Обработка биологических протезов клапанов сердца эпоксисоединениями (экспериментальное исследование)

Маслевцов, Дмитрий Вадимович

Диссертации по медицине → Сердечно-сосудистая хирургия

Автореферат и диссертация по медицине (14.00.44) на тему:Обработка биологических протезов клапанов сердца эпоксисоединениями (экспериментальное исследование)

ДИССЕРТАЦИЯ

АВТОРЕФЕРАТ

Маслевцов, Дмитрий Вадимович Санкт-Петербург 2005 г.

Ученая степень: кандидата медицинских наук

ВАК РФ: 14.00.44

Автореферат диссертации по медицине на тему Обработка биологических протезов клапанов сердца эпоксисоединениями (экспериментальное исследование)

На правах рукописи

МАСЛЕВЦОВ Дмитрий Вадимович

ОБРАБОТКА БИОЛОГИЧЕСКИХ ПРОТЕЗОВ КЛАПАНОВ СЕРДЦА ЭПОКСИСОЕДИНЕНИЯМИ (ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНОЕ ИССЛЕДОВАНИЕ)

14.00.44 - сердечно-сосудистая хирургия

Автореферат диссертации на соискание ученой степени кандидата медицинских наук

Санкт-Петербург 2005

Работа выполнена на кафедре госпитальной хирургии №1 Государственного образовательного учреждения высшего профессионального образования «Санкт-Петербургский Государственный медицинский университет имени академика И.П. Павлова Федерального агентства по здравоохранению и социальному развитию»

Научный руководитель: доктор медицинских наук,

доцент Гавриленков Владимир Иванович

Официальные оппоненты: доктор медицинских наук,

профессор Лебедев Лев Валерьевич

доктор медицинских наук, профессор Хубулава Геннадий Григорьевич

Ведущее учреждение: Государственное образовательное учреждение дополнительного профессионального образования «Санкт-Петербургская медицинская академия последипломного образования Федерального агентства по здравоохранению и социальному развитию»

Защита диссертации состоится «_» ноября 2005 г. в_часов на

заседании диссертационного совета Д 208.090.05 при ГОУ ВПО «Санкт-Петербургский Государственный медицинский университет имени академика И.П. Павлова Федерального агентства по здравоохранению и социальному развитию» (197022, Санкт-Петербург, ул. Льва Толстого, 6/8)

С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке университета Автореферат разослан «_»_2005 г.

Ученый секретарь

диссертационного совета,

доктор медицинских наук, профессор

М.О. Мясникова

2.оо€- Ч 1370/

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность проблемы. Биологические протезы клапанов сердца, применяемые в клинической практике около сорока лет, в последние годы широко используются при коррекции клапанных пороков сердца, особенно в зарубежных клиниках (Edwards М.В., Taylor K.M., 1999; Bessler A., 2001).

Важнейшим этапом в изготовлении биологических протезов является структурная стабилизация ксеногенной ткани химическими агентами, способными образовывать прочные поперечные связи с молекулами коллагена (Малиновский H.H. и соавт., 1988; Барбараш Л.С. и соавт., 1994). Обработка ксеногенных клапанов проводится с целью получения биологической инертности их ткани (устранения иммуногенности и обеспечения устойчивости к ферментативному гидролизу). Начиная с 1967 года, преимущественно используется глютаровый альдегид (Carpentier A. et al., 1969). Данный химический агент обеспечивает стерильность биологической ткани и устойчивость ее к действию протеолитических ферментов (Малиновский H.H. и соавт, 1988; Шапошников А. Н., 1992; Fisher J. et al, 1987). Однако глютаральдегид ухудшает эластические свойства биологической ткани, снижает ее гидрофильность, провоцирует образование в ней центров дистрофической кальцификации (Журавлева И.Ю., 1995; Christie G.W., 1992; Hilbert S.L., et al., 1996; Taiman E.A., Boughner D.R., 2001). Изменения механических свойств биоткани вызывают ухудшение макробиомеханики биопротеза, образование деформаций преимущественно в области комиссур (особенно при наличии стента), что также провоцирует развитие локусов тканевой дегенерации и кальцификации (Thubrikar M.J. et al., 1982, 1983; Sabbah H.N. et al., 1986). Свободные остатки глютаральдегида, оказывая цитотоксическое воздействие на окружающие ткани больного, усугубляют дистрофическую кальцификацию (Speer D.P., et al, 1980; Grobe A.C., et al, 2000), задерживают процесс «вживления» и эндотелизации биопротеза (Thriene G. et al., 2002).

Разработка антикальцификационной защиты, совершенствование дизайна и технологии изготовления не решили в полной мере проблемы ограниченной износоустойчивости биопротезов, обработанных глютаральдегидом (Herijgers P., et al, 1999; Cunanan С.М., et al, 2001; Flameng W., et al, 2001 ; Melina G., et al, 2001 ; Shargall Y., et al, 2001).

В настоящее время продолжается поиск новых стабилизаторов биотканей, лишенных многих недостатков глютарового альдегида. Альтернативными стабилизаторами биотканей являются химические агенты из класса эпоксисоединений, вещества растительного (генипин) и бактериального (реутерин) происхождения и карбодиимины (Барбараш JÏ.C. и соавт., 1994; Girardot J.M., Girardot M.N., 1996; Sung H.W., et al., 1998; Chen C.N., et al., 2002). Также для обработки биоклапанов применяется новый метод фотофиксации (Westaby S. et al., 1999).

Наиболее перспективными химическими агентами являются эпоксисоединения, обладающие низкой цитотоксичностью и выраженным антикальцификационным эффектом (Шапошников А. Н., 1992; Журавлева И.Ю., 1995; Imamura Е., et al., 1989; Lohre J.M., et al, 1992). Ксеноклапаны, обработанные эпоксидами, показали в экспериментах in vivo и ex vivo высокие гемодинамические характеристики (Sung H.W. et al., 1993, 1994) и в последние годы все шире применяются в клинической практике (Семеновский М.Л., Соколов В.В., 2001; Караськов A.M. и соавт., 2002; Барбараш JI.C. и соавт., 2003).

Однако многие вопросы технологии структурной стабилизации, стерилизации и консервации биотканей эпоксисоединениями, в том числе и ксеноаортальных протезов, остаются не решенными, а свойства таких тканей изучены недостаточно. В частности, продолжаются дискуссии относительно выбора рН растворов эпоксисоединений для обработки биотканей (Sung H.W., et al., 1996; Levy R.J., Lerner E„ 1997; Ни C.B., et al., 1999). Практически не исследовано влияние рН раствора эпоксидов на механические характеристики ткани биопротезов.

Недостаточно изучено влияние физических факторов (внутриаортального давления, потока, положения створок, градиента давления на створках, режимов дубления и др.) на степень стабилизации и механические свойства ткани биоклапанов в процессе их обработки (Imamura Е., et al, 1982; Christie G.W., 1992; Vesely I., et al, 1993; Duncan A.C., et al, 1996, 1997).

В литературе ограниченно отражен вопрос о бактерицидном эффекте эпоксисоединений, изменении механических свойств биопротезов в процессе их хранения (Шапошников А.Н., 1992; Chan-Myers Н.В., et al, 1992; Vincentelli A., et al, 1998).

Таким образом, недостатки существующих методик обработки и хранения биопротезов явились поводом для поиска новых консервантов и

комплексного изучения влияния физико-химических и физических факторов на процесс дубления ткани эпоксидами и ее механические характеристики.

Цель исследования. Экспериментально разработать оптимальные условия проведения структурной стабилизации, стерилизации и консервации ксеноаортальных протезов эпоксисоединениями, применение которых позволит улучшить результаты хирургического лечения больных с клапанными пороками сердца. Задачи исследования:

1. Изучить влияние концентрации диглицидилового эфира этиленгликоля и его смесей с моноглицидиловым эфиром этиленгликоля на скорость, степень фиксации и стабилизации ткани створок, и их механические характеристики.

2. Изучить влияние рН дубящего раствора эпоксидов на скорость, степень фиксации и стабилизации ткани створок, и их механические характеристики.

3. Изучить влияние стационарного и динамического режима дубления ксеноклапанов эпоксидами на скорость, степень фиксации и стабилизации ткани створок, и их механические характеристики.

4. Изучить антибактериальные свойства диглицидилового и моноглицидилового эфира этиленгликоля в зависимости от их концентрации, а также состава их смеси относительно растворов альдегидов и диоксидина.

5. Провести антибактериальный контроль эффективности консервации биопротезов эпоксисоединениями и диоксидином.

6. Изучить влияние растворов диоксидина на механические характеристики и ферментативную устойчивость обработанной ткани биопротезов после их длительного хранения.

Научная новизна и практическая значимость работы. Исследовано влияние концентрации и типа эпоксисоединения, рН их растворов и физических факторов на изменения эластических характеристик ткани ксеноаортальных клапанов, а также проведен сравнительный анализ эластических свойств створок этих клапанов, обработанных глютаральдегидом и эпоксисоединениями.

Проведена комплексная оценка влияния физико-химических и физических факторов на процесс фиксации и стабилизации ткани ксеноаортальных клапанов эпоксисоединениями.

Изучена антибактериальная активность эпоксисоединений в зависимости от концентрации, типа соединения и состава смеси. Доказана возможность использования смеси моно- и диэпоксида для стерилизации ксеноаортальных протезов.

Проведено комплексное исследование возможности использования диоксидина в качестве нового консерванта для хранения биопротезов взамен традиционно используемых растворов стабилизирующих веществ.

Разработанная методика структурной стабилизации, стерилизации и консервации может быть использована при изготовлении ксеноаортальных протезов для клинической апробации.

Основные положения, выносимые на защиту:

1. Максимальная степень структурной стабильности ткани может быть достигнута малыми концентрациями эпоксисоединений при оптимальной комбинации физико-химических и физических условий обработки ксеноаортальных клапанов.

2. Обработка ксеноаортальных клапанов в динамическом режиме при виутриаортальном давлении не более 25 — 30 мм рт. ст. смесью моно- и диглицидилового эфира этиленгликоля в малых концентрациях позволяет максимально сохранить эластические свойства ткани створок и достигнуть ее удовлетворительной устойчивости к ферментативному гидролизу.

3. Эпоксисоединения по сравнению с глютаральдегидом при обработке ксеноклапанов обеспечивают большую растяжимость и меньшую жесткость ткани их створок.

4. Бактерицидный эффект моноглицидилового эфира этиленгликоля превосходит бактерицидный эффект диглицидилового эфира этиленгликоля. Смесь этих соединений обладает выраженной антибактериальной активностью, сравнимой с растворами альдегидов в общепринятых концентрациях, и может применяться для стерилизации ксеноаортальных протезов.

5. Растворы диоксидина являются приемлемым консервантом для хранения биопротезов, поскольку сохраняют их стерильность в течение не менее одного года, не оказывают существенного влияния на механические характеристики их ткани и ее устойчивость к ферментативному гидролизу, достигнутую на этапе обработки эпоксисоединениями.

