Автореферат и диссертация по медицине (14.00.08) на тему:Влияние трансплантации нейральных стволовых клеток на процессы регенерации сетчатки в эксперименте
- Ученая степень
- кандидата медицинских наук
- ВАК РФ
- 14.00.08
Оглавление диссертации Пак, Наталья Владимировна :: 2005 :: Москва
Введение.
Глава I. Обзор литературы.
Раздел 1.1. Современные биотехнологические методы коррекции патологии заднего отрезка глаза.
Раздел 1.2. Современные представления о стволовой клетке.
Раздел 1.3. Применение нейральных стволовых клеток в экспериментальной медицине.
Раздел 1.4. Экспериментальное обоснование возможностей применения стволовых клеток в офтальмологии.
Глава II. Общая характеристика экспериментального материала и методов исследования.
Раздел 2.1. Трансплантационный материал.
Раздел 2.2. Характеристика экспериментального материала.
Раздел 2.3. Характеристика методов исследования.
Собственные исследования
Глава Ш. Трансплантация культивированных нейральных стволовых клеток на модели лазерного повреждения сетчатки.
Раздел 3.1. Влияние НСПК на репаративную регенерацию сетчатки в условиях ее экспериментального лазерного повреждения.
Раздел 3.2. Изучение поведения НСПК, трансплантированных в супрахориоидальное пространство глаза.
Глава IV. Клиническая и функциональная оценка воздействия культивированных НСПК на репаративные процессы в сетчатке на модели токсической (каинатпой) ретинопатии.
Раздел 4.1. Экспериментальная модель каинатной ретинопатии.
Раздел 4.2. Клиническая и функциональная оценка трансплантации
НСПК в ранние сроки.
Раздел 4.3. Клиническая и функциональная оценка трансплантации
НСПК в поздние сроки.
Раздел 4.4. Клиническая и функциональная оценка трансплантации
НСПК при ретробульбарном способе введения.
Раздел 4.5. Обсуждение полученных результатов.
Введение диссертации по теме "Глазные болезни", Пак, Наталья Владимировна, автореферат
Актуальность проблемы. Патология заднего отрезка глаза - дистрофии различного генеза, посттравматические изменения, поражение сетчатки при общих заболеваниях -группа наиболее трудноподдающихся лечению нозологий, для которых характерно снижение обменных и восстановительных процессов, нарушение микроциркуляции, нарушение структурной организации сетчатки и, как следствие, значительное нарушение зрительных функций.
По данным Е.И. Сидоренко, 1984, JI.A. Кацнельсона, 1990, Э.С. Аветисова, 1999, Connor, 1994 дистрофические заболевания заднего отрезка глаза являются одной из главных причин необратимого снижения зрения у людей, особенно в пожилом возрасте. В развитых странах одним из наиболее распространенных офтальмологических заболеваний среди лиц старше 65 лет считается центральная инволюционная хориоретинальная дистрофия, являясь основной причиной необратимой потери зрения [71,189,211,221]. По данным С.Ф. Шершевской, 1985 склеротическая макулодистрофия встречается у 40% пациентов в возрасте старше 50 лет. Хориоретинальная дистрофия при высокой близорукости является второй причиной инвалидности по зрению [4] . Посттравматические осложнения заднего отрезка глаза приводят к снижению зрения преимущественно лиц молодого, трудоспособного возраста [13].
Несмотря на совершенствование методов коррекции данной патологии традиционное лечение заболеваний сетчатки и зрительного нерва зачастую не оказывает положительного влияния (Краснов М.М., 1989, Лысенко B.C., 1991, Hayreh, 1997) . Большинство авторов признает, что консервативная терапия эффективна лишь в ранних стадиях процесса, и результаты ее нестабильны [25].
Новые возможности в лечении заболеваний заднего отрезка глаза появились с применением лазерного лечения (Сидоренко Е.И., 1974, Федоров С.Н., 1981, Краснов М.М., 1982, Nielsen, 1988), комбинированных методов, сочетающих медикаментозное, реваскуляризирующее и метаболическое воздействие на пораженные ткани
9,14,21,25,26,27,28,29,33]. Однако, в настоящее время ни один из предложенных методов лечения, включая и хирургические, не оказал значительного влияния на снижение слепоты, вызванной патологией заднего отрезка глаза.
Из вышеизложенного следует актуальность разработки новых более эффективных методов стимуляции репаративно-регенерационных процессов в сетчатке с целью восстановления ее структурной организации и функциональной активности.
В последнее время в литературе немалое внимание уделяется методам восстановления структуры и функции тканевых дефектов, в том числе и в сетчатке, с помощью клеточных технологий [61]. С развитием новых технологий в молекулярной и клеточной биологии активно развивается новая область - трансплантация соматических и стволовых клеток, как аутогенных, так и аллогенных [37,125]. С возможностью выделять и культивировать стволовые клетки (СК) появились новые перспективы в плане заместительной и стимулирующей биотерапии
62, 66, 69, 117, 127, 140, 143, 174, 190, 220, 222] .
Все специализированные клетки взрослого организма происходят из СК. Соматические СК - это клетки экстренной репарации в случае аварийных, массивных повреждений ткани [43] . Каждый орган взрослого содержит мозаику дифференцированных клонов, которые составляют 98-99% клеток органа. На долю ССК приходится около 0,1-0,01% всей клеточной массы органа. Клеточный состав многих органов за 70 лет жизни обновляется несколько раз. Дисбаланс количества и активности самообновления клонов стволовыми клетками является первопричиной многих поражений на клеточном уровне. Пересадки ССК, ускоряя самообновление ткани, способствуют элиминации патологически измененных клеток из организма. Большинство органов человека и млекопитающих используют СК для постоянного тщательно контролируемого самообновления дифференцированных клеток, выполняющих важнейшие функции [37, 38, 43, 168] .
Механизмы действия СК условно можно разделить на неспецифические и специфические. Неспецифические сводятся, как правило, к активации процессов регенерации, репарации и дифференцировки путем воздействия факторов роста или ключевых метаболитов (цитокинов, антиоксидантов, тканевых гормонов, пептидов, стимулирующих иммунокомпетентные клетки) [43,109].
Специфические механизмы подразумевают замену поврежденных клеток и компенсацию их функций. Так, в нервной системе, благодаря высокой способности к миграции и встраиванию в различные области мозга реципиента, НСК восполняют тем самым дефицитные специфические пулы нейрональных и глиальных клеток [10,168].
В офтальмологии в настоящее время для коррекции лимбально-клеточной недостаточности используются стволовые клетки лимба, как аутолимбальные (с парного глаза), так и аллолимбальные (с глаз живых или кадаверных доноров) [65,84,91,107]. Путем серийного культивирования клеток биоптата лимбальной зоны, обладающих наибольшим пролиферативным потенциалом, с!е Ъиса [92, 93], получил пласты эпителия роговицы. Метод был апробирован на ограниченном контингенте больных с ожоговыми дефектами роговицы с блестящими результатами.
Восстановление структурной организации и функциональной активности сетчатки с помощью СК привлекает особое внимание. Анализ данных литературы о проводимых экспериментальных исследованиях в этом направлении показал, что культивированные НСПК при трансплантации их в глаз грызунов сохраняют жизнеспособность в течение длительного времени (до б месяцев), мигрируют в поврежденные участки и дифференцируются в нейроны и глиальные клетки. Кроме того, трансплантированные клетки образуют синаптические связи с нейронами реципиента, а в отдельных случаях их формирующиеся отростки прорастают в зрительный нерв
121,123,135,146, 176,178,207,228,235,241,264,265] . Однако изучения функционального состояния сетчатки с трансплантированными нейральными стволовыми/прогениторными клетками не проводилось ни в одной доступной работе.
В связи с вышеизложенным является актуальным исследование эффективности трансплантации культивированных НСПК при патологии сетчатки, их влияния на репаративные процессы заднего отрезка глаза и электрогенез сетчатки.
