carcinoma and precursor lesions. Proc. Nat. Acad. Sci. USA 88, 4892-4896, 1991
166. Steffen W., Fajer E.A., Linck R.W. Centrosomal components immunologically related to tektins from ciliary and flagellar microtubules. J. Cell Sci. 107,2095-2105, 1994
167. Stoker M. Effect of scatter factor on motility of epithelial cells and fibroblasts. J. Cell Physiol. 139, 565-569, 1989
168. Stoker M., Perryman M. An epithelial scatter factor released by embryo fibroblasts. J. Cell Sci. 77,209-223, 1985
169. Svitkina T.M., Rovensky Y.A., Bershadsky A.D., Vasiliev J.M. Transverse pattern of microfilament bundles induced in epitheliocytes by cylindrical substrata. J. Cell Sci. 108, 735-745, 1995
170. Svitkina TM, Borisy GG. Arp2/3 complex and actin depolymerizing factor/cofilin in dendritic organization and treadmilling of actin filament array in lamellipodia. J. Cell Biol. 145, 1009-1026, 1999
171. Theriot J.A. Accelerating on a treadmill: ADF/cofilin promotes rapid actin filament turnover in the dynamic cytoskeleton, J. Cell Biol. 136, 1165-1168, 1997
172. Tsarfaty I., Resau J.H., Rulong S., Keydar I., Faletto D.L., Vande Woude G.F. The met proto-oncogene receptor and lumen formation. Science 257, 12581261, 1992
173. Van Aelst L., Barr M., Marcus S., Polverino A., Wigler M. Complex formation between RAS and RAF and other protein kinases. Proc. Natl. Acad. Sci. US A 90, 6213-6217, 1993
174. Vasiliev J.M., Gelfand I.M., Domnina L.V., Ivanova O.Y., Komm S.G., Olshevskaja L.V. Effect of colcemid on the locomotory behaviour of fibroblasts. J. Embryol. Exp. Morphol. 24, 625-640, 1970
175. Vasiliev J.M. Spreading of non-transformed and transformed cells. Biochim. Biophys. Acta 780, 21-65, 1985
176. Vasiliev J.M., Gelfand I.M. Membrane-induced segregation of motile and stable domains in cytoplasm: possible role in morphological differentiation of tissue cells. Cell Differ. 24, 75-81, 1988
177. Vasiliev J.M. Polarization of pseudopodial activities: cytoskeletal mechanisms. J. Cell Sci. 98, 1-4, 1991
178. Vojtek A.B., Hollenberg S.M., Cooper J.A. Mammalian Ras interacts directly with the serine/threonine kinase Raf. Cell 74, 205-214, 1993
179. Wadsworth P. Regional regulation of microtubule dynamics in polarized, motile cells. Cell Motil. Cytoskeleton 42,48-59, 1999
180. Wadsworth P., McGrail M. Interphase microtubule dynamics are cell type-specific. J. Cell Sci. 95,23-32, 1990
181. Walling E.A., Krafft G.A., Ware B.R. Actin assembly activity of cytochalasins and cytochalasin analogs assayed using fluorescence photobleaching recovery. Arch. Biochem. Biophys. 264, 321-332, 1988
182. Watanabe K., Nakagawa S., Nishida T. Chemotactic and haptotactic activities of fibronectin for cultured rabbit corneal epithelial cells. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 29,572-577, 1988
183. Waterman-Storer C.M., Salmon E. Positive feedback interactions between microtubule and actin dynamics during cell motility. Curr. Opin. Cell Biol. 11,61-67, 1999
184. Waterman-Storer C.M., Salmon W.C., Salmon E.D. Feedback interactions between cell-cell adherens junctions and cytoskeletal dynamics in newt lung epithelial cells. Mol. Biol. Cell 11, 2471-2483, 2000
185. Waterman-Storer C.M., Worthylake R.A., Liu B.P., Burridge K., Salmon'E.D. Microtubule growth activates Racl to promote lamellipodial protrusion in fibroblasts. Nat. Cell Biol. 1, 45-50, 1999
186. Watt F.M. Proliferation and terminal differentiation of human epidermal keratinocytes in culture. Biochem. Soc. Trans. 16, 666-668, 1988
187. Wehland J., Henkart M., Klausner R., Sandoval I.V. Role of microtubules in the distribution of the Golgi apparatus: effect of taxol and microinjected anti-alpha-tubulin antibodies. Proc. Natl. Acad. Sci. U S A 80, 4286-4290, 1983
188. Weidner K.M., Behrens J., Vandekerckhove J., Birchmeier W. Scatter factor: molecular characteristics and effect on the invasiveness of epithelial cells. J. Cell Biol. 111,2097-2108, 1990
189. Weiss P. Cellular dynamics. Review of Cytology 7, 391-423, 1959
190. Welch M.D., Mallavarapu A., Rosenblatt J., Mitchison T.J. Actin dynamics in vivo. Curr. Opin. Cell Biol. 9, 54-61, 1997
191. Wessels D., Soli D. R., Knecht D., Loomis W. F., De Lozanne A., Spudich J. Cell motility and chemotaxis in Dictyostelium amebae lacking myosin heavy chain. Dev. Biol. 128, 164-177, 1988
192. Winter D., Podtelejnikov A.V., Mann M., Li R. The complex containing actin-related proteins Arp2 and Arp3 is required for the motility and integrity of yeast actin patches. Curr. Biol. 7, 519-529, 1997
193. Winter D.C., Choe E.Y., Li R. Genetic dissection of the budding yeast Arp2/3 complex: a comparison of the in vivo and structural roles of individual subunits. Proc. Natl. Acad. Sci. U S A 96, 7288-7293, 1999
194. Wittmann Т., Waterman-Storer C.M. Cell motility: can Rho GTPases and microtubules point the way? J. Cell Sci. 114, 3795-3803, 2001
195. Zhao Z.S., Manser E., Chen X.Q., Chong C., Leung Т., Lim L. A conserved negative regulatory region in alphaPAK: inhibition of РАК kinases reveals their morphological roles downstream of Cdc42 and Racl. Mol. Cell Biol. 18, 2153-2163, 1998
196. Zondag G.C., Evers E.E., ten Klooster J.P., Janssen L., van der Kammen R.A., Collard J.G. Oncogenic Ras downregulates Rac activity, which leads to increased Rho activity and epithelial-mesenchymal transition. J. Cell Biol. 149, 775-782, 2000
197. Zumbrunn J., Kinoshita K., Hyman A.A., Nathke I.S. Binding of the adenomatous polyposis coli protein to microtubules increases microtubule stability and is regulated by GSK3 beta phosphorylation. Curr. Biol. 11, 4449, 2001