Апробация и реализация работы. Основные положения диссертации доложены и обсуждены на IV, V, VI и VII Всероссийских

съездах сердечно-сосудистых хирургов (Москва 1998, 1999, 2000 и 2001 гг.), третьей ежегодной сессии НЦССХ им. А.Н. Бакулева РАМН (Москва 1999 г.). Разработанные оптимальные условия обработки ткани створок реализованы в технологии динамического дубления ксеноклапанов, стерилизации и хранения биопротезов на кафедре госпитальной хирургии № 1 ГОУ ВПО СПбГМУ им. акад. И.П. Павлова Росздрава (197022, Санкт-Петербург, ул. Л.Толстого, 6/8). Результаты диссертационной работы внедрены в исследования механических характеристик биологических тканей на кафедре_прикладной механики и инженерной -графики СПбГЭТУ «ЛЭТИ» им. В.И. Ульянова (Ленина) (197376, Санкт-Петербург, ул. проф. Попова, 5) и на кафедре хирургических болезней №2 ГОУ ВПО СПбГМА им. И. И. Мечникова Росздрава (195067, Санкт-Петербург, Пискаревский пр., 47). Основные научные положения диссертации используются в лекциях и практических занятиях со студентами на кафедре госпитальной хирургии № 1 ГОУ ВПО СПбГМУ им. акад. И.П. Павлова Росздрава (197022, Санкт-Петербург, ул. Л.Толстого, 6/8).

Публикации и изобретательская деятельность. По теме диссертации опубликовано 9 научных работ, включая 3 журнальные статьи и один патент.

Объем и структура работы. Диссертация состоит из введения, 5 глав, обсуждения, выводов, практических рекомендаций и списка литературы. Работа изложена на 125 страницах машинописного текста, содержит 26 таблиц и 19 рисунков. Список литературы включает 27 отечественных и 175 зарубежных источников.

СОДЕРЖАНИЕ РАБОТЫ

Материалы и методы исследования.

Для исследования влияния различных условий на процесс дубления ксеноклапанов была проведена оценка степени стабилизации и фиксации ткани 180 створок, обработанных эпоксисоединениями при разных физико-химических и физических условиях, и 8 контрольных створок, стабилизированных глютаральдегидом. При этом из каждого корня аорты вырезалась одна нативная створка (всего 94 образца), которая в дальнейшем была использована в качестве контроля для двух других дубленых створок этого же клапана. Всего было исследовано 282 створки, полученные от 94 ксеногенных корней аорты.

Для определения влияния различных факторов на изменение механических свойств ткани ксеноклапанов при их дублении были исследованы механические характеристики 181 створки, обработанной эпоксисоединениями при разных физико-химических и физических условиях, а также 14 контрольных створок, стабилизированных глютаральдегидом, и 25 контрольных нативных образцов. Всего было исследовано 220 ксеноаортальных створок.

Антибактериальная активность ди- и моноглицидилового эфира этиленгликоля в концентрации от 1 до 5%, а также их смеси в концентрации 2 и 3% была исследована относительно контрольных растворов 0,625% глютаральдегида, 4% формальдегида и 0,5% диоксидина (ДО). В проведенном микробиологическом исследовании применяли в разных концентрациях бактериальные культуры S. aureus (АТСС 25923), Е. coli (АТСС 25922), P. aeruginosa (АТСС 27853). Двумя методами были исследованы 13 опытных растворов с использованием 169 микробиологических посевов.

С целью микробиологического контроля эффективности хранения ксеноклапанов были заготовлены 6 свиных корней аорты, обработанных и консервированных смесью моно- и диэпоксида в концентрации 2%, а также консервированных 0,5% и 1% растворами диоксидина. Микробиологический контроль эффективности консервантов оценивался по результатам 24 посевов консервирующего раствора и кусочков ткани аорты на различные среды (для выявления аэробных, анаэробных бактерий и грибов).

Для оценки влияния типа консерванта на сохранение степени стабилизации и механических свойств ткани ксеноклапанов были повторно исследованы их створки после одного года хранения. Клапаны обрабатывались 5% диэпоксидом, смесью моно- и диэпоксида в концентрации 2% и хранились в тех же растворах эпоксидов, а также в 0,5% и 1% растворе диоксидина. В качестве контрольных групп были исследованы створки, стабилизированные и консервированные раствором 0,625% глютаральдегида, а также створки биопротезов «Кемкор» и «АБ-МоноКемерово» Кемеровского кардиоцентра.

Для оценки степени фиксации и стабилизации ксеноткани лиофилизированные и взвешенные образцы створок обрабатывали коллагеназой (КФ 3.4.24.3) из Clostridium histolyticum (Fluka) в концентрации 0,2 мг/мл с активностью около 1 U/мг и инкубировали в

общем объеме 1,5 мл в вероналовом буфере (0,05 М, рН 7,4) в течение 24 часов при температуре 37 С0.

Для определения степени фиксации ткани использовали нингидриновую реакцию надосадочной жидкости после гидролиза обработанных и нативных образцов. Оптическую плотность раствора определяли спектрофотометрически при длине волны 750 нм. По разнице экстинкции нативных (Exmi,v) и фиксированных (Exflx) образцов одного корня аорты рассчитывали индекс фиксации (FI) ксеноаортальной ткани по формуле: FI = (Exnatlv - Ех^/Ех^ х 100% (Sung H.W. et al., 1996). Индекс FT отражал количество защищенных боковых цепей лизина и гидроксилизина коллагена фиксированной ткани, то есть характеризовал общее количество связей стабилизатора с молекулами коллагена.

Для определения степени стабилизации ксеноткани использовали весовой анализ (Шапошников А.Н., 1992). Образцы створок отмывали, лиофилизировали и взвешивали дважды - до и после обработки коллагеназой. По разнице потерь массы нативных (Amnatlv) и стабилизированных (Amstab) образцов рассчитывали индекс стабилизации по формуле: ST = (Amnahv -Amstab)/ Amnatlv х 100%. Рассчитанный таким образом индекс SI отражал плотность поперечных сшивок молекул коллагена стабилизатором.

Для исследования механических характеристик ткани ксеноклапанов окружные и радиальные образцы их створок, вырезанные в виде полосок, подвергали одноосным одиночным и циклическим растяжениям. Одиночные растяжения производили в диапазоне возрастающих нагрузок от 0 до 150 г с постоянной скоростью 2 мм/мин. По кривой зависимости напряжения от деформации определяли растяжимость образца, численно равную продолжительности фазы низкого модуля (Lee J.M., 1984) и отражающую способность створки к высокоэластической деформации (Vesely I., 1993). Касательный модуль упругости, характеризующий жесткость ткани, определяли по трем участкам кривой деформирования: Е, - в фазе низкого модуля, Е2 - в физиологическом диапазоне напряжений около 0,3 МПа (Lee J.M., 1984), Е3 - в диапазоне напряжений, превышающих физиологические (0,4 - 0,6 МПа).

Оценку прочностных и вязко-упругих свойств ткани проводили путем определения ползучести образцов в процессе их циклических нагружений, превышающих физиологический диапазон.

Антибактериальная активность эпоксисоединений, альдегидов и диоксидина была исследована двумя методами. Первый метод заключался в нанесении по 0,1 мл опытных и контрольных растворов в пределах маркированной зоны на микробный газон культуры (S.aureus АТСС 25923, E.coli АТСС 25922, P.aeruginosa АТСС 27853). Инкубацию проводили в течение 24 часов при 37°С. Антибактериальное действие исследуемого раствора оценивали по результатам роста микробной культуры в пределах маркированной зоны. При отсутствии роста колоний (-) результат оценивался как эффективный, при росте единичных колоний (-/+) - как умеренно эффективный, при сплошном росте (+) - как неэффективный.

При втором методе те же микробные культуры разводили исследуемым опытным или контрольным раствором до концентрации 102 и 108 КОЕ/мл и затем инкубировали в течение 24 часов при 37°С. Антибактериальное действие исследуемых растворов оценивали по результатам контрольных высевов их на питательную среду (кровяной агар).

Статистический анализ проводился с использованием статистической программы SPSS методом описательной статистики, сравнения выборок с помощью параметрических (t-тест) и непараметрических критериев (Вилкоксона-Манна-Уитни). Для определения влияния одного или нескольких факторов проводился дисперсионный анализ и апостериорные тесты Tukey, Dunnett t и Dunnett ТЗ.

Результаты исследования влияния физико-химических и физических факторов на фиксацию и стабилизацию ткани ксеноклапанов.

По данным многофакторного дисперсионного анализа наибольшее влияние на степень фиксации (F=l 11,19; р<0,001) и стабилизации (F=50,12; р<0,001) биоматериала оказывала концентрация диэпоксида. С увеличением концентрации диэпоксида в дубящем растворе с 1 до 5% возрастала степень фиксации и стабилизации ткани соответственно на 17% и 12%. Это было обусловлено увеличением общего количества поперечных сшивок коллагена (Шапошников А.Н., 1992; Tu R., et al., 1993; Sung H.W., et al„ 1996).

Добавление моноэпоксида в дубящий раствор не только увеличивало степень фиксации ткани (F = 72,65, р<0,001), но также

повышало устойчивость дубленой ткани к ферментативному гидролизу (F = 22,39; р<0,001) по сравнению с образцами, стабилизированными растворами диэпоксида в той же концентрации. При этом также достоверно (р<0,001) ускорялся процесс дубления ткани. Максимальные значения индексов фиксации и стабилизации ткани створок при дублении их в смеси эпоксидов достигались уже на 2 сутки, а при использовании 2% ДЭ только на 4 - 5 сутки обработки. Дубление створок в смеси 3%ДЭ + 3%МЭ позволило достигнуть высокой степени стабилизации образцов, сравнимой с обработкой 0,625% раствором глютаральдегида (р= 0,43).

Исследование влияния рН дубящего раствора показало, что обработка створок в средне щелочных (рН 10,2) растворах относительно нейтральных (рН 7,4) позволяет повысить общее количество связей эпоксидов с молекулами коллагена их ткани (р = 0,01 - 0,04). Однако достоверных различий в степени стабилизации (ферментативной устойчивости) между створками, обработанными в щелочном (рН 9,0 и 10,2) и нейтральном (рН 7,4) растворе 1 - 5% диэпоксида, и смеси моно- и диэпоксида в концентрации от 1 до 3% выявлено не было (р>0,05).

Эта закономерность также была подтверждена многофакторным дисперсионным анализом, показавшим, что рН дубящего раствора повышает только степень фиксации створок (F=57,23; р <0,001) и не влияет на устойчивость ткани к ферментативному гидролизу (F=0,87; р=0,36). Также при анализе динамики дубления ксеноаортальных створок было выявлено, что обработка их в щелочных растворах приводила к ускорению процесса образования связей эпоксидов с коллагеном (р<0,001).

Обработка корней аорты в стационарном режиме при «большом» объеме раствора по сравнению с «малым» объемом достоверно увеличивало FI и SI ткани створок соответственно на 10% (р<0,001) и 7% (р=0,001). При использовании динамического режима дубления степень фиксации и стабилизации ткани также достоверно увеличилась соответственно на 3% (р=0,01) и 9% (р<0,001) относительно образцов, обработанных в стационарном режиме при большом объеме дубящего раствора. Механизм данного явления, по-видимому, связан с тем, что динамический режим дубления улучшает проникновение дубящего агента в ткань и повышает доступность реакционноспособных групп молекул коллагена (Duncan А.С. et al.,1996).

Использование смеси moho- и диэпоксидов в малой концентрации (1 - 2%), динамического режима обработки и умеренно щелочного дубящего раствора (рН 9,0) позволило достигнуть высокой степени фиксации (FI = 95 - 99%) и стабилизации (SI =94 - 95%) ткани ксеноаортальных створок, сравнимой с дублением в стационарном режиме нейтральным раствором 5% диэпоксида (FI = 99,14 ± 0,27%, Sí = 95,68 ± 0,45%).