Цель работы: изучить влияние трансплантации нейральных стволовых/прогениторных клеток на процессы репарации и регенерации в сетчатке, а также на ее функциональную активность в условиях экспериментального повреждения сетчатки.
Задачи:
1.Разработать модели поражения сетчатки с помощью различных повреждающих факторов.
2.Разработать методику трансплантации НСПК.
3. Провести клиническую оценку эффективности трансплантации НСПК на двух моделях повреждения сетчатки кролика: лазерной и токсической.
4.Провести электрофизиологические, морфологические и иммуногистохимические исследования трансплантации НСПК в эксперименте.
5.Оценить перспективы применения метода в клинике.
Научная новизна и практическая значимость работы:
Впервые в офтальмологии создана экспериментальная модель токсического поражения сетчатки кролика -каинатная ретинопатия, характеризующаяся гибелью биполярных и мюллеровских клеток сетчатки.
Впервые в офтальмологии разработана методика трансплантации НСГТК, выработаны дозы и способ введения при экспериментальном лазерном и токсическом повреждении сетчатки.
Впервые в офтальмологии изучено влияние трансплантации НСПК на процессы репаративной регенерации в сетчатке при указанных повреждениях. Доказана выживаемость НСПК человека в глазу кролика в течение 1 месяца, способность к миграции в область повреждения и стимулированию процессов репарации.
Впервые в офтальмологии изучено влияние НСПК на функциональную активность сетчатки при каинатной ретинопатии и доказано, что трансплантируемые клетки оказывают нейропротективный эффект и предупреждают развитие пролиферативных изменений на глазном дне.
Учитывая возможность постоянно располагать запасом донорского материала, поддерживая рост НСПК в культуре, а также эффективность и простую методику трансплантации, предложенный способ лечения может найти применение в клинической практике для лечения инкурабельных ранее заболеваний заднего отрезка глаза.
Основные положения, выносимые на защиту:
1.Разработан новый способ стимуляции репаративной регенерации сетчатки и повышения ее функциональной активности в эксперименте методом трансплантации нейральных стволовых/прогениторных клеток; отработана технология трансплантации различными способами.
2.Проведенная клиническая оценка влияния трансплантации НСПК при нарушении структурной организации сетчатки и снижения ее функциональной состоятельности показала высокую эффективность разработанного метода.
3.Доказано нейропротективное действие трансплантированных клеток в условиях тяжелого токсического повреждения сетчатки с помощью электрофизиологических исследований.
4.в индукции терапевтических эффектов трансплантации НСПК в эксперименте немаловажную роль играет неспецифический механизм клеточной терапии, основанный на модуляции процессов репарации и регенерации.
5.Данные иммуногистохимических исследований сетчатки после введения НСПК позволяют предполагать возможность заместительного механизма при их трансплантации.
Основные положения работы доложены и обсуждены на: научно-практической конференции «Неотложная помощь, реабилитация и лечение осложнений при травмах органа зрения и чрезвычайных ситуациях», Москва, 2003 г.; научно-практической конференции, посвященной 30-летию ВНИИ ГБ РАМН, Москва, 2003 г.; конференции «Стволовые клетки и перспективы их использования в здравоохранении», Москва, 2003 г.; научно-практической конференции «Лечение посттравматической патологии заднего отрезка глаза у пострадавших в экстремальных ситуациях», Москва, 2004г.; II Международной конференции
Патофизиология и современная медицина», Москва, 2004 г.; научно-практической конференции «Современные возможности в диагностике и лечении витреоретинальной патологии», Москва, 2004 г.; конференции «Стволовые клетки и перспективы их использования в здравоохранении», Москва, 2004 г.; третьем российском конгрессе по патофизиологии с международным участием «Дизрегуляционная патология органов и систем», Москва, 2004; симпозиуме EVER 2004,-Португалия.
По теме диссертации опубликовано 15 работ, из них 2 в зарубежных изданиях. Получен 1 патент на изобретение «Способ коррекции дистрофических изменений сетчатки при ее патологии различного генеза» (№ 2003112185/14(013134) от 28.04.2003), 2 приоритетные справки на патенты «Способ моделирования токсической ретинопатии» № 2004117590 от 10.06.2004 и «Способ улучшения функциональной активности сетчатки при ее патологии различного генеза» № 2004117589 от 10.06.04.
Объем и структура работы: диссертация изложена на 180 страницах машинописного текста, иллюстрирована 16 таблицами, 23 рисунками. Список использованной литературы включает 27 0 источников, из них 4 9 отечественных и 221 иностранных.
Диссертация состоит из введения, 4 глав и 14 разделов, заключения, выводов и библиографического указателя.
Заключение диссертационного исследования на тему "Влияние трансплантации нейральных стволовых клеток на процессы регенерации сетчатки в эксперименте"
выводы
1.Впервые разработана методика трансплантации нейральных/стволовых прогениторных клеток в глаз кролика на моделях лазерного повреждения сетчатки и каинатной ретинопатии.
2.Установлено, что трансплантация НСПК оказывает стимулирующее влияние на процессы репаративной регенерации в сетчатке при нарушении ее структурной организации при лазерной травме. Эффект клинически проявляется в ускорении пигментации ожогового дефекта, морфологически - в формировании более нежного хориоретинального сращения.
3.Доказано на основе иммуногистохимических исследований, что трансплантированные в глаз НСПК способны выживать не менее месяца, мигрировать в область повреждения по сетчатке и хориоидее, при этом отдельные клетки сохраняют статус стволовых.
4.Впервые создана устойчивая и легко воспроизводимая модель токсического поражения сетчатки кролика -каинатная ретинопатия, электрофизиологически проявляющаяся гибелью биполярных и мюллеровских клеток ретинальной ткани. Данная модель ретинопатии может применяться в экспериментальной офтальмологии.
5.Установлено, что трансплантация НСПК снижает степень пролиферативных изменений на глазном дне при каинатной ретинопатии.
6.Показано, что интравитреальная трансплантация НСПК при каинатной ретинопатии оказывает положительное нейропротективное влияние на функциональную активность сетчатки как в ранние сроки, так, частично, и в поздние -при развитии грубого поражения ретинальных структур. Ретробульбарное введение НСПК способствует лучшей сохранности биполярных клеток сетчатки и глиальных клеток Мюллера.
7.Разработанный нами метод, способы и дозы трансплантации НСПК, а также положительный эффект от их применения делают возможным использование данного метода в клинике при заболеваниях заднего отрезка глаза.
ЗАКЛЮЧЕНИЕ
Патология заднего отрезка глаза различной этиологии -дистрофии различного генеза, посттравматические изменения, поражение сетчатки при общих заболеваниях -остается серьезной медицинской и социальной проблемой. Нарушение структурной организации и функциональной активности сетчатки неизбежно приводит к значительному и необратимому снижению зрения (Е.С. Либман, Е.В. Шахова, 2000; Н. В. Пасечникова, В.А. Науменко, 2003; Gass J.D.,1997; Klein R., Klein B.E.,1997; Beatty S., Koh H. et al., 2000).
Современные методы медикаментозного, лазерного и хирургического лечения позволяют добиться в некоторых случаях повышения или стабилизации зрительных функций, но в подавляющем большинстве авторы отмечают, что положительный эффект кратковременен и результаты лечения нестабильны (Ф.Е. Шадричев и соавт., 1998; Н.Л. Маланова, A.A. Мурзин, 2000; Т.В. Мельникова, 2000; Bloom D., 2000; van der Pijl J.W., 1998).
Актуальность проблемы обуславливает высокую практическую значимость усилий в поисках новых методов коррекции данной патологии. Большие возможности открывает регенеративная медицина, которая занимается восстановлением структуры и функции поврежденных тканей с помощью клеточных биотехнологий. Одним из ее направлений является трансплантация стволовых клеток, как ауто-, так и аллогенных. С совершенствованием методов выделения и культивирования СК, осознанием их потенциальных возможностей как средства заместительной терапии и мощного стимулирующего воздействия на репаративно-регенерационные процессы, открываются новые перспективы в лечении различных заболеваний (Assrnus et al., 2002, Perin et al., 2003, Snyder E.Y. et al., 1997, Borlognam C.V. et al., 1998, Г.Т. Сухих, В.В. Малайцев, 2001).