Таким образом, использование щелочного дубящего раствора и увеличение его объема, динамического режима стабилизации, а также добавление моноэпоксида в раствор диэпоксида позволяют ускорить процессы стабилизации и фиксации ксеноаортальной ткани. Моноэпоксид в смеси дубящего раствора и динамический режим обработки позволяют повысить протеолитическую устойчивость биологической ткани, и тем самым, снизить концентрацию основного стабилизирующего агента -диэпоксида, что необходимо для сохранения эластических свойств ткани.

Результаты исследования влияния физико-химических и физических факторов на изменение механических свойств ткани ксеноклапанов.

Обработка створок 0,625% раствором глютаральдегида приводила к снижению их окружной (с 31,61 ± 0,86% до 13,86 ± 0,64%) и радиальной (с 71,76 ± 1,76% до 60,02 ± 2,16%) растяжимости относительно нативных створок. Также при такой обработке ксеноклапанов отмечалось значительное увеличение окружной (в 38 раз) и радиальной (в 4 раза) жесткости их створок в фазе низкого модуля (Ej). Модуль упругости (Е3) в диапазоне напряжений 0,4 - 0,6 МПа у створок, обработанных глютаральдегидом, в 1,4 раза превысил этот показатель у нативной ткани.

Таким образом, обработка ксеноклапанов глютаральдегидом вызывает существенное снижение эластических свойств ткани их створок. Это может негативно сказаться на макромеханике биопротеза и его износоустойчивости в целом (Christie G.W., 1992; Vesely I., et al, 1993).

Створки аортальных клапанов, обработанные эпоксидами, обладали достоверно большей растяжимостью (р<0,001) и меньшей жесткостью ткани (р<0,001) как в фазе низкого модуля (Е|), так и при больших нагрузках (Е3) по сравнению со створками, стабилизированными глютаральдегидом. Это возможно было обусловлено большей гидрофильностью эпоксиобработанной ткани (Sung H.W., et al, 1993), а также наличием эфирной связи в молекуле эпоксидов, повышающей гибкость поперечных сшивок коллагена (Sung H.W., et al, 1996).

Стабилизация створок 5% раствором диэпоксида, приводила к существенному снижению окружной растяжимости ткани в среднем на 1/3 (с 31,61 ± 0,86% до 21,49 ± 0,61%) и увеличению окружной жесткости (Ej) ткани в фазе низкого модуля (с 8,81 ± 0,59 КПа до 159,23 ± 7,65 КПа) относительно нативных образцов. Напротив, при использовании растворов с меньшей концентрацией диэпоксида (2%) и смеси моно- и диэпоксида (2%ДЭ+2%МЭ) окружная растяжимость створок была практически одинаковой (р=0,53) и на 5 - 6% превышала значение данного показателя у образцов, стабилизированных пятипроцентным раствором диэпоксида (р<0,001). Жесткость ткани створок в фазе низкого модуля (Ei) также была ниже при дублении их малыми концентрациями диэпоксида и смесью эпоксидов (р<0,001).

Стабилизация створок глютаральдегидом и эпоксидами достоверно (pi<0,001) снижала ползучесть их ткани в окружном направлении в среднем в 3,4 раза, а в радиальном - в 2,6 раза относительно показателей нативных створок. При этом значения ползучести ткани створок, обработанных 5% ДЭ и смесью 2%ДЭ и 2%МЭ, практически не различались между собой (р=0,97 - 1,00) и совпадали со значениями образцов, стабилизированных 0,625% глютаральдегидом (р=0,18 - 0,26).

Таким образом, структурная стабилизация ксеноклапанов растворами эпоксидов, в частности, смесью моно- и диэпоксида в двухпроцентной концентрации позволяет в значительной степени сохранить эластические и повысить прочностные свойства ткани их створок.

Дубление ксеноаортальных створок щелочными растворами 2% ДЭ приводило к снижению их эластических свойств, причем степень этих изменений зависела от уровня рН. Так, окружная растяжимость ткани створок после обработки их в растворе с рН 11,3 составила 16,75 ± 0,50%, с рН 10,2 - 21,75 ± 0,83%, а с рН 9,0 - 24,92 ± 1,01%. Следует отметить, что достоверных различий значений этого показателя между створками, стабилизированными в нейтральном (27,33 ± 0,66%) и умеренно щелочном (рН 9,0) растворе, выявлено не было (р=0,06). Снижение радиальной растяжимости (р<0,001) и увеличение радиальной и окружной жесткости ткани (Е)) в фазе низкого модуля (р<0,001) происходило только после обработки створок высоко щелочным раствором (рН 11,3) по сравнению с нейтральным раствором диэпоксида.

Изменение окружной жесткости ткани ксеноаортальных створок в линейном диапазоне деформирования (Е2 и Е3) при дублении их в щелочных растворах носило разнонаправленный характер. Так, модули упругости ткани створок (Е2 и Е3) при дублении их в щелочных растворах с рН 9,0 и 10,2 увеличились одинаково и в среднем превысили в 1,2 раза (р=0,001 - 0,002) эти показатели образцов контрольной группы (рН 7,4). Напротив, у створок, стабилизированных в растворе диэпоксида с рН 11,3, отмечалось достоверное (р=0,001) снижение жесткости ткани при больших нагрузках (Е2 и Е3).

Анализ динамики механических характеристик створок при обработке щелочными растворами диэпоксида показал, что скорость изменения окружной растяжимости и жесткости их ткани зависит от уровня рН дубящего раствора. Так, данные показатели створок при стабилизации их в умеренно щелочном растворе (рН 9,0) в течение двух суток и в нейтральном растворе эпоксидов, практически не различались (р>0,05). Напротив, использование дубящего раствора с рН 10,2 и 11,3 приводило к достоверному (р<0,05) снижению окружной растяжимости и изменению окружной жесткости (Е2 и Е3) ткани створок, начиная с первых суток их обработки.

Таким образом, для дубления ксеноклапанов целесообразно использование нейтральных (рН 7,4) или в течение непродолжительного времени (не более двух суток) умеренно щелочных (рН до 9,0) растворов эпоксисоединений.

Обработка ксеноклапанов раствором 2% диэпоксида под минимальным гидростатическим давлением 2 - 4 мм рт. ст. на створках (в прикрытом положении) приводила к значительному снижению их окружной растяжимости (до 11,75 ± 2,59%) и увеличению модулей упругости Е2 (до 12,54 ± 0,78 МПа) и Е3 (до 17,57 ± 0,81 МПа) относительно растяжимости (26,88 ± 0,42%) и жесткости ткани (Е2=8,46 ± 0,31 МПа; Е3=12,84 ± 0,71 МПа) створок, стабилизированных в ненагруженном состоянии. При этом радиальные механические характеристики этих образцов практически не отличались от створок контрольной группы, обработанных в ненагруженном состоянии. Следовательно, гидростатическое давление 2 - 4 мм рт ст. растягивает створки в окружном направлении.

Обработка клапанов в динамическом режиме в растворе 2% ДЭ с нулевым градиентом на створках (открытом положении) и

внутриаортальным давлением выше 25-30 мм рт. ст. также приводила к значительному снижению окружной растяжимости створок. В результате дубления ксеноклапанов с положительным внутриаортальным давлением 35 - 40 и 55 - 60 мм рт. ст. окружная растяжимость их створок снижалась соответственно до 19,27 ± 0,47% и 14,07 ± 0,99%. Окружная растяжимость створок, обработанных в динамическом режиме с внутриаортальным давлением до 25-30 мм рт. ст., составила 25,23 ± 0,39% и в среднем в 2,1 раза превысила (р<0,001) этот показатель у створок (11,75 ± 2,59%), обработанных под минимальным гидростатическим давлением 2 - 4 мм рт. ст.

Антибактериальная активность эпоксисоединений и микробиологический контроль эффективности консервации ксеноаортальных протезов.

Антибактериальная активность растворов моно- и диэпоксида, а также их смесей была исследована относительно контрольных растворов 0,625% глютаральдегида, 4% формальдегида и 0,5% диоксидина методом нанесения этих растворов на микробный газон и методом внесения культур микроорганизмов в эти растворы.

Анализ результатов посевов показал, что диглицидиловый эфир этиленгликоля в целом обладает низкой антибактериальной активностью. При обоих методах исследования только 3 - 5% раствор ДЭ оказывал бактерицидное действие в отношении S. aureus и Е. coli. При этом Р. aeruginosa оказалась устойчивой к действию 5% ДЭ.

Моноглицидиловый эфир этиленгликоля обладал более выраженной антибактериальной активностью. Малые концентрации моноэпоксида (1 -3%), в отличие от таких же растворов диэпоксида, обладали большей антибактериальной активностью в отношении S. aureus и Е. coli. Высокие концентрации (5%) МЭ оказывали антибактериальное действие на все культуры микроорганизмов, включая P. aeruginosa с малой концентрацией культуры 102/мл КОЕ.

Смеси моно- и диэпоксида в концентрации 2-3% обладали выраженным антибактериальным эффектом в отношении всех исследуемых микроорганизмов, включая высокие концентрации культур P. aeruginosa. При этом их антибактериальная активность при методике внесения микроорганизмов в исследуемые растворы полностью совпадала с действием контрольных растворов 0,625% глютаральдегида, 4% формальдегида и 0,5% диоксидина.

Результаты проведенного микробиологического контроля консервации ксеноаортальных биопротезов смесью моно- и диэпоксида в концентрации 2%, растворами диоксидина в концентрации 0,5% и 1% в течение одного года показали, что данные варианты консервантов обеспечивали стерильность биологического материала.

Влияние типа консерванта на механические свойства и устойчивость к ферментативному гидролизу ткани створок ксеноаортальных протезов при их длительном хранении.

В результате хранения ксеноаортальных створок в течение одного года в растворе 5% ДЭ и смеси моно- и диэпоксида в концентрации 2% отмечалась тенденция к снижению их окружной растяжимости в среднем на 2 - 2,5% (р=0,01 - 0,02). Такие изменения были связаны с увеличением жесткости ткани в фазе низкого модуля в среднем в 1,5 раза (р<0,001) и одновременным снижением модулей упругости Е2 и Е3 при больших нагрузках (р<0,05). Таким образом, применение для консервации биопротезов растворов, используемых на этапе стабилизации, может отрицательно отразиться на биомеханических характеристиках их ткани.

Хранение ксеноклапанов в 0,5% и 1% растворах диоксидина не приводило к существенным изменениям механических характеристик створок (р>0,05). При этом сохранялась высокая степень устойчивости ткани створок ферментативному гидролизу- (SI=79 - 80%). Данные образцы по степени структурной стабильности не уступали образцам створок (р>0,05), консервированных в растворах 5% ДЭ (SI=77,44 ± 1,02%) и смеси 2%ДЭ и 2%МЭ (SI=81,23 ± 1,16%), а также контрольным образцам створок биопротезов «Кемкор» и «АБ-МоноКемерово» (SI=80,14 ± 2,04%).

ВЫВОДЫ

1. Использование смеси моно- и диглицидилового эфира этиленгликоля малой концентрации позволяет ускорить процесс дубления ткани ксеноклапанов, достигнуть высокой степени ее стабильности, повысив прочностные и сохранив в значительной степени ее исходные эластические характеристики. Высокие концентрации диглицидилового эфира этиленгликоля (5%) в дубящем растворе значительно ухудшают эластические свойства ткани ксеноклапанов.

2. Использование щелочных растворов эпоксидов относительно нейтральных позволяет ускорить процесс дубления ксеноклапанов.

Дубление ксеноклапанов в щелочных растворах эпоксидов с рН более 9,0 вызывает существенное ухудшение эластических свойств их ткани.

3. Динамический режим обработки ксеноклапанов эпоксидами ускоряет процесс дубления и повышает степень структурной стабильности их ткани. Стационарный режим обработки с минимальным гидростатическим давлением на створках ксеноклапанов приводит к значительному ухудшению их эластических свойств.

4. Моноглицидиловый эфир этиленгликоля обладает более выраженным антибактериальным действием по сравнению с диглицидиловым эфиром этиленгликоля. Смесь эпоксидов обладает высоким антибактериальным эффектом, близким к растворам альдегидов и диоксидина.

5. Хранение ксеноаортальных протезов в растворах эпоксисоединений приводит к ухудшению эластических свойств ткани'их створок. Хранение ксеноаортальных протезов в растворе диоксидина позволяет сохранить их стерильность, а также структурную стабильность и механические характеристики их ткани, достигнутые на этапе дубления.

ПРАКТИЧЕСКИЕ РЕКОМЕНДАЦИИ

1. Комплексную оценку разрабатываемых ксеноаортальных протезов следует производить с учетом упруго-прочностных характеристик ткани их створок.

2. Структурную стабилизацию ксеноклапанов рекомендуется осуществлять смесью моноглицидилового и диглицидилового эфира этиленгликоля в концентрации 1 - 2% в динамическом режиме с внутриаортальным давлением до 25 - 30 мм рт. ст.

3. Обработку ксеноаортальных клапанов целесообразно осуществлять в нейтральных или в течение непродолжительного времени в умеренно щелочных (рН до 9,0) растворах эпоксисоединений.

4. Хранение ксеноаортальных протезов рекомендуется осуществлять в

0.5-1% растворе диоксидина, не требующем продолжительной отмывки перед имплантацией.

Список работ, опубликованных по теме диссертации

1. Гавриленков В.И., Юхнев А.Д., Маслевцов Д.В., Шарафутдинов В.Э., Николаев М.А. Оценка гидродинамических и биомеханических свойств бескаркасных заменителей аортального клапана // Тезисы Четвертого Всероссийского съезда сердечно-сосудистых хирургов. - М. - НЦССХ им. А.Н. Бакулева РАМН. - 1998. - С. 290.

2. Гавриленков В.И., Юхнев А.Д., Маслевцов Д.В. Влияние способа стабилизации на биомеханические и гидродинамические характеристики ксенографтов // Тезисы Третьей ежегодной сессии НЦССХ им. А.Н. Бакулева. - М. - НЦССХ им.А.Н. Бакулева РАМН. -1999. - С. 117.

3. Гавриленков В.И., Юхнев А.Д., Маслевцов Д.В. Гидродинамические и биомеханические характеристики бескаркасных биологических заменителей аортального клапана сердца // Ученые записки СПбГМУ им.акад. И.П.Павлова. - 1999. - Том 6, № 2. - С. 46 - 51.

4. Гавриленков В.И., Юхнев А Д., Маслевцов Д.В. Стабилизированнные диэпоксидом ксенографты как возможная альтернатива аллографтам. Экспериментальное исследование // Тезисы Пятого Всероссийского съезда сердечно-сосудистых хирургов. - Новосибирск. - НЦССХ им. А.Н. Бакулева РАМН. - 1999. - С. 255.

5. Гавриленков В.И., Перлей В.Е., Маслевцов Д.В., Юхнев А.Д. Анализ биомеханики клапана аорты и его бескаркасных заменителей // Тезисы Шестого Всероссийского съезда сердечно-сосудистых хирургов. - М. -Бюллетень НЦССХ им. А.Н. Бакулева РАМН «Сердечно-сосудистые заболевания». - 2000. - № 2. - С. - 283.

6. Гавриленков В.И., Перлей В.Е., Юхнев А.Д., Маслевцов Д.В. Макробиомеханика клапана аорты и бескаркасных биопротезов // Бюллетень НЦССХ им. А.Н. Бакулева РАМН «Сердечно-сосудистые заболевания»/ Тезисы Седьмого Всероссийского съезда сердечнососудистых хирургов. - М. - НЦССХ им. А.Н. Бакулева РАМН. - 2001. -Том 2, № 6. - С. 22.

7. Гавриленков В.И., Бельтюков П.П., Суглобова Е.Д., Маслевцов Д.В., Врабий A.A. Условия структурной стабилизации ксеноаортальной ткани эпоксисоединениями // Ученые записки СПбГМУ им.акад. И.П.Павлова. -2003.-Том 10, №4.-С. 17-21.

8. Гавриленков В.И., Маслевцов Д.В. Способ структурной стабилизации биотканей. Патент РФ № 2234217 зарегистрирован в Государственном реестре изобретений РФ 20 августа 2004 г. // Бюл. изобр. № 23. - 2004.

9. Маслевцов Д.В., Гавриленков В.И., Врабий A.A., Сясин Н.И. Влияние физико-химических условий структурной стабилизации эпоксисоединениями на механические характеристики ксеноаортальной ткани // Ученые записки СПбГМУ им. акад. И.П.Павлова. - 2005. - Том 12, №3.-С. 31-37.

»1 8 4 08'

РНБ Русский фонд

2006^4 13701

Лицензия ИД №00597 от 15.12.99 Подписано в печать 20.09.05. Усл. печ. л. 1,0 Формат 60x84 1/16 Печать офсетная Тираж 100 экз. Заказ 583/05 197022, Санкт - Петербург, ул. Л. Толстого 6-8 Издательство СПбГМУ

Оглавление диссертации Маслевцов, Дмитрий Вадимович :: 2005 :: Санкт-Петербург

Список сокращений.

Введение.

ГЛАВА 1. Обзор литературы: современные технологии структурной стабилизации, стерилизации и консервации биопротезов клапанов сердца.

1.1. Структурная стабилизация ксеноклапанов глютаральдегидом и ее недостатки.

1.2. Структурная стабилизация ксеноклапанов эпоксисоединениями и условия ее проведения.

1.3. Режимы стабилизации ксеноклапанов.

1.4. Стерилизация и консервация ксеноаортальных протезов.

ГЛАВА 2. Материалы и методы.

2.1. Общая характеристика материала и объем проведенных исследований.

2.2. Методы оценки фиксации и стабилизации биологической ткани.

2.2.1. Забор материала и подготовка образцов к исследованию.

2.2.2. Определение степени фиксации и стабилизации ксеноаортальной ткани.

2.3. Методика исследования механических характеристик биологической ткани.

2.3.1. Забор материала и подготовка образцов к исследованию.

2.3.2. Методика механических исследований.

2.4. Методы исследования антимикробной активности эпоксисоединений, альдегидов и антибактериальных средств.

2.5. Методика микробиологического контроля эффективности консервации ксеноаортальных протезов.

2.6. Методы статистической обработки.

ГЛАВА 3. Влияние физико-химических и физических условий обработки ксеиоаортальиых клапанов на фиксацию и стабилизацию ткани их створок.

3.1. Влияние концентрации диэпоксида, состава смеси эпоксисоединений и рН дубящего раствора на фиксацию и стабилизацию створок ксеноаортальных клапанов.

3.2. Влияние объема дубящего раствора и режима обработки ксеноклапанов на фиксацию и стабилизацию ткани их створок.

ГЛАВА 4. Влияние физико-химических и физических условий обработки ксеноаортальных клапанов на изменение механических свойств их створок.

4.1. Влияние концентрации и состава смеси раствора эпоксисоединений на изменение механических характеристик ксеноаортальных створок.

4.2. Влияние рН стабилизирующего раствора на характер и скорость изменения механических характеристик ксеноаортальных створок.

4.3. Влияние режима стабилизации ксеноаортальных клапанов на изменение механических характеристик их створок.

ГЛАВА 5. Стерилизация и консервация ксеноаортальных протезов.

5.1. Антибактериальная активность эпоксисоединений и микробиологический контроль эффективности консервации ксеноаортальных протезов.

5.2. Влияние типа консерванта на механические свойства и устойчивость к ферментативному гидролизу ткани створок ксеноаортальных протезов при их длительном хранении.

ГЛАВА 6. Обсуждение результатов исследования.

Выводы.

Введение диссертации по теме "Сердечно-сосудистая хирургия", Маслевцов, Дмитрий Вадимович, автореферат

Важнейшим этапом в изготовлении биологических протезов является структурная стабилизация ксеногенной ткани химическими агентами, способными образовывать прочные поперечные связи с молекулами коллагена (Малиновский Н.Н. и соавт., 1988; Барбараш JI.C. и соавт., 1994а). Обработка ксеногенных клапанов проводится с целью получения биологической инертности их ткани (устранения иммуногенности и обеспечения устойчивости к ферментативному гидролизу). Начиная с 1967 года, преимущественно используется глютаровый альдегид (Carpentier A. et al., 1969). Данный химический агент обеспечивает стерильность биологической ткани и устойчивость ее к действию протеолитических ферментов (Малиновский Н.Н. и соавт, 1988; Шапошников А. Н., 1992; Fisher J. et al, 1987). Однако глютаральдегид ухудшает эластические свойства биологической ткани, снижает ее гидрофильность, провоцирует образование в ней центров дистрофической кальцификации (Журавлева И.Ю., 1995; Christie G.W., 1992; Hilbert S.L., et al., 1996; Talman E.A., Boughner D.R., 2001). Изменения механических свойств биоткани вызывают ухудшение макробиомеханики биопротеза, образование деформаций преимущественно в области комиссур (особенно при наличии стента), что также провоцирует развитие локусов тканевой дегенерации и кальцификации (Thubrikar M.J. et al., 1982, 1983; Sabbah H.N. et al., 1986). Свободные остатки глютаральдегида, оказывая цитотоксическое воздействие на окружающие ткани больного, усугубляют дистрофическую кальцификацию (Speer D.P., et al, 1980; Grobe A.C., et al, 2000), задерживают процесс «вживления» и эндотелизации биопротеза (Thriene G. et al., 2002).

Разработка антикальцификационной защиты, совершенствование дизайна и технологии изготовления не решили в полной мере проблемы ограниченной износоустойчивости биопротезов, обработанных глютаральдегидом (Herijgers P., et al, 1999; Cunanan С.М., et al, 2001; Flameng W., et al, 2001; Melina G., et al, 2001; Shargall Y, et al, 2001).

В настоящее время продолжается поиск новых стабилизаторов биотканей, лишенных многих недостатков глютарового альдегида. Альтернативными стабилизаторами биотканей являются химические агенты из класса эпоксисоединений, вещества растительного (генипин) и бактериального (реутерин) происхождения и карбодиимины (Барбараш JI.C. и соавт., 19946; Girardot J.M., Girardot M.N., 1996; Sung H.W., et al., 1998; Chen C.N., et al., 2002). Также для обработки биоклапанов применяется новый метод фотофиксации (Westaby S. et al., 1999).

Наиболее перспективными химическими агентами являются эпоксисоединения, обладающие низкой цитотоксичностью и выраженным антикальцификационным эффектом (Шапошников А. Н., 1992; Журавлева И.Ю., 1995; Imamura Е., et al., 1989; Lohre J.M., et al, 1992). Ксеноклапаны, обработанные эпоксидами, показали в экспериментах in vivo и ex vivo высокие гемодинамические характеристики (Sung H.W. et al., 1993b, 1994) и в последние годы все шире применяются в клинической практике (Семеновский M.JL, Соколов В.В., 2001; Караськов A.M. и соавт., 2002; Барбараш JI.C. и соавт., 2003).