По современным представлениям большинство органов млекопитающих и человека содержит микровкрапления СК (0,1-0,01 % всей клеточной массы органа) и используют их для постоянного тщательно контролируемого самообновления дифференцированных клеток, выполняющих важнейшие функции (B.C. Репин, Г.Т. Сухих, 1998, McKay R., 1997). СК являются и средством экстренной репарации в случаях «аварийных», массивных повреждений тканей. Дисбаланс количества и активности самообновления клеток стволовыми предшественниками является причиной многих патологических процессов на клеточном уровне.
Неспецифические механизмы СК, интенсифицирующие процессы репарации и регенерации тканей, основаны на выделении стволовыми клетками различных факторов роста и ключевых метаболитов. Организующе-индуцирующая клеточная терапия направлена на активацию собственного продуктивного потенциала органов и тканей. Специфические механизмы подразумевают замену поврежденных клеток и компенсацию их функций. Донорские СК при трансплантации способны идентифицировать очаг поражения, приобрести нужный фенотип и включиться в функциональный цикл органа реципиента.
В офтальмологии особое внимание привлекает восстановление структурной организации и функциональной активности сетчатки с помощью СК. Культивированные нейральные стволовые/прогениторные клетки при трансплантации их в глаз грызунов сохраняют жизнеспособность в течение длительного времени (до 6 месяцев), мигрируют в поврежденные участки и дифференцируются в нейроны и глиальные клетки. Кроме того, трансплантированные клетки образуют синаптические связи с нейронами реципиента, а в отдельных случаях их формирующиеся отростки прорастают в зрительный нерв (Takahashi m. et al., 1998., Kurimoto Y. et al., 2001, Nishida A. et al., 2000, Young M. et al., 1999, 2000).
В связи с вышеизложенным нами изучена возможность применения трансплантации СК при патологическом состоянии сетчатки.
Целью работы явилось изучение влияние трансплантации нейральных стволовых/прогениторных клеток на процессы репарации и регенерации сетчатки, а также на ее функциональную активность в условиях экспериментального повреждения сетчатки.
Достижение цели осуществлялось путем решения следующих задач:
1.Разработать модели поражения сетчатки с помощью различных повреждающих факторов.
2.Разработать методику трансплантации НСПК.
3.Провести клиническую оценку эффективности трансплантации НСПК на двух моделях повреждения сетчатки кролика: лазерной и токсической.
4.Провести электрофизиологические, морфологические и иммуногистохимические исследования трансплантации НСПК в эксперименте.
5.Оценить перспективы применения метода в клинике.
Источником донорского материала служила ткань переднего мозга 9-12- недельных эмбрионов человека (полученных в результате медицинского аборта). Клетки мозга диссоциировали и высевали в концентрации 2х106 кл/мл в ростовую среду NPBM (Neural Progenitor Basal Medium, "Clonetics"). В среду добавляли стандартный набор факторов роста: фактор роста фибробластов человека, фактор выживания нервных клеток человека, эпидермальный фактор роста и гентамицин/амфотерин ("Clonetics"). Клетки культивировали во флаконах в виде суспензии плотностью 2х105 кл/мл среды в течение 7-14 суток.
Перед трансплантацией суспензию клеток тщательно отмывали от культуральной среды, подсчитывали количество жизнеспособных клеток при окрашивании трипановым синим и йодидом пропидия (как правило не ниже 95 %) и суспензировали в минимальном количестве физиологического раствора.
В нашей работе исследования проведены на двух моделях экспериментального повреждения сетчатки: лазерного и токсического (каинатного).
Лазерное повреждение сетчатки кролика осуществлялось с помощью аргоновой лазерной установки. Коагуляты наносились в нижней половине глазного дна через грань 3-хзеркальной линзы по 20 коагулятов на каждом экспериментальном глазу. Средняя мощность излучения составляла 400 мВт, длительность экспозиции равнялась 0,1 сек, диаметр пятна 100 мкм. По классификации L'Esperance данный световой ожог соответствует 3-ей степени.
В I серии эксперимента на модели лазерного повреждения сетчатки (20 кроликов) НСПК в дозе 8 млн клеток в 1 мл физиологического раствора вводились в ретробульбарное пространство правых глаз, в левые (контрольные) глаза таким же образом инъецировали 1 мл физиологического раствора.
Наблюдение за состоянием глаз животных осуществляли с помощью фокального и бокового освещения для общего осмотра переднего отрезка глаз, биомикроскопии щелевой лампой "Karl Zeiss-Iena" и офтальмоскопии прямым офтальмоскопом "HEINE".
Клиническую оценку состояния глазного дна проводили по разработанной нами бальной системе, характеризующей степень пигментации области лазерного повреждения.
Параллельно с клиническими наблюдениями в эксперименте исследовали динамику морфологических изменений на 10 и 21 сутки наблюдения с применением стандартных методов окраски гистологических препаратов.
Офтальмоскопическое исследование динамики заживления области лазерного повреждения сетчатки показало, что в опытной группе отек сетчатки в зоне повреждения исчезал в среднем через 3 дня, в контрольной - в среднем через 4 дня, появление пигмента в области коагулятов начиналось в опытных глазах с 4-5-х суток, в контрольных - с 6-1-х суток. Пигментация участков лазерного повреждения на фоне применения НСПК завершалась в среднем через 16-17 дней, при введении физиологического раствора в среднем через 19-20 дней. Таким образом, в опытной группе отмечалась более быстрая, в среднем на 2-3 дня пигментация коагулятов. На 18 сутки наблюдения на всех опытных глазах имелась полная пигментация области лазерного ожога, тогда как в контрольной - только у 50 % животных.
При гистологическом исследовании выявлена достоверная разница между контрольными и опытными глазами: в контроле отмечалась миграция пигментных клеток во внутренние слои сетчатки, где образовывались их скопления, формировалось более грубое хориоретинальное сращение. В опытных глазах пигментный эпителий пролиферировал в несколько слоев в пределах наружных слоев сетчатки, отмечалась более полная реконструкция поврежденных участков. Полученные результаты клинических и морфологических наблюдений указывают на усиление процессов репаративной регенерации сетчатки при трансплантации НСПК.
Учитывая простоту и неинвазивность трансплантации суспензии НСПК в ретробульбарное пространство, данный метод может быть применим в широкой клинической практике.
Целью II серии эксперимента на модели лазерной травмы сетчатки (20 кроликов - 4 0 глаз) было изучение способности НСПК выживать, мигрировать и интегрироваться в сетчатке реципиента при трансплантации в СХП.
После нанесения лазерного повреждения сетчатки описанным выше способом в оба глаза в супрахориоидальное пространство трансплантировались НСПК в виде суспензии в дозе 500 тысяч - 1 млн клеток в 0,05 мл физиологического раствора с помощью микрошприца "Hamilton" (методика указана в разделе 2.2). Для дальнейшей визуализации вводимых клеток в гистологических препаратах перед трансплантацией клетки окрашивали ядерным люминесцентным красителем бизбензимидом (Hoechst 33342, "Sigma").
Результаты иммуногистохимического исследования, проведенные на 1, 5, 10, 30 сутки показали, что в глазах всех экспериментальных животных находились трансплантаты культивированных НСПК человека. Положительная окраска препаратов с люминесцентным свечением клеток, окрашенных бизбензимидом, антителами на ядра клеток человека (anti Human Nuclei) идентифицировала именно введенные клетки человека. Антитела на ядра человека всегда четко выявляли введенные НСПК и служили удачным маркером для определения клеток человека в глазу кролика.
Плотность распределения трансплантированных клеток уменьшалась с удалением от места введения. Клетки мигрировали по направлению к заднему полюсу глаза, достигая зоны лазерной травмы уже на 10-й день после трансплантации. Трансплантированные клетки, иммунопозитивные к ядрам клеток человека, распределялись группами или единично. Достигая зоны лазерного повреждения, клетки трансплантатов находились в хориоидее и в наружных и внутренних слоях сетчатки.