Однако многие вопросы технологии структурной стабилизации, стерилизации и консервации биотканей эпоксисоединениями, в том числе и ксеноаортальных протезов, остаются не решенными, а свойства таких тканей изучены недостаточно. В частности, продолжаются дискуссии относительно выбора рН растворов эпоксисоединений для обработки биотканей (Sung H.W., et al., 1996b; Levy R.J., Lerner E., 1997; Ни C.B., et al., 1999). Практически не исследовано влияние рН раствора эпоксидов на механические характеристики ткани биопротезов.

Таким образом, недостатки существующих методик обработки и хранения биопротезов явились поводом для поиска новых консервантов и комплексного изучения влияния физико-химических и физических факторов на процесс дубления ткани эпоксидами и ее механические характеристики.

Задачи исследования:

Научная новизна и практическая значимость работы.

Исследовано влияние концентрации и типа эпоксисоединения, рН их растворов и физических факторов на изменения эластических характеристик ткани ксеноаортальных клапанов, а также проведен сравнительный анализ эластических свойств створок этих клапанов, обработанных глютаральдегидом и эпоксисоединениями.

Основные положения, выносимые на защиту:

2. Обработка ксеноаортальных клапанов в динамическом режиме при внутриаортальном давлении не более 25 - 30 мм рт. ст. смесью моно- и диглицидилового эфира этиленгликоля в малых концентрациях позволяет максимально сохранить эластические свойства ткани створок и достигнуть ее удовлетворительной устойчивости к ферментативному гидролизу.

Апробация и реализация работы. Основные положения диссертации доложены и обсуждены на TV, V, VI и VII Всероссийских съездах сердечнососудистых хирургов (Москва 1998, 1999, 2000 и 2001 гг.), третьей ежегодной сессии НЦССХ им. А.Н. Бакулева РАМН (Москва 1999 г.). Разработанные оптимальные условия обработки ткани створок реализованы в технологии динамического дубления ксеноклапанов, стерилизации и хранения биопротезов на кафедре госпитальной хирургии № 1 ГОУ ВПО СПбГМУ им. акад. И.П. Павлова Росздрава (197022, Санкт-Петербург, ул. Л.Толстого, 6/8). Результаты диссертационной работы внедрены в исследования механических характеристик биологических тканей на кафедре прикладной механики и инженерной графики СПбГЭТУ «ЛЭТИ» им. В.И. Ульянова (Ленина) (197376, Санкт-Петербург, ул. проф. Попова, 5) и на кафедре хирургических болезней №2 ГОУ ВПО СПбГМА им. И. И. Мечникова Росздрава (195067, Санкт-Петербург, Пискаревский пр., 47). Основные научные положения диссертации используются в лекциях и практических занятиях со студентами на кафедре госпитальной хирургии № 1 ГОУ ВПО СПбГМУ им. акад. И.П. Павлова Росздрава (197022, Санкт-Петербург, ул. Л.Толстого, 6/8).

Заключение диссертационного исследования на тему "Обработка биологических протезов клапанов сердца эпоксисоединениями (экспериментальное исследование)"

103 Выводы

2. Использование щелочных растворов эпоксидов относительно нейтральных позволяет ускорить процесс дубления ксеноклапанов. Дубление ксеноклапанов в щелочных растворах эпоксидов с рН более 9,0 вызывает существенное ухудшение эластических свойств их ткани.

5. Хранение ксеноаортальных протезов в растворах эпоксисоединений приводит к ухудшению эластических свойств ткани их створок. Хранение ксеноаортальных протезов в растворе диоксидина позволяет сохранить их стерильность, а также структурную стабильность и механические характеристики их ткани, достигнутые на этапе дубления.

Практические рекомендации

4. Хранение ксеноаортальных протезов рекомендуется осуществлять в 0,5 — 1% растворе диоксидина, не требующем продолжительной отмывки перед имплантацией.

105

Список использованной литературы по медицине, диссертация 2005 года, Маслевцов, Дмитрий Вадимович

1. Барбараш Л.С., Барбараш Н.А., Журавлева И.Ю. Биопротезы клапанов сердца: проблемы и перспективы. Кемерово, 1994а. - 400 С.

2. Барбараш Л.С., Журавлева И.Ю. Кальцификация ксенобиопротезов клапанов сердца и пути ее профилактики // Грудная хирургия 1985. - № 5. - С. 83 -88.

3. Барбараш Л.С., Моисеенков Г.В., Сизова И.Н. и др. Бескаркасные эпоксиобработанные ксенобиопротезы в хирургии аортального клапана //

4. Сердечно-сосудистые: заболевания / Бюллетень НЦССХ им. А.Н. Бакулева РАМН.-2003.-Т. 4, № 11.-С. 347.

5. Барбараш JI.C., Новикова С.П., Журавлева И.Ю. и др. Способ консервирования биоткани для: протезирования клапанов сердца и сосудов // Патент Российской Федерации № 2008767. 19946.

6. Гантимурова И.Л. Взаимодействие коллагеновых имплантатов с ионами переходных металлов // Биопротезы в сердечно-сосудистой хирургии: Матер, симпоз., 10-12 окт. 1995 г. Кемерово: Кемеровский полиграфкомбинат, 1996. -С. 175-185.

7. Журавлева И.Ю., Доброва Н.Б., Новикова С.П. и др. Новый подход к созданию ксенобиопротезов клапанов сердца, резистентных к кальцификации //Грудная хирургия 1989.-№ 5. - С. 25 - 30.

8. Кондратенко Ж. Е., Костава В. Т., Бакулева Н. П. и др. Физико-механические и функциональные характеристики ксеноткани при различных видах стабилизации и обработки // Мед. техника. 1998. - № 4. - С. 20-23.

9. Кудрявцева Ю.А. Новые методы консервации биопротезов для сердечнососудистой системы // Биопротезы в сердечно-сосудистой хирургии: Матер, симпоз., 10-12 окт. 1995 г. Кемерово: Кемеровский полиграфкомбинат, 1996.-С. 146-151.

10. Малиновский Н.Н., Константинов Б.А., Дземешкевич C.JI. и др. Биологические протезы клапанов сердца / АМН СССР. М.: Медицина, 1988. -256 с.

11. Машковский М.Д. Лекарственные средства. В двух частях. Ч. П. М.: Медицина, 1993. - 688 с.

12. Павлов П.А., Паршин JI.K., Мельников Б.Е. и др. Сопротивление материалов / Под ред. Б.Е. Мельникова СПб.: «Лань», 2003 - 528 с.

13. Падейская Е.Н. Антибактериальный препарат диоксидин: особенности биологического действия и значение в терапии различных форм гнойной инфекции // Инфекции и антимикробная терапия. 2001. - № 5. - С. 150 — 155.

14. Филин А.П. Прикладная механика твердого деформируемого тела: В 3 Т. -М.: Наука, 1975. Т. 1 - 832 с.

15. Шапошников А. Н. Эпоксисоединения в консервации биологических протезов клапанов сердца. (Экспериментальное исследование): Автореф. дисс. . канд. мед. наук: 14.00.41 / НИИ трансплантологии и искусственных органов. М., 1992. - 20 с.

16. Abolhoda A., Yu S., Oyarzun R., et al. No-React detoxification process: a superior anticalcification method for bioprostheses // Ann. Thorac. Surg. 1996. - Vol. 62, №6.-P. 1724-1730.

17. Arbustini E., Jones M., Moses R.D., et al. Modification by Hancock T6 process of calcification of bioprosthetic cardiac valves implanted in sheep // Am. J. Cardiol. -1984. -Vol. 53, №9. -P. 1388-1396.

18. Barratt-Boyes B.G., Jaffe W.M., Whitlock R.M. The medtronic intact porcine valve: ten-year clinical review // J. Thorac. Cardiovasc. Surg. 1998. - Vol. 116, № 6. — P. 1005- 1014.

19. Beach P.M., Bowman F.O., Kaiser G.A., et al. Aortic valve replacement with frozen irradiated homografts. Long-term evaluation // Circulation. 1972. - Vol. 45, № 1 (Suppl). - P. 129 -135.

20. Bessler A. Cardiac Surgery Franchise (Cardiac Surgery 2001 Investors Conference).http://www.edwards.eom/aboutus/investorinformation/events/documents/2. cardiacs urgeryfranchisewo.ppt. 4.08.03.

21. Billiar K.L., Sacks M.S. Biaxial mechanical properties of the natural and glutaraldehyde treated aortic valve cusp. Part I: Experimental results // J. Biomech. Eng. 2000. - Vol. 122, № 1. - P. 23 - 30.

22. Bortolotti U., Milano A., Thiene G., etal. Long-term durability of the Hancock porcine bioprosthesis following combined mitral and aortic valve replacement: an 11-year experience // Ann. Thorac. Surg. 1987. - Vol. 44, № 2. - P. 139 - 144.

23. Broom N.D., Marra D. Effect of glutaraldehyde fixation and valve constraint conditions on porcine aortic valve leaflet coaptation // Thorax. 1982. - Vol. 37, № 8.-P. 620-626.

24. Broom N.D., Thomson F.J. Influence of fixation conditions on the performance of glutaraldehyde-treated porcine aortic valves: towards a more scientific basis // Thorax. 1979. - Vol. 34, № 2. - P. 166 -176.

25. Butany J., Yu W., Silver M.D., et al. Morphologic findings in explanted Hancock П porcine bioprostheses // J. Heart Valve. Dis. 1999. - Vol. 8, № 1. - P. 4 - 15.

26. Butterfield M., Fisher J., Davies G.A., et al. Leaflet geometry and function in porcine bioprostheses // Eur. J. Cardiothoracic. Surg. 1991. - Vol. 5, № 1. - P. 27 -33.

27. Butterfield M., Fisher J., Lockie К J., et al. Frame-mounted porcine valve bioprostheses: Preparation during aortic-root dilation. Biomechanics and designconsiderations // J. Thorac. Cardiovasc. Surg. 1993. - Vol. 106, № 6. - P. 1181 -1188.

28. Camilleri J.P., Pornin В., Carpentier A. Structural changes of glutaraldehyde-treated porcine bioprosthetic valves // Arch. Pathol. Lab. Med. 1982. - Vol. 106, № 10.-P. 490-496.

29. Carpentier A., Lemaigre G., Robert L. et al. Biological factors affecting long-term results of valvular heterografts // J. Thorac. Cardiovasc. Surg. 1969. - Vol. 58, № 4.-P. 467-483.

30. Carpentier A., Nashef A., Carpentier S., et al. Techniques for prevention of calcification of valvular bioprostheses // Circulation. 1984. - Vol. 70, № I Suppl. -P. 1 165-1 168.

31. Carpentier S.M., Carpentier A.F., Chen L., et al. Calcium mitigation in bioprosthetic tissues by iron pretreatment: the challenge of iron leaching // Ann. Thorac. Surg. -1995. Vol. 60, № 2 (Suppl). - P. 332 - 338.

32. Chan-Myers H.B., Guida S.H., Roberts C.G., et al. Sterilization of a small caliber vascular graft with a polyexpoxy compound // ASAIO J. 1992. - Vol. 38, № 2. -P. 116-119.

33. Chen C.N., Sung H.W., Liang H.F., et al. Feasibility study using a natural compound (reuterin) produced by Lactobacillus reuteri in sterilizing and crosslinking biological tissues // J. Biomed. Mater. Res. 2002. - Vol. 61, № 3. - P. 360-369.

34. Chen W., Kim J.D., Schoen F.J., et al. Effect of 2-amino oleic acid exposure conditions on the inhibition of calcification of glutaraldehyde cross-linked porcine aortic valves // J. Biomed. Mater. Res. 1994a. - Vol. 28, № 12. - P. 1485 - 1495.

35. Chen W., Schoen F J., Levy RJ. Mechanism of efficacy of 2-amino oleic acid for inhibition of calcification of glutaraldehyde-pretreated porcine bioprosthetic heart valves // Circulation. 1994b. - Vol. 90, № 1. - P. 323 - 329.

36. Christie G.W. Anatomy of aortic heart valve leaflets: the influence of glutaraldehyde fixation on function. // Eur. J. Cardiothorac. Surg. 1992. - Vol.6, № 1 (Suppl). - P. S25 - S33.

37. Christie G.W., Eberhardt C.E. Natural tissue heart valve fixation. WO Pat. № 930.46.43.-1993.

38. Clark RE., Finke E.H. Scanning and light microscopy of human aortic leaflets in stressed and relaxed states // J. Thorac. Cardiovasc. Surg. 1974. - Vol. 67, № 5. -P. 792 - 804.

39. Collins F.M., Montalbine V. Mycobactericidal activity of glutaraldehyde solutions // J. Clin. Microbiol. 1976. - Vol. 4, № 5. - P. 408 - 412.

40. Cunanan C.M., Cabiling C.M., Dinh T.T., et al. Tissue characterization and calcification potential of commercial bioprosthetic heart valves // Ann. Thorac. Surg. 2001. - Vol. 71, № 5 (Suppl). - P. S417 - S421.

41. David T.E, Pollick C., Bos J. Aortic valve replacement with stentless porcine aortic bioprosthesis // J. Thorac. Cardiovasc. Surg. 1990. - Vol. 99, № 1.-P. 113 - 118.

42. Deiwick M., Glasmacher В., Baba H.A., et al. In vitro testing of bioprostheses: influence of mechanical stresses and lipids on calcification // Ann. Thorac. Surg.1998. Vol. 66, № 6 (Suppl). - P. S206 - S211.

43. Dossche K., Vanermen H., Daenen W. et al. Hemodynamic performance о f the PRIMA™ Edwards stentless aortic xenograft: early results of a multicenter clinical trial // J. Thorac. Cardiovasc. Surg. 1996. - Vol. 44, № 1. - P. 11 - 14.

44. Duncan A.C., Boughner D., Vesely I. Dynamic glutaraldehyde fixation a porcine aortic valve xenograft. I. Effect of fixation conditions on the final tissue viscoelastic properties // Biomaterials. 1996. - Vol. 17, № 19. - P. 1849 - 1856.

45. Duncan A.C., Boughner D., Vesely I. Viscoelasticy of dynamically fixed bioprosthetic valves. II. Effect of glutaraldehyde concentration // J. Thorac. Cardiovasc. Surg. 1997. - Vol. 113, № 2. - P. 302 - 310.

46. Edwards M.B., Taylor K.M. A profile of valve replacement surgery in the UK (1986-1997): a study from the UK Heart Valve Registry // J. Heart Valve Dis.1999. Vol. 8, № 6. - P. 697 -701.

47. Ferrans V.J., Boyce S.W., Billingham M.E., et al. Calcific deposits in porcine bioprostheses: structure and pathogenesis // Am. J. Cardiol. 1980. - Vol. 46, № 5. -P. 721-734.

48. Ferraresi C., Bertetto A.M., Mazza L., et al. One-dimensional experimental mechanical characterisation of porcine aortic root wall // Med. Biol. Eng. Comput. -1999. Vol. 37, № 2. - P. 202 - 207.

49. Flameng W. J, Ozaki S., Meuris В., et al. Antimineralization treatments in stentless porcine bioprostheses: an experimental study // J. Heart Valve Dis. 2001a. - Vol. 10, №4.-P. 489-494.

50. Flameng W.J., Ozaki S., Yperman J., et al. Calcification characteristics of porcine stented valves in a juvenile sheep model // Ann. Thorac. Surg. 2001b. - Vol. 71, № 5 (Suppl). - P. S401 - S405.

51. Gabbay S., Kadam P., Factor S., et al. Do heart valve bioprostheses degenerate for metabolic or mechanical reasons? // J. Thorac. Cardiovasc. Surg. 1988. - Vol. 95, №2.-P. 208-215.

52. Gall K., Smith S., Willmette C., et al. Allograft heart valve sterilization: a six-year in-depth analysis of a twenty-five-year experience with low-dose antibiotics / / J. Thorac. Cardiovasc. Surg. 1995. - Vol. 110, № 3. - P. 680 - 687.

53. Gallo I., Nistal F., Fernandez D., et al. Comparative study of calcification in the T6-treated and standard Hancock-I porcine xenografts: experimental study in weanling sheep // J. Thorac. Cardiovasc. Surg. 1986. - Vol. 34, № 5. - P. 310 - 315.

54. Gasser A.B., Morgan D.B., Fleisch H.A., et al. The influence of two diphosphonates on calcium metabolism in the rat. // Clin. Sci. 1972. - Vol. 43, № 1. - P. 31 - 45.

55. Gendler E., Gendler S., Nimni M.E. Toxic reactions evoked by glutaraldehyde-fixed pericardium and cardiac valve tissue bioprosthesis // J. Biomed. Mater. Res. 1984. -Vol. 18, № 7. - P. 727-736.

56. Gerbode F. Proceedings of the First International Workshop on Tissue valves October 4-5,1969 // Ann. Surg. 1970. - Vol. 172, Suppl. - P. 1 - 24.

57. Girardot J.M. Prevention of prosthesis calcification. US Pat. № 4.976.733. -1990.

58. Girardot J.M., Girardot M.N. Amide cross-linking: an alternative to glutaraldehyde fixation // J. Heart Valve Dis. 1996. - Vol. 5, № 5. - P. 518 - 525.

59. Gleason T.G., David Т.Е., Coselli J.S., etal. St. Jude Medical Toronto biologic aortic root prosthesis: early FDA phase II IDE study results // Ann. Thorac. Surg. -2004. Vol. 78, № 3. - P. 786 - 793.

60. Goldman B.S., David Т.Е., Wood J.R., et al. Clinical outcomes after aortic valve replacement with the Toronto stentless porcine valve // Ann. Thorac. Surg. 2001. - Vol. 71, № 5 (Suppl). - P. S302 - S305.

61. Golomb G., Schoen F.J., Smith M.S., et al. The role of glutaraldehyde-induced cross-links in calcification of bovine pericardium used in cardiac valve bioprostheses // Am. J. Pathol. 1987. - Vol. 127, № 1. - P. 122 - 130.

62. Gorman S.P., Scott E.M., Russell A.D. Antimicrobial activity, uses and mechanism of action of glutaraldehyde // J. Appl. Bacterid. 1980. - Vol. 48, № 2. - P. 161 -190.

63. Gott J.P., Girardot M.N., Girardot J.M., et al. Refinement of the alpha aminooleic acid bioprosthetic valve anticalcification technique // Ann. Thorac. Surg. 1997. -Vol. 64, № l.-P. 50-58.

64. Gott J.P., Pan-Chih, Dorsey L. et al. Calcification of porcine valves: a successful new method of antimineralization // Ann. Thorac. Surg. 1992. - Vol. 53, № 2. -P. 207-216.

65. Gough J.E., Scotchford C.A., Downes S. Cytotoxicity of glutaraldehyde crosslinked collagen/poly (vinyl alcohol) films is by the mechanism of apoptosis // J. Biomed. Mater. Res. -2002. Vol. 61, № 1. - P. 121 - 130.

66. Graham J.L., Jaeger R .F. Inactivation of yellow f ever virus b у glutaraldehyde // Appl. Microbiol. 1968. - Vol. 16, №.1. -P. 177.

67. Grande K.J., Cochran R.P., Reinhall P.G., et al. Stress variations in the human aortic root and valve: the role of anatomic asymmetry // Ann. Biomed. Eng. 1998. - Vol. 26, №4.-P. 534-545.

68. Grimm M., Eybl E., Grabenwoger M., et al. Glutaraldehyde affects biocompatibility of bioprosthetic heart valves // Surgery 1992. - Vol. 111, № 1. - P. 74 - 78.

69. Grobe A.C., Cheung D.T., Luo H.H., et al. A study of the junction between glutaraldehyde-treated allogeneic aorta and host aorta // J. Heart Valve Dis. 2000. -Vol. 9, №4.-P. 570-575.

70. Gross J.M. Calcification of bioprosthetic heart valves and its assessment // J. Thorac. Cardiovasc. Surg. 2001. - Vol. 121, № 3. - P. 428 - 430.

71. Hancock W.D., Fogarty T.J. Preparing natural tissue for implantation so as to provide improved flexibility. US Pat. № 3.966.401. - 1976.

72. Hancock W.D., Sattler F.P. Arrangement for preparing natural tissue for implantation. US Pat. № 4.050.893. - 1977.

73. Hazekamp M.G., Goffin Y.A., Huysmans H.A. The value of the stentless biovalve prosthesis. An experimental study. // Eur. J. Cardiothoracic. Surg. 1993. - Vol. 7, №10.-P. 514-519.

74. Herijgers P., Ozaki S., Verbeken E., et al. Calcification characteristics of porcine stentless valves in juvenile sheep // Eur. J. Cardiothorac. Surg. 1999. - Vol. 15, № 2.-P. 134-142.

75. Hilbert S.L., Barrick M.K., Ferrans V.J. Porcine aortic valve bioprostheses: a morphologic comparison of the effects of fixation pressure // J. Biomed. Mater. Res. 1990. - Vol. 24, № 6. - P. 773 - 787.

76. Hilbert S.L., Sword L.C., Batchelder K.F. et al. Simultaneous assessment of bioprosthetic heart valve biomechanical properties and collagen crimp length. // J. Biomed. Mater. Res. 1996. - Vol. 31, N 4. - P. 503 - 509.

77. Ни С.В., Myers К.Е., Nguyen-Thien-Nhon D., et al. Nonpolymeric epoxy compounds for cross linking biological tissue and bioprosthetic grafts prepared thereby. US Pat. № 5,880,242. - 1999.

78. Imamura E., Ishihara S., Ohteki H., et al. Open-position fixation of bioprostheses for more physiological performance. Fluoroscopic observations of leaflet movements in vivo // J. Thorac. Cardiovasc. Surg. 1984. - Vol. 88, № 1. - P. 114 - 121.

79. Imamura E., Noishiki Y., Koyanagi H. et al. Bioprosthetic valve. U.S. Patent № 5,080,670.-1992.

80. Imamura E., Ohteki H., Tsutsui Т., et al. Open versus closed position fixation ol bioprosthesis. Comparative in vitro studies from the viewpoint of durability // J. Thorac. Cardiovasc. Surg. 1982. - Vol. 83, № 4. - P. 610 - 617.

81. Imamura E., Sawatani O., Koyanagi H., et al. Epoxy compounds as a new cross-linking agent for porcine aortic leaflets: subcutaneous implant studies in rats // J. Card. Surg. 1989. - Vol. 4, № 1. - P. 50 - 57.