Двойная иммуногистохимическая окраска с использованием антител к ядрам клеток человека и нестину человека показала, что среди трансплантированных сохраняются истинно СК. Отдельные положительно окрашенные на нестин клетки мигрировали от места введения по ткани хориоидеи и сетчатки.
Полученные данные свидетельствуют о способности трансплантированных клеток выживать в течение 30 суток и мигрировать в зону патологических изменений, сохраняя, в отдельных случаях, мультипотентный статус.
В офтальмологии СК вводят, как правило, субретинально или интравитреально. Известно, что хориоидея рыхло связана с бурой пластинкой склеры посредством системы длинных и коротких соединительнотканных пластинок, которые легко разрушаются механическим путем. Эта особенность анатомии СХП позволяет использовать различные биоматериалы для хирургического лечения сенильной макулодегенерации. По нашему мнению введение клеток в СХП глаза менее травматично для сетчатки, кроме того, обеспечивается более свободная миграция трансплантированных клеток. Движение клеток к заднему полюсу глаза в область лазерной травмы подтверждает необходимость наличия повреждения, «сигнала» для активизации СК.
Таким образом, трансплантация клеток в СХП глаза также возможна в клинике.
При изучении эффектов трансплантации стволовых клеток в глазное яблоко большое значение имеет определение характера их воздействий на структуры и функции сетчатки, а также объективная оценка функциональной состоятельности регенерируемых нейронов. Однако в многочисленных работах, публикуемых по проблеме стволовых клеток, полностью отсутствуют электрофизиологические исследования. В единичных работах зрительные функции изучали в психофизических, поведенческих экспериментах без использования объективных критериев оценки активности сенсорной ткани (Lund R.D. et al., 2001).
Для возможного изучения функционального состояния сетчатки при трансплантации СК нами впервые на кроликах была создана модель токсического поражения сетчатой оболочки - каинатная ретинопатия. Эффект каината состоит в избыточном накоплении в межклеточном пространстве глутамата, который в больших дозах обладает нейротоксическим эффектом, блокирует синаптическую передачу между фоторецепторами и биполярными клетками и вызывает апоптоз последних (Chidlow G., Osborn N.N., 2003).
На данной модели проведено IV серии эксперимента.
В I серии на б кроликах отрабатывалась доза вводимого яда. Оптимальной как для клинического изучения фундускопических изменений, так и для электрофизиологических исследований оказалась доза 0, 04 мг, которая и легла в основу дальнейших исследований. Методика моделирования ретинопатии путем интравитреального введения каиновой кислоты описана в разделе 2.2.
Во II серии эксперимента на модели токсического поражения сетчатки (15 кроликов - 30 глаз) проводилась клиническая и функциональная оценка эффективности трансплантации НСПК в ранние сроки. После моделирования каинатной ретинопатии в стекловидное тело правых глаз (опытная группа) вводили суспензию НСПК в количестве 2,53 млн клеток в 0,1 мл физиологического раствора (методика описана во II главе). В левые глаза (контрольная группа) таким же образом инъецировали 0,1 мл физиологического раствора.
В III серии (6 кроликов - 12 глаз) оценивали клиническое и функциональное состояние сетчатки в поздние сроки. Через 5 суток после моделирования ретинопатии интравитреально в правые глаза трансплантировали НСПК к количестве 2,5-3 млн клеток в 0,1 мл физиологического раствора, в левые вводили 0,1 мл физиологического раствора.
В IV серии (10 кроликов - 20 глаз) изучалось влияние НСПК при их ретробульбарном введении. После моделирования ретинопатии в правые глаза (опытная группа) методом инъекции в ретробульбарное пространство вводились НСПК в виде суспензии в дозе 10 млн клеток в 1 мл физиологического раствора. В левые глаза (контрольная группа) таким же образом вводили 1 мл физиологического раствора. Инъекции повторяли 1 раз в неделю, всего 3 инъекции в течение месяца.
Клиническую оценку состояния глазного дна проводили по разработанной нами бальной системе, отражающей степень выраженности пролиферативных витреоретинальных изменений (см. раздел 2.3). В серии с введением НСПК в ранние сроки в контрольной группе к 20 дню отмечались выраженные фиброзные изменения сетчатки по типу витреоретинальной решетчатой дистрофии - 2 балла по предложенной шкале в 86,7 % глаз, в опытной же группе данные изменения наблюдались только в 40 % случаев. К 30 дню между опытными и контрольными группами выявлялась значительная разница: в глазах с клеточными трансплантатами картина оставалась прежней, в контроле же явления токсического поражения сетчатки прогрессировали: в 40 % глаз развились выраженные фиброзные изменения сетчатки с разрастанием глиальной ткани (3 балла).
В серии эксперимента с трансплантацией НСПК в поздние сроки в контрольной группе на 20 сутки в 16,7 % случаев пролиферативные изменения прогрессировали до 2 баллов, в опытной группе такой динамики не наблюдалось: в 50 % случаев изменения отсутствовали, в 50 % - остались на уровне начальных преретинальных помутнений (1 балл).
В IV серии при ретробульбарном введении НСПК обращает внимание обратное развитие начальных фиброзных изменений и в контрольной и в опытной группах в некоторых случаях. Тем не менее на 20-е сутки в опыте только у одного животного (10 %) пролиферативные изменения достигли оценки 2 балла, в контроле таких случая было 2 (20 %) , в одном из которых (10 %) к 30-м суткам наблюдалось развитие глиоза (3 балла).
Таким образом, при анализе полученных данных клинического наблюдения за состоянием глазного дна при всех трех вариантах трансплантации НСПК (интравитреальном введении в ранние и поздние сроки после моделирования ретинопатии и ретробульбарном введении) выявлялась меньшая степень пролиферативных витреоретинальных изменений в опытных глазах. Развития глиальной ткани (3 балла) через месяц от начала эксперимента не наблюдалось ни в одном глазу с трансплантированными клетками при любом варианте введения НСПК, тогда как в контрольной группе в 7 случаях (40 %) при интравитреальном введении в ранние сроки и в 1 случае (10 %) в группе с ретробульбарным введением имелось развитие выраженных фиброзных изменений с разрастанием глиоза.
Наиболее существенная разница между контрольными и опытными глазами выявлялась в группе с интравитреальным введением НСПК в ранние сроки - через 30 мин после инъецирования каиновой кислоты. Целью данной серии эксперимента было выявление возможностей стволовых клеток предотвратить развитие патологического процесса в сетчатке. Полученные результаты свидетельствуют о положительном нейропротективном влиянии трансплантируемых клеток, вероятно, за счет выброса биологически активных веществ.
В группе с введением НСПК через 5 дней после моделирования каинатной ретинопатии (поздние сроки) трансплантация НСПК менее результативна. Это можно объяснить тем, что за 5 дней развивается гибель значительного числа нейронов II и III порядка. По данным литературы при введении каиновой кислоты в стриатум головного мозга крыс полное разрушение нейронов происходит в течение 48 часов [246, 248]. Тем не менее, в нашей работе в 1 случае из б в контроле имелось развитие выраженной пролиферации (2 балла), тогда как в опыте изменения во всех случаях ограничивались начальной стадией (0-1 балл). электроретинографические исследования I серии эсперимента при развитии каинатной ретинопатии позволили выявить дистрофические изменения нейронов II порядка -ON-биполярных клеток при сохранной функции нейронов I порядка - фоторецепторов, что подтверждает данные литературы (Chidlow G., Osborn N.N., 2003). Грубая редукция амплитуды низкочастотной РЭРГ, объективно отражающей суммарную функцию ON-биполяров, при сохранной а-волне ЭРГ, отражающей функцию фоторецепторов, говорит о дегенерации биполярных клеток.