82. Ishihara Т., Ferrans V.J., Boyce S.W., et al. Structure and classification of cuspal tears and perforations in porcine bioprosthetic cardiac valves implanted in patients // Am. J. Cardiol. 1981. - Vol. 48, № 4. - P. 665 - 678.

83. Jamieson W.R., Burr L.H., Munro A.I., et al. Carpentier-Edwards standard porcine bioprosthesis: a 21-year experience // Ann. Thorac. Surg. 1998. - Vol. 66, № 6 (Suppl).-P. S40-S43.

84. Jamieson W.R., Burr L.H., Tyers G.F., et al. Carpentier-Edwards standard and supra-annular porcine bioprostheses: 10 year comparison of structural valve deterioration // J. Heart. Valve. Dis. 1994. - Vol. 3, № 1. - P. 59 - 65.

85. Jamieson W.R., Rosado L.J., Munro A.I., et al. Carpentier-Edwards standard porcine bioprosthesis: primary tissue failure (structural valve deterioration) by age groups // Ann. Thorac. Surg. 1988. - Vol. 46, № 2. - P. 155 - 162.

86. Jin X.Y., Ratnatunga C., Pillai R. Performance of Edwards prima stentless aortic valve over eight years // Semin. Thorac. Cardiovasc. Surg. 2001. - Vol. 13, № 4 (Suppl 1).-P. 163-167.

87. Jones M., Eidbo E.E., Hilbert S.L., et al. Anticalcification treatments of bioprosthetic heart valves: in vivo studies in sheep // J. Card. Surg. 1989. - Vol. 4, № 1.-P. 69-73.

88. Kappetein A.P., Braun J., Baur L.H.B., et al. Outcome and follow-up of aortic valve replacement with the Freestyle Stentless Bioprosthesis // Ann. Thorac. Surg. 2001. -Vol. 71, №2.-P. 601-608.

89. Lane E. Low-pressure fixation of valvular tissue intended for implantation. US Pat. № 4.372.743.-1983.

90. Langley S.M., Livesey S.A., Tsang V.T., et al. Long-term results of valve replacement using antibiotic-sterilisedhomografts in the aortic position //Eur. J. Cardiothorac. Surg. 1996. - Vol. 10, № 12. - P. 1097 - 1106.

91. Lee J.M., Courtman D.W., Boughner D.R. The glutaraldehyde-stabilized porcine aortic valve xenograft. I. Tensile viscoelastic properties of the fresh leaflet material // J. Biomed. Mater. Res. 1984b. - Vol. 18, № 1. - P. 61 - 77.

92. Lee J .M., P ereira C. A., Kan L.W. Effect of molecular structure of poly(glycidyl ether) reagents on crosslinlcing and mechanical properties of bovine pericardial xenograft materials // J. Biomed. Mater. Res. 1994. - Vol. 28, № 9. - P. 981 -992.

93. Lee T.C., Midura R.J., Hascall V.C., et al. The effect of elastin damage on the mechanics of the aortic valve. // J. Biomech. 2001. - Vol. 34, № 2. - P. 203 - 210.

94. Lentz; D. J., Pollock; E.M. Method for inhibiting mineralization of natural tissue during implantation. US Pat. № 4.323.358. - 1982.

95. Levy R.J., Hawley M.A., Schoen F.J., et al. Inhibition by diphospanate compounds of calcification of porcine bioprosthetic heart valve cusps implanted subcutaneously in rats // Circulation. 1985. - Vol. 71, № 2. - P. 349 - 356.

96. Levy R.J., Lerner E. Calcification-resistant bioprosthetic tissue and methods of making same. US Pat. № 5,674,298. - 1997.

97. Levy R.J., Sintov A. Calcification-resistant materials and methods of making same through use of trivalent aluminum US Pat. № 5.368.608. - 1994.

98. Liao K., Frater R.W., La Pietra A., et al. Time-dependent effect of glutaraldehyde on the tendency to calcify of both autografts and xenografts // Ann. Thorac. Surg. -1995. Vol. 60, № 2 (Suppl). - P. S343 - S347.

99. Lohre J.M., Baclig L., Sagartz J., et al. Evaluation of two epoxy ether compounds for biocompatible potential // Artif. Organs 1992. - Vol. 16, № 6. - P. 630 - 633.

100. Mavrilas D., Missirlis Y. An approach to the optimization of preparation of bioprosthetic heart valves // J. Biomech. 1991. - Vol. 24, № 5. - P. 331 - 339.

101. McGuclcen P.V., Woodside W. Studies on the mode of action of glutaraldehyde on Escherichia coli // J. Appl. Bacteriol. 1973. - Vol. 36, № 3. - P. 419 - 426.

102. Melina G., Rubens M.B., Amrani M., et al. Electron Beam Tomography for Cusp Calcification in Homograft Versus Freestyle Xenografts // Ann. Thorac. Surg. -2001.-Vol. 71,№5 (Suppl).-P. S368-S370.

103. Milano A., Bortolotti U., Talenti E., et al. Calcific degeneration as the main cause of porcine bioprosthetic valve failure // Am. J. Cardiol. 1984. - Vol. 53, № 8. - P. 1066-1070.

104. Milo S., Adler Z., Bar-El Y., et al. No-react anticalcification tissue treatment results with stentless heart valves in two adolescents // J. Thorac. Cardiovasc. Surg. 1999. -Vol. 117, №6.-P. 1222-1223.

105. Moore M.A., Bohachevsky I.K., Cheung D.T., et al. Stabilization of pericardial tissue by dye-mediated photooxidation // J. Biomed. Mater. Res. 1994. - Vol. 28, №5.-P. 611-618.

106. Murayama H., Asano S., Oba M., et al. A case of early failure of the freestyle stentless bioprosthesis due to cuspal tear // Ann. Thorac. Cardiovasc. Surg. 2004. -Vol. 10,№6. -P. 382-385.

107. Nagy Z.L., Fisher J., Walker P.G., et al. The influence of sizing on the hydrodynamic characteristics and leaflet motion of the Toronto SPV stentless valve // J. Thorac and Cardiovasc. Surg. 1999. - Vol. 117, № 1. - P. 92 - 98.

108. Nimni M.E., Cheung D. Coating for bioprosthetic device and method of making same. US Pat. № 4.378.224. - 1983.

109. Nimni M.E., Cheung D., Strates В., et al. Chemically modified collagen: a natural biomaterial for tissue replacement // J. Biomed. Mater. Res. 1987. - Vol. 21, № 6. -P. 741-771.

110. Nimni M.E., Ertl D., Villanueva J., et al. Inhibition of ectopic calcification of glutaraldehyde crosslinked collagen and collagenous tissues by a covalently bound diphosphonate (APD) // Am. J. Cardiovasc. Pathol, 1990. - Vol. 3, № 3. - P. 237 -245.

111. Noishiki Y., Hata C., Tu R., et al. Development and evaluation of a pliable biological valved conduit. Part I: Preparation, biochemical properties, and histological findings // Int. J. Artif. Organs. 1993. - Vol. 16, № 4. - P. 192 - 198.

112. Noishiki Y., Kodaira K., Furuse M., et al. Method of preparing antithrombogenic medical materials. US Pat. № 4.806.595. - 1989.

113. Ogle M.F., Kelly S.J., Bianco R.W., et al. Calcification resistance with aluminum-ethanol treated porcine aortic valve bioprostheses in juvenile sheep // Ann. Thorac. Surg. 2003. - Vol. 75, №4 . p. 1267 - 1273.

114. Ozaki S., Herijgers P., Verbeken E. The influence of stenting on the behavior of amino-oleic acid-treated, glutaraldehyde-fixed porcine aortic valves in a sheep model. // J. Heart. Valve. Dis. 2000. - Vol. 9, № 4. - P. 552 - 560.

115. Pettenazzo E., Deiwick M., Thiene G., et al.Dynamic in vitro calcification of bioprosthetic porcine valves: Evidence of apatite crystallization // J. Thorac. Cardiovasc. Surg. -2001.- Vol. 121, № 3. -P. 500-509.

116. Piatt M.R., Mills L.J., Estrera A.S., et al. Marked thrombosis and calcification of porcine heterograft valves // Circulation. 1980. - Vol. 62, № 4. p. 862 - 869.

117. Purinya В., Kasyanov V., Volkolakov J., et al. Biomechanical and structural properties of the explanted bioprosthetic valve leaflets // J. Biomech. 1994. - Vol. 27,№1.-P. 1-11.

118. Roe S.C., Milthorpe В .К., True К., et al. The effect of gamma irradiation on a xenograft tendon bioprosthesis // Clin. Mater. 1992. - Vol. 9, № 3-4. - P. 149 -154.

119. Sabbah H.N., Hamid M.S., Stein P.D. Mechanical stresses on closed cusps of porcine bioprosthetic valve: correlation with sites of calcification // Ann. Thorac. Surg. 1986. - Vol. 42, № 1. - P. 93 - 96.

120. Saitanu K., Lund E. Inactivation of enterovirus by glutaraldehyde // Appl. Microbiol. 1975. - Vol. 29, № 5. - P. 571 - 574.

121. Schoen F.J., Harasaki H., Kim K.M., et al. Biomaterial-associated calcification: pathology, mechanisms, and strategies for prevention // J. Biomed. Mater. Res. -1988.-Vol. 22,№ Al (Suppl).-P. 11-36.

122. Schoen F.J., Levy R.J. Bioprosthetic heart valve failure: pathology and pathogenesis // Cardiol. Clin. 1984. - Vol. 2, № 4. - P. 717 - 739.

123. Schoen F.J, Levy R.J. Heart valve bioprostheses: antimineralization // Eur. J. Cardio-thorac. Surg. 1992. - Vol. 6, № 1 (Suppl). - P. 91 - 94.

124. Schoen F.J., Levy R.J., Nelson A.C., et al. Onset and progression of experimental bioprosthetic heart valve calcification // Lab. Invest. 1985. Vol. 52, № 5. - P. 523 -532.

125. Schoen F.J., Tsao J.W., Levy R.J. Calcification of bovine pericardium used in cardiac valve bioprostheses. Implications for mechanisms of bioprosthetic tissue mineralization // Am. J. Pathol. 1986. - Vol. 123, №1 . - p. 134 - 145.

126. Shargall Y., Goldman В., Christakis G., et al. Analysis of explants and causes of mortality during long-term follow-up of the Toronto stentless porcine valve // Semin. Thorac. Cardiovasc. Surg.-2001.-Vol. 13,№4(Suppl 1).-P. 106-112.

127. Shen M., Kara-Mostefa A., Chen L. Effect of ethanol and ether in the prevention of calcification of bioprostheses // Ann. Thorac. Surg. 2001. - Vol. 71, № 5 (Suppl). -P.S413-S416

128. Shen S.H., Sung H.W., Tu R., et al. Characterization of a polyepoxy compound fixed porcine heart valve bioprosthesis // J. Appl. Biomater. 1994. - Vol. 5, № 2. -P. 159- 162.

129. Silver M.M., Pollock J., Silver M.D., et al. Calcification in porcine xenograft valves in children // Am. J. Cardiol. 1980. - Vol. 45, № 3. - P. 685 - 689.

130. Siniawski H., Lehmkuhl H., Weng Y., et al. Stentless aortic valves as an alternative to homografts for valve replacement in active infective endocarditis complicated by ring abscess // Ann. Thorac. Surg. 2003. - Vol. 75, №3 . - P. 803 - 808.