Практически полное исчезновение b-волны ЭРГ, в генерации которой принимают участие не только биполярные, но и глиальные клетки, свидетельствовало, что наибольшее, а, возможно, и первичное влияние каинат оказывает именно на нейроглию. Согласно данным фундаментальной патофизиологии (Riechenbach А., 1998, Bringmann А., 2000, Зуева М.В., 2002), клетки Мюллера в нормальной сетчатке имеют большой мембранный потенциал и обладают потенциалзависимой способностью регулировать уровень глутамин-синтетазы и удалять избыток глутамата из внеклеточного пространства. Клетки Мюллера синтезируют и секретируют глутамин-синтетазу и обладают развитыми механизмами потребления глутамата из межклеточной среды и его инактивации.
Повреждение ретинальной ткани приводит к редукции способности клеток Мюллера обеспечивать потенциал-зависимое поглощение глутамата из внеклеточного пространства, его инактивацию и рецикл, а, следовательно, и генерацию Ь-волны ЭРГ. Исчезновение Ь-волны при каинатной ретинопатии отражает резкое угнетение клеток Мюллера, что, по-видимому, и является причиной нарушения их потенциал-зависимой функции регулировать уровень глутамин-синтетазы и осуществлять рецикл глутамата.
Таким образом, полученные результаты дают основание говорить о значительном вовлечении в механизм развития каинатной ретинопатии и мюллеровской глии.
Данные электроретинографических исследований в дальнейших экспериментах показали, что наиболее полноценная функциональная реабилитация сетчатки имела место в опытной группе с ранним введением НСПК, что вполне закономерно, учитывая трансплантацию донорского материала на ранних этапах развития ретинопатии.
Нами установлено, что практически одновременное с нейротоксином введение НСПК препятствует проявлению каинатной ретинопатии, защищая клеточные типы сетчатки, которые подвергаются наибольшему изменению при инъекции каиновой кислоты. В контрольной группе у 53,3 % кроликов в течение всего периода наблюдения Ь-волна либо полностью отсутствовала, либо была резко редуцированной, и регистрировался чистый РШ-компонент или «минус»-негативная ЭРГ: Ь-волна ниже изолинии при сохранной а-волне. У 46,7 % остальных генерировалась «плюс»-негативная ЭРГ: Ь-волна редуцирована, но выше изолинии, удлиненной латентности.
В опытной группе через 1 сутки наблюдалась небольшая по амплитуде 55,0 ± 14,7 мкВ (М + т) Ь-волна, впоследствии ее амплитуда прогрессивно возрастала и к 30-му дню наблюдения равнялась в среднем 128,0 ± 18,0 мкВ (исходные значения составляли 135,0 ± 12,9).
Результаты исследований демонстрируют сохранение, либо восстановление под воздействием стволовых клеток некоторых функций, присущих зрелым глиальным клеткам Мюллера, и, прежде всего, поглощения, инактивации и рецикла глутамата и генерации Ь-волны ЭРГ.
Функциональная активность фоторецепторов, определяемая по величине а-волны ЭРГ, в обоих глазах оставалась практически одинаковой. В связи с этим полученные нами различия в динамике низкочастотной РЭРГ в контрольных и опытных глазах можно полностью объяснить различиями функциональной реакции биполярных клеток. Повышение амплитуды РЭРГ в опытной группе до значений 28,0 ± 9,9 мкВ на 30-й день наблюдения по сравнению с контрольной группой - 6,5 ± 3,6 мкВ, можно рассматривать как отражение достоверно лучшей сохранности нейронов II порядка.
Динамика значений Кг отражает характерные изменения глио-нейрональных взаимодействий в сетчатке: в опыте с НСПК через 1 неделю Кг снижался до 2 отн. ед., т.е. временно угнеталась активность МК, с последующим его возрастанием до супернормальных значений - 4,6 ед. Это возрастание Кг является косвенным подтверждением активизации функции МК и восстановлением глио-нейральных взаимодействий в сетчатке. В контрольных глазах с каинатной ретинопатией через 1 неделю эксперимента обнаруживалась резкая активизация метаболизма мюллеровской глии с возрастанием Кг до 8-10 единиц. Подобное увеличение Кг отражает напряженность компенсаторно-приспособительных механизмов в сетчатке и при различных патологических процессах часто является свидетельством развития ишемии и гипоксии в сетчатке.
Таким образом, выявленная значительная разница между значениями Ь-волны ЭРГ в контрольной и опытной группах в течение всего срока наблюдения, достоверно лучшая сохранность низкочастотной РЭРГ в опытной группе, которые (при близких значениях а-волны ЭРГ в обеих группах) отражают функциональное состояние биполярных клеток, свидетельствуют о положительном нейропротективном влиянии стволовых клеток на нейроны сетчатки и МК.
Результаты экспериментальных клинико-морфологических, электрофизиологических исследований трансплантации НСПК свидетельствуют о необходимости дальнейшего изучения данной проблемы.
Список использованной литературы по медицине, диссертация 2005 года, Пак, Наталья Владимировна
1. Александрова М.А. Биологические подходы к проблеме восстановления зрения// Успехи соврем. биологии. 1993.Т.113.С.741-751.
2. Александрова М.А., Полтавцева P.A., Марей М.В., Ревищин A.B. и др. Трансплантация культивированных нейральных прогениторных клеток человека в мозг крыс: миграция и дифференцировка// Бюлл. эксперим. биологии и медицины.2001.Т.132.№.10.С.455-458.
3. Александрова М.А., Ревищин A.B., Подгорный О. В., Полтавцева P.A. и др. Трансплантация культивированных нейральных стволовых клеток плода человека в мозг крыс, подвергавшихся острой гипоксии//Бюлл. эксперим. биологии и медицины.2004.Т.137.№.3.С.296-300.
4. Аветисов Э.С. Близорукость. М. Медицина. 1999. С.55.
5. Базарный В.Ф. Новый способ хирургического лечения пигментной дегенерации сетчатки// Вопросы офтальм., отолярингол. и психоневрол.: Тр. Красноярск. Мед. инта. Красноярск.1969.Вып.4.С.15-18.
6. БеляевВ.С., Госен Ж.Х. Реваскуляризация в профилактике и лечении дистрофий сетчатой оболочки и зрительного нерва// Актуальн. вопросы офтальмол. Сборник научных трудов.Харьков.1985.С.30-32.
7. Бызов A.JT. Потенциалы в глиальных клетках//Функции нейроглии/Под ред. Ройтбака А. И. Тбилиси: Мецниереба.1979.С.49-57.
8. Васильева J1.A. Применение ретилина для лечения пигментной периферической абиотрофии сетчатки. Автореф.дис.канд.мед.наук.СПб.1992.
9. Викторов И.В., Сухих Г.Т. Медико-биологические аспекты применения стволовых клеток// Вестник РАМН.2002.№4.С.24-30.
10. Волошинов Д. Б. Создание коллатерального кровообращения во внутренних оболочках глаза// Вестник офтальм.1971.№4.С.44-48.
11. Галимова В.У., Мулдашев Э.Р. Новый способ реваскуляризации хориоидеи// Офтальм. журнал. 1981.№5.С.308-309.
12. Гундорова P.A., Малаев A.A., Южаков A.M. Травмы глаза. М. Медицина. 1986. 363 с.
13. Журавлева JI.B. Новые боирегуляторы в лечении центральных инволюционных дистрофий сетчатки// Вопросы офтальм. Самара.1994.С.49-50.
14. Зуева М.В. и др. Экспериментальная йодацетатная ретинопатия// Вестн. офтальм.1977.№3.С.59-60.
15. Зуева М.В. Клетки Мюллера: роль в нормальном функционировании сетчатки и патогенезе ретинальных заболеваний// Клиническая физиология зрения/Под ред. Шамшиновой A.M. и др. М.: НМФ МБН.2002.С.92-109.
16. Зуева М.В., Цапенко И. В. Клиническаяэлектроретинография в оценке глиально-нейрональных взаимоотношений при ретинальной патологии// Сенсорные Системы.1992.N3.С. 58-63.