131. Song Т., Vesely I., Boughner D. Effects of dynamic fixation on shear behaviour of porcine xenograft valves // Biomaterials 1990. - Vol. 11, № 3. - P. 191-196.

132. Speer D.P., Chvapil M., Eskelson C.D., et al. Biological effects of residual glutaraldehyde in glutaraldehyde-tanned collagen biomaterials // J. Biomed. Mater. Res. 1980. - Vol. 14, № 6. - P. 753 - 764.

133. Spray T.L., Roberts W.C. Structural changes in porcine xenografts used as substitute cardiac valves. Gross and histologic observations in 51 glutaraldehyde-preserved Hancock valves in 41 patients // Am. J. Cardiol. 1977. - Vol. 40, № 3. -P. 319-330.

134. Strickett M.G., Barratt-Boyes B.G., MacCulloch D. Disinfection of human heart valve allografts with antibiotics in low concentration // Pathology 1983. - Vol. 15, №4.-P. 457-462.

135. Sung HW., Chang Y., Chiu СТ., et al. Mechanical properties of a porcine aortic valve fixed with a naturally occurring crosslinking agent // Biomaterials. 1999. -Vol. 20, № 19. - P. 1759 - 1772.

136. Sung HW., Cheng WH., Chiu IS., et al. Studies on epoxy compound fixation. // J. Biomed. Mater. Res. 1996a. - Vol. 30, № 3. - P. 177 - 186.

137. Sung HW., Hsu CS., Lee YS., et al. Cross-linking characteristics of an epoxy-fixed porcine tendon: Effects of pH, temperature, and fixative concentration. // J. Biomed. Mater. Res. 1996b. - Vol. 31, № 4. - P. 511 - 518.

138. Sung HW., Hsu CS., Wang SP., et al. Degradation potential of biological tissues fixed with various fixatives: an in vitro study // J. Biomed. Mater. Res. 1997a. -Vol. 35, №2.-P. 147-155.

139. Sung HW., Hsu HL., Hsu CS. Effects of various chemical sterilization methods on the crosslinking and enzymatic degradation characteristics of an epoxy-fixed biological tissue // J. Biomed. Mater. Res. 1997b. - Vol. 37, № 3. - P. 376 - 383.

140. Sung HW., Hsu HL., Shih CC., et al. Cross-linking characteristics of biological tissues fixed with monofunctional or multifunctional epoxy compounds. // Biomaterials 1996c. - Vol. 17, № 14. - P. 1405 - 1410.

141. Sung HW., Huang RN., Huang LL., et al. Feasibility study of a natural crosslinking reagent for biological tissue fixation // J. Biomed. Mater. Res. 1998. - Vol. 42, № 4.-P. 560-567.

142. Sung Ж, Shen SH., Tu R. et al. Comparison of the cross-linking characteristics of porcine heart valves fixed with glutaraldehyde or epoxy compounds. // ASAIO J. -1993a. Vol. 39, № 3. - P. M532 - M536.

143. Sung HW., Shen WY., Tsai CC., et al. In vitro study of enzymatic degradation of biological tissues fixed by glutaraldehyde or epoxy compound // J. Biomater. Sci. Polym. Ed. 1997c. - Vol. 8, № 8. - P. 587 - 600.

144. Sung HW., Shih JS., Hsu CS. Crosslinking characteristics of porcine tendons: effects of fixation with glutaraldehyde or epoxy. // J. Biomed. Mater. Res. 1996d. -Vol. 30, №3. -P. 361-367.

145. Sung HW., Tu R., Shen SH., et al. A newly developed porcine heart valve bioprosthesis fixed with an epoxy compound. An experimental evaluation. // ASAIO J. 1994 - Vol. 40, № 2. - P. 192 - 198.

146. Sung HW., Witzel TH., Hata C., et al. Development and evaluation of a pliable biological valved conduit. Part II: Functional and hemodynamic evaluation. // Int. J. Artif. Organs. 1993b. - Vol. 16, № 4. - P. 199 - 204.

147. Talman E.A., Boughner D.R. Effect of altered hydration on the internal shear properties of porcine aortic valve cusp // Ann. Thorac. Surg. 2001. - Vol. 71, №5 (Suppl).-P. S375-S378.

148. Talman E.A., Boughner D.R. Glutaraldehyde fixation alters the internal shear properties of porcine aortic heart valve tissue // Ann. Thorac. Surg. 1995. - Vol. 60, № 2 (Suppl). - P. S369 - S373.

149. Tan A.J., Holt D.L. The effects of sterilization and storage treatments on the stress-strain behavior of aortic valve leaflets // Ann. Thorac. Surg. 1976. - Vol. 22, № 2. -P. 188-194.

150. Tang Z., Yue Y. Crosslinkage of collagen by polyglycidyl ethers // ASAIO J. -1995. Vol. 41, № 1. - P. 72 - 78.

151. Tansley P.D.T., Sheppard M.N., Pepper J. Symptomatic calcific stenosis of a Toronto stentless porcine valve // Eur. J. Cardio-thoracic Surg. 2000. - Vol. 17, №6.-P. 763-765.

152. Thandroyen F.T., Whitton I.N., Pirie D., et al. Severe calcification of glutaraldehyde-preserved porcine xenografts in children // Am. J. Cardiol. 1980. -Vol. 45, №3.-P. 690-696.

153. Thompson J.I., Czernuszka J.T. The effect of two types of cross-linking on some mechanical properties of collagen // J. Biomed. Mater. Eng. 1995. - Vol. 5, № 1. — P. 37-48.

154. Thubrikar M.J., Deck J.D., Aouad J. et al. Role of mechanical stress in calcification of aortic bioprosthetic valve // J. Thorac. Cardiovasc. Surg. 1983. - Vol. 86, № 1. -P. 115-125.

155. Thubrikar M.J., Skinner J.R., Eppink R.T., et al. Stress analysis of porcine bioprosthetic heart valves in vivo // J. Biomed. Mater. Res. 1982. - Vol. 16, № 6. -P. 811-826.

156. Tu R, Lu C.L., Thyagarajan K., et al. Kinetic study of collagen fixation with polyepoxy fixatives // J. Biomed. Mater. Res. 1993. - Vol. 27, № 1. - P. 3 - 9.

157. Tu R., Shen S.H., Lin D., et al. Fixation of bioprosthetic tissues with monofimctional and multifunctional polyepoxy compounds // J. Biomed. Mater. Res. 1994. - Vol. 28, №6.-P. 677-684.

158. Valente M., Bortolotti U., Thiene G. Ultrastructural substrates of dystrophic calcification in porcine bioprosthetic valve failure // Am. J. Pathol. 1985. - Vol. 119,№ l.-P. 12-21.

159. Valente M., Minarini M., Maizza A.F., et al. Heart valve bioprosthesis durability: a challenge to the new generation of porcine valves // Eur. J. Cardio-thorac. Surg. -1992. Vol.6, № 1 (Suppl). - P. S82 - S90.

160. Valente M., Pettenazzo E., Thiene G., et al. Detoxified glutaraldehyde cross-linked pericardium: tissue preservation and mineralization mitigation in a subcutaneous rat model // J. Heart. Valve. Dis. 1998. - Vol. 7, № 3. - P. 283 - 291.

161. Van Nooten G., Ozaki S., Herijgers P. Distortion of the stentless porcine valve induces accelerated leaflet fibrosis and calcification in juvenile sheep // J. Heart. Valve. Dis. 1999. - Vol. 8, № 1. - P. 34-41.

162. Verghese S., Padmaja P., Sindhu В., et al. Homograft valve bank: our experience in valve banking // Indian Heart J. 2004. - Vol. 56, № 4. - P. 299 - 306.

163. Vesely I. Reconstruction of loads in the fibrosa and ventricularis of porcine aortic valves // ASAIO J. 1996. - Vol. 42, № 5. - P. M739 - M746.

164. Vesely I. The role of elastin in aortic valve mechanics. // J. Biomech. 1998. - Vol. 31, № 2. - P. 115-123.

165. Vesely I., Boughner D.R. Analysis of the bending behaviour of porcine xenograft leaflets and of neutral aortic valve material: bending stiffness, neutral axis and shear measurements // J. Biomech. 1989. - Vol. 22, № 6-7. - P. 655 - 671.

166. Vesely I., Gonsalez-Lavin L., Graf D., et al. Mechanical testing of cryopreserved aortic allografts: comparison with xenografts and fresh tissue // J. Thorac. Cardiovasc. Surg. 1990. - Vol. 99, № 1. - P. 119 - 123.

167. Vesely I., Krucinski S., Campbell G. Micromechanics and mathematical modeling: an inside look at bioprosthetic valve function // J. Card. Surg. 1992a. - Vol. 7, № l.-P. 85-95.

168. Vesely I., Lozon A. Natural preload of aortic valve leaflet components during glutaraldehyde fixation: effects on tissue mechanics // J. Biomech. 1993a. - Vol. 26, №2.-P. 121-131.

169. Vesely I., Lozon A., Talman E. Is zero-pressure fixation of bioprosthetic valves truly stress free? // J. Thorac. Cardiovasc. Surg. 1993b. - Vol. 106, № 2. - P. 288 -298.

170. Vesely I., Noseworthy R. Micromechanics of the fibrosa and the ventricularis in aortic valve leaflets // J. Biomech. 1992b. - Vol. 25, № 1. - P. 101 - 113.

171. Vincentelli A., Zegdi R., Prat A., et al. Mechanical modifications to human pericardium after a brief immersion in 0.625% glutaraldehyde // J. Heart Valve Dis. 1998.-Vol. 7,№ l.-P. 24-29.1. С125 ^^

172. Vyavahare N., Ogle M., Schoen F.J. Mechanisms of bioprosthetic heart valve failure: fatigue causes collagen denaturation and glycosaminoglycan loss // J. Biomed. Mater. Res. 1999. - Vol. 46, № 1. - P. 44 - 50.

173. Walther Т., Falk V., Autschbach R., et al. Comparison of different anticalcification treatments for stentless bioprostheses // Ann. Thorac. Surg. -1998. Vol. 66, № 6 (Suppl).-P. S249-S254.

174. Westaby S., Amarasena N., Long V., et al. Time-Related Hemodynamic Changes After Aortic Replacement With the Freestyle Stentless Xenograft // Ann. Thorac. Surg. 1995. - Vol. 60, №. - P. 1633 - 1638.

175. Westaby S., Bianco R.W., Katsumata Т., et al. The Carbomedics "Oxford" Photofix stentless valve (PSV) // Semin. Thorac. Cardiovasc. Surg. 1999. - Vol. 11, № 4. (Suppl 1).- P. S206-S209.

176. Woodroof E.A. Use of glutaraldehyde and formaldehyde to process tissue heart valves // J. Bioeng. 1978. - Vol. 2, № 1-2. - P. 1 - 9.

177. Xi Т., Liu F., Xi B. Effect of pretreatment with epoxy compounds on the mechanical properties of bovine pericardial bioprosthetic materials // J. Biomater. Appl. 1992. - Vol. 7, № 1. - P. 61 - 75.

178. Zhou J., Quintero L.J., Helmus M.N., et al. Porcine aortic wall flexibility. Fresh vs Denacol fixed vs glutaraldehyde fixed // ASAIO J. 1997. - Vol. 43, № 5. - P. M470-M475.