17. Зуева М.В., Цапенко И. В. Методика регистрации ритмической ЭРГ и перспективы ее развития в клинике глазных болезней// Клиническая физиология зрения. М. : АО "Русомед".1993.С.81-98.
18. Иванина Т.А., Зуева М.В., Лебедева М.Н. Ультраструктура сетчатки при моделировании дегенеративных процессов// Морфологич. аспекты офтальм.: Сб. научн. тр. МНИИГБ им. Гельмгольца. М. 1983.С.23-25.
19. Кийко Ю.И. Сенильная макулярная дегенерация. Регенеративная хирургия биоматериалами Аллоплант.Уфа-Москва . 2002 . 58-113 .
20. Корепанов A.B. Операция многоокончатой реваскуляризации сосудистой оболочки глаза при сенильной макулодистрофии глаза// VII съезд офтальмологов России: Тез. докл. М.2000.Т.1.С.451.
21. Кулаков В.И., Сухих Г.Т., Молнар Е.М. Трансплантация фетальных тканей человека: анализ состояния проблемы и перспективы развития// Трансплантация фетальных тканейи клеток. Сб. научн. статей. Бюлл. эксперим. биологии и медицины. М.1996.С.5-9.
22. Лосева Е.В. Нейротрансплантация фетальных тканей и компенсаторно-восстановительные процессы в центральной нервной системе реципиентов// Успехи физиолог, наук.2001.Т.12.с.19-37.
23. Лысенко B.C. Разработка патогенетически ориентированных комплексных методов лечения инволюционных центральных хориоретинальных дистрофий. Дисс.канд.мед.наук. С.5-25.
24. Максимов И. Б. Комплексная пептидная коррекция при микрохирургическом лечении травм глаза и их последствий// Автореф. дисс.д-ра мед. наук. М.1996.
25. Морозов В.Г., Хавинсон В.Х. Новый класс биологических регуляторов многоклеточных систем цитомедины// Успехи соврем, биологии. 1983. Т.96. № 3(6).С.339-352.
26. Морозов В. Г., Хавинсон В.Х. Пептидные биорегуляторы (25-летний опыт экспериментального и клинического изучения). СПб.: Наука, 1996.
27. Мулдашев Э.Р., Галимова В. У. Новый способ реваскуляризации хориоидеи// Офтальмологич. журнал.1981.№ 5.С.308-309.
28. Подгорный О.В., Хейфец И.В., Александрова М.А., Лосева Е.В. и др. Нормализация поведения крыс после гипоксии нейральными стволовыми клетками человека// Бюлл. эксперим. биологии и медицины.2004.Т.137.№ 4.С.394-398.
29. Подыниногин Н.В. Субтеноновая ирригационная терапия с использованием коллагеновой губки «Метуракол» в комплексном лечении дистрофических заболеваний заднего отрезка глаза// Автореф. дисс.канд.мед.наук. М. 2003.
30. Полтавцева P.A., Ржанинова A.A., Ревищин A.B., Александрова М.А. и др. Развитие in vitro нейральных прогениторных клеток эмбрионов человека//Бюлл. эксперим. биологии и медицины.2001.Т.132.№ 9.С.290-293.
31. Полтавцева P.A., Ревищин A.B., Александрова М.А., Корочкин Л.И. и др. Нейральные стволовые и прогениторные клетки эмбрионов и плодов человека -основа новых биомедицинских технологий// Онтогенез. 2003.Т.34.№ 3. С.211-215.
32. Ревищин A.B., Полтавцева P.A., Марей М.В., Александрова М.А. и др. Структура клеточных кластеров, Формирующихся в культурах диссоциированногоэмбрионального мозга человека// Бюлл. эксперим. биологии и медицины.2001.Т.132.№ 9.С.285-289.
33. Репин B.C. Трансплантация клеток: новые реальности в медицине// Трансплантация фетальных тканей и клеток. Сб. научн. статей. Бюлл. эксперим. биологии и медицины.М.1998.С.14-29.
34. Репин B.C., Сухих Г. Т. Медицинская клеточная биология. БЭБМ. М. 1998. С.5, 7-8, 15-16, 20.
35. Репин B.C., Ржанинова A.A., Шаменков Д. А. Эмбриональные стволовые клетки: фундаментальная биология и медицина.«РеМеТекс».М.2002.С.6-33,116-187.
36. Самсоненко Р.В., Ойзерман М.В. Электрофизиологические и морфологические исследования сетчатки кролика при йодацетатной ретинопатии// Мат. III Всеросс. съезда офтальм. М.1975.Т.2.С.199-202.
37. Сосунов A.A., Челышев Ю.А., Маккаханн Г. и др. Нейрогенез в головном мозгу зрелых млекопитающих// Успехи физиол. наук.2002.Т.33.С.17-28.
38. Степанов Г.А., Карпенко Д.О., Александрова М.А., Подгорный О.В. Ксенотрансплантация фетальных стволовых/прогениторных клеток мозга человека при травме спинного мозга взрослых крыс// Бюлл. эксперим. биологии и медицины.2003.Т.135.№ 4.С.466-470.
39. Сухих Г.Т., Малайцев В. В. Нейральная стволовая клетка: биология и перспективы нейротрансплантации// Бюлл. эксперим. биологии и медицины.2001.Т.131.№ 3.С.244-255.
40. Сухих Г.Т., Богданова И.М., Малайцев В.В., Фисенко А.Г. Иммунологические аспекты трансплантации фетальных клеток// Бюлл. эксперим. биологии и медицины.1998.Т.12 6.Прил.1.С.178-181.
41. Трофимова С. В. Применение пептидных биорегуляторов при лечении диабетической ретинопатии// Автореф. дисс.канд. мед. наук. СПб .1999.
42. Тюриков Ю. А. Модифицированная реваскуляризация сосудистой оболочки глаза// Вестн. офтальм.1982.№ 2.С.46-47.
43. Ходжабекян Г.В. Трансплантация аллогенных культивированных клеток в лечении ожоговых дефектов роговицы в эксперименте //Дисс.канд. мед. наук. М.2003.С.38-49.
44. Чеглаков Ю.А., Багров С.Н., Ларионов Е.В. и др. Ксенотрансплантаты для лечения пациентов с «сухой» инволюционной хориоретинальной макулодистрофией// Офтальмохирургия.1996.№ 2. С.14-18.
45. Шпак Н.И. Новая техника операции реваскуляризации сосудистой оболочки глаза при пигментной дегенерации сетчатки, тромбозах и атрофии зрительного нерва// Офтальм. журнал.1977.№ 3. С.224-227.
46. Abe К. Theraputic potential of neurotrophic and neural stem cells against ischemic brain injury// Cerebr. Blood Flow Metab.2000.V.20.P.1393-1408.
47. Aboody K.S., Brown A., Rainov N.G. et al. Neural stem cells display extensive tropism for pathology in adultbrain evidence from intracranial gliomas// Proc.Natl.Acad.Sci.USA.2000.V.97.P.12846-12851.
48. Adolph A.R., Zucker C.L., Ehinger B., Bergstrom A. Function and structure in retinal transplants// J.Neural.Transplant.Plast.1994.V.5.P.147-161.
49. Ahmad I., Dooley C. M., Thereson W. B. et al. In vitro analysis of a mammalian retinal progenitor that gives rise to neurons and glia//Brain Research.1999.V.831.P.1-10.
50. Ahmad I., Tang L., Plam H. Identification of neural progenitors in the adult mammalian eye// Biochem.Biophys.Res.Commun.2000.V.270.P.517-521.
51. Ahmad I. Stem Cells: New Opportunities to treat Eye Diseases//IOVS.2001.V.42.P.2743-2748.
52. Akita J., Takahashi M., Hojo M. et al. Neural differentiation of adult rat hippocampus-derived neural stem cells transplanted into embryonic rat explanted retinas with retinoic acid pretreatment// Brain Research.2002.V.954.P.286-293.
53. Algvere P.V., Berlin L., Gouras P., Sheng Y. Transplantation of fetal retinal pigment epithelium in age-related macular degeneration with subfoveal neovascularisation// Graefes Arch. Clin. Exp. Ophthalmol.1994.V.232.P.707-716.
54. Algvere P.V., Berlin L., Gouras P. et al. Transplantation of RPE in age-related macular degeneration: observations in disciform lesions and dry
55. RPE atrophy// Graefes Arch. Clin. Exp.
56. Ophthalmol.1997.V.235.P.149-158.
57. Andrews P.W., Przyborski S., Thomson J.-A. Embryonal carcinoma cells as ESC. Stem Cells Biology. CSH Lab.Press.2001.P.231-266.
58. Armstrong R.J., Watts C., Svendsen C.N. et al. Survival, neuronal differentiation and fiber outgrowth of propagated human neural precursor grafts in an animal model of Hantington's disease.// Ibid.P.54-64.
59. Aramant R., Seiler M. Embryonic retinal cell transplantation to adult retins// Les Seminaires ophthalmologigues d'IPSEN.Tome 5.1994.P.31-41.
60. Assmus B., Schachinger V., Teupe C., Britten m. et al. Transplantation of Progenitor Cells and Regeneration Enhancement in Acute Myocardial Infaction// Circulation.2002.№ 6.P.3009-3017.
61. Bain G., Ray W.J., Yao M., Gottlieb D.I. From embryonal carcinoma cells to neurons: the PI9 pathway// BioEssays.1994.V.16. P.343-348.
62. Bain G., Kitchens D., Yao M., Huettner J.E., Gottlieb D.I. Embryonic stem cells express neuronal properties in vitro// Dev.Biol.1995.V.168.P.342-357.
63. Basti S., Mathur U. Unusual intermediate outcome in three cases of limbal autograft transplantation// Ophthalmology.1999.V.106.P.958-963.
64. Benedetti S., Pirola B., Polio B. et al. Gene therapy of experimental brain tumors using neural progenitors cells// Nat.Med.2000.V.6.P.447-450.
65. Biscoe T.J., Evans R.H., Headley P.M. et al. Structure-activity relations of excitatory amino acids on frog and rat spinal neurons//Br. J. Pharmacol.1976.V.58.P.373-382.
66. Bjornson C.R., Rietze R.L., Reynolds B.A. Turning brain into blood: a hematopoetic fate adopted by adult neural stem cells in vivo//Science.1999.V.283.P.534-37.
67. Borlongan C.V., Saporta S., Sanberg P.R. Intrastriatal transplantation of rat adrenal chromaffin cells seeded on microcarrier beads promote long-term functional recovery in hemiparkinsonian rats// Exp.Neural.1998.V.151.P.203-214.
68. Braisted J. E., Essman T. F., Raymond P. A. Selective regeneration of photoreceptors in goldfish retina.// Development.-1994.-V. 120.-P. 2409-2419.
69. Bressler N.M., Bressler S.B., Fine S.L. Age-related macular degeneration// Surv. Ophthalmol. 1988.V.32.P.375-413.
70. Bringmann A. et al. Role of glial K+ channels in ontogeny and gliosis: a hypothesis based upon studies on Muller cells //Glia.2000.V.29.N 1.P.35-44.
71. Brustle 0., Maskos U., Mc.Kay R.G.D. Host-guided migration allows targeted introduction of neurons into the embryonic brain// Neuron.1995.V.15.P.1275-1285.
72. Brustle 0., Jones K., Lereash R. et al. Embryonic stem cell-derived glial precursors: a cource of myelinating transplants// Science.1999.V.285.P.754-756.
73. Carpenter M.K., Cui X., Hu Z.Y. In vitro expansion of multipotent population of human neural progenitor cells// Exp.Neurol.1999.V.158.P.265-278.
74. Chacko D. M., Rogers J. A., Turner J. E. et al. Survival and differentiation of cultured retinal progenitors transplanted in the subretinal space of the rat.// Biochem. Biophys. Res. Commun.2000.V. 268.P.842-846.
75. Chacko D. M., Das A. V., Zhao X. et al. Transplantation of ocular stem cells: the role of injury in incorporation and differentiation of grafted cells in the retina// Vision Res.2003.V.43.P. 937-946.
76. Chidlow G., Osborn N.N. Rat retinal ganglion cell loss caused by kainate, NMDA and ischemia correlates with a reduction in mRNA and protein of Thy-1 and neurofilament light// Brain Res.2003.V.963.P.298-306.
77. Choi D.W., Rothman S.M. The role of glutamate neurotoxicity in hypoxic-ischemic neuronal death// Ann. Rev. Neurosci.1990.V.13.P.171-182.
78. Choi D.W. Calcium-mediated neurotoxicity:relationship to specific channel types and role in ischemic damage//Trends Neurosci.1998.V.11.P.465-469.
79. Clarke D.L., Johansson C.B., Wilbertz J., Veress B. et al. Generalized potential of adult neural stem cells//Science.2000.V.288.P.1660-1663.
80. Cohen E.J. Use of autologous limbal epithelial cells cultured on amniotic membranes for unilateral stem cell deficiency// Arch. Ophthalmol. 2001. V.119. P.123-124.
81. Coyle J.T., Schwarcz R. Lesion of striatal neurons with kainic acid provides a model for Huntington's chorea// Nature (Lond).1976.V.263.P.244-246.
82. Coyle J.T. Neurotoxic action of kainic acid// J. Neurochem.1983.V.41.P.1-11.
83. Coyle J.T. Kainic acid: insights into excitatory mechanisms causing selective neuronal degeneration// Ciba Found. Symp.126.London.1986.P.186-203.
84. Coyle J.T., Molliver M.E., Kuhar M.J. Morphologic analysis of kainic acid lesion of rat striatum//J.Comp.Neurol.1978.V.18 0.P.301-324.
85. Dani C., Smith A.G., Dessolin S.et al. Differentiation of ESC into adipocytes in vitro// J. Cell Sci.1997.V.110.P.1279-1285.
86. Das T., del Cerro M., Jalali S., Rao V.S. et al. The trasplantation of human fetal neuroretinal cells in advanced retinitis pigmentosa patients: results of a long-term safety study// Exp. Neurol. 1999. V.157. P.58-68.
87. De Luca M., Albanese E., Bondanza S./ Megna M. et al. Multicentre experience in the treatment of burns with autologous and allogenic cultured epithelium fresh or preserved in a frozen state// Burns. 1989. V. 15.P.303-309.
88. De Luca M., Pellegrini G., Traverso C.E., Franzi A.T. et al. Long-term restoration of damaged corneal surfaces with autologous cultivated corneal epithelium// Lancet.1997.V.349.P.990-993.
89. De Luca M., Pellegrini G., Golisano O., Paterns P. et al. Location and clonal analyses of stem cells and their differentiated progeny in the human ocular surface// J. Cell Biol.1999.V.145.P.769-782.
90. Deans R.J., Moseley A.B. Mesenchymal stem cells: biology and potential clinical uses// Exp.Hematol.2000.V.28.P.875-884.
91. Devine W., Bartholomew A.M., Mahmud N., Nelson M. et al. Mesenchymal stem cells are capable of homing to the bone marrow of non-human primates following systemic infusion// Exp.Hematol.2001.V.29.P.244-255.
92. Di Polo A., Aigner L.J., Dunn R.J., Bray G.M. et al. Prolonged delivery of brain-derived neurotrophic factor by adenovirus-infected Muller cells temporarily rescues injured retinal ganglion cells// Proc.Natl.Acad.Sei.USA.1998.V.95.P.3978-3983.
93. Doetsch F., Caille I., Lim D. A. et al. Subventricular zone astrocytes are neural stem cells in the adult mammalian brain// Cell.1999.V.97.P.703-716.
94. Dong X., Pulido J. S., Qu T. et al. Differentiation of human neural stem cells into retinal cells.// Neuroreport.-2003.-V. 14.-p. 143-146.
95. Dormady S.P., Bashayan O., Dougherty R. et al. Immortalized multipotential mesenchymal stem cells in the hematopoietic microenvironment // J. Hemotherapy, Stem Cell Res.2001.V.10.P.125-140.
96. Englund U., Bjorlund A., Wictorin K. Migration pattern and phenotipic differentiation of long-term expanded human neural progenitor cells after transplantation into the adult rat brain// Devel. Brain Res.2002.V.134.P.123-141.
97. Evans M.J., Kaufman M.H. Establishment in culture of pluripotent cells from mouse embryos// Nature.1981.V.292.P.154-156.
98. Ferkany J.W., Zaczek R., Coyle J.T. Kainic acid stimulates excitatory amino acid neurotransmitter release at precynaptic receptors// Nature (Lond.). 1982.V.298.P.757-759.
99. Fine A. Human fetal tissue research: practice, prospects and policy// Cell. Transpl.1994.V.3.P.113-145.
100. Fischer. A. J., Reh T. A. Identification of a proliferating marginal zone of retinal progenitors in postnatal chickens// Dev. Biol.2000.V.220.P.197-210.
101. Fischer A. J., Reh T. A. Muller glia are a potential source of neural regeneration in the postnatal chicken retina// Nat. Neurosci.2001.V.4.P. 247-252.
102. Flicker R., Carpenter M., Winkler C. et al. Site-specific migration and neuronal differentiation of human neural progenitor cells after transplantation in the adult rat brain//J. Neurosci.1999.V.19.P.5990-6005.
103. Frucht P.J., Siganos C.S., Solom A. et al. Limbal cell autograft transplantation for severe ocular surface disorders// Graefes Arch.Clin.Exp.Ophthalmol. 1998.V.236.P.582-587.
104. Gage F. H., Coates P. W., Palmer T.D. Survival and differentiation of adult neuronal progenitors cells transplanted to the adult brain// Proc. Natl. Acad. Sci.USA.1995.V.92.P.11879-11883.
105. Gage F. H. Mammalian neural stem cells// Science.2000.V.287.P.1433-1438.
106. Garthwaite J., Garthwaite G. The mechanism of kainic acid neurotoxicity// Nature(Lond.)1983.V.305. N 8.P.138-140.
107. Gerlach M.f Braak H., Hartmann A. et al. Current state of stem cell research for the treatment of Parkinson's disease// J. Neurol.2002.V.249.P.133-135.
108. Ghost F. Muller cells in long-term full-thickness retinal transplants// Glia.2002.V.37. N 1.P.76-82.
109. Ghost F., Wasselius J. Muller cells in allogenic adult rabbit retinal transplants// Glia.2002.V.40.N 1.P.78-84.
110. Glucman E. Resent trends in allogenic bone marrow transplantation// Clin. Transplant.1988.V.89.P.123-128.
111. Gould E., Tanapat P. Lesion-induced proliferation of neuronal progenitors in the dentate gyrus of the adult rat// Neuroscience.1997.V.80.P.427-436.
112. Gouras P., Algvere P. Retinal cell transplantation in the macula: new techniques// Vision Res.1996.V.36.P.4121-4125.
113. Gray J.A., Grigoryan G., Virley D. et al. Conditionally immortalized, multipotential and multifunctional neural stem cell lines as an approach to clinical transplantation// Cell Transplant.2000.V.9.P.153-168.
114. Gritti A., Parati E.A., Cova L. Multipotential stem cells from the adult mouse brain proliferate and self renew in response to basic fibroblast growth factor// J. Neurosci.1996.V.16.P.1091-1100.
115. Gouras P, Lopez R, Kjeldbye H, Sullivan B, Brittis M. Transplantation of retinal epithelium prevents photoreceptor degeneration in the RCS rat // Prog. Clin. Biol. Res.1989.V.314.P.659-671.
116. Guo X., Ying W., Wan J. et al. Proteomic characterisatioOn of early-stage differentiation of mouse ESC into neural cells induced by retinoic acid in vitro// Electrophoresis.2001.V.22.P.3067-3075.
117. Guo Y., Saloupis P., Shaw S.J., Rickman D.W. Engraftment of adult neural progenitor cells transplanted to rat retina injured by transient ischemia// IOVS.2003.V.44.P.3194-3201.
118. Hagell P., Brundin P. Cell survival and clinical outcome following intrastriatal transplantation in Parkinson's disease// J. Neuropathol. Exp. Neurol.2001.V.60.P.741-752.
119. Hara A., Niwa M., Kunisada T., Yoshimura N. et al. Embryonic stem cells are capable of generating of neuronal network in the adult mouse retina// Brain Res.2004.V.999.P.216-221.
120. Harada T., Harada C., Watanabe M. et al. Functions of two glutamate transporters GLAST and GLT-1 in the retina//Proc.Natl.Acad.Sci.USA.1998.V.95.P.4 663-4666.
121. Henningson C.t.Jr., Stanislaus M.A., Gewirts A.M. Embryonic and adult stem cell therapy// J. Allergy Clin. Immunol.2003.V.Ill.P.745-753.
122. Humayun M. S., Juan Jr., Cerro M. et al. Human neuralretinal transplantation// IOVS. 2000. V.41. P.3100-3106.
123. Ianus A., Holz G.G., Theise N.D., Hulsain M.A. In vivo derivation of glucose-competent pancreatic endocrine cells from bone marrow without evidence of cell fusion// J. Clin. Invest.2003.V.111.P.799-801.
124. Jiang L.G., Hamasaki D. Corneal electroretinographic function rescued by normal retinal pigment epithelial grafts in retinal degenerative Royal College of Surgeons rats// IOVS.1994.V.35.P.4300-4309.
125. Johansson C. B., Clarke D. L., Wilbertz J. et al. Gereralized potential of adult neural stem cells// Science.2000.V.288.P.1660-1663.
126. Johnson G.A.R., Curtis D.R., Davies J., McCulloch R.N. Spinal interneurone excitation by conformationally restricted analogues of L-glutamate acid// Nature (Lond.)1974.V.248.P.804-805.
127. Kawazaki H., Suemori H., Mizuseki K. et al. Generation of DOFA-neurons and pigmented epithelia from primate ESC by stromal cell-derived inducing activity//Proc.Natl.Acad.Sci.USA.2002.V.99.P.1580-85.
128. Kempenuann G., Kuhn H.G., Gage F. More hipp OCclIupax neurons in adult mice living in an enriched environment// Nature.1997.V.386.P.493-4 95.
129. Kicic A., Shen W-J., Wilson A. S. et al. Differentiation of marrow stromal cells into photoreceptors in the rat eye// J. Neurosci.2003.Abstracts.V.23.P.7742.
130. Kleeberger W., Rothame T., Glocker S. et all. High frequency of epithelial chimerism in liver transplantsdemonstrated by micro dissection and STR-analysis//Hepatology.2002.V.35.P.110-116.
131. Kohner E.M. Retinal ischemia// Retina.Ed.Rayan S-J. St. Luis: Mosby.1994.V. 2.P.1009-1018.
132. Kondo T., Raff M. Oligodendrocyte precursor cells reprogrammed to became multipotential CNS stem cells. // Sciense.2000.V.289.P.1754-1757.
133. Kopen G. C., Prockop D. J., Phinney D. G. Marrow stromal cells migrate throughout forebrain and cerebellum, and they differentiate into astrocytes after injection into neonatal mouse brain// Proc. Natl.Acad.Sci.USA.1999.V.96.P.10711-10716.
134. Korbling M., Katz R.L., Khanna A. et al. Hepatocytes and epithelial cells of donor origin in recipients of peripheral-blood stem cells//N.Engl.J.Med.2002.V.34 6.P.738-746.
135. Kordower J. H., Chen E. Y., Winkler C. et al. Grafts of ECF-responsive neural stem cells derived from GFAP-hNGF transgenic mice: trophic and tropic effects in a rodent model of Huntington's disease.// J. Comp.Neurol.-1997.-V. 387.-P. 36-113.
136. Kramer J., Hegert C., Guan K. et al. ESC-derived chondrogenic differentiation in vivo: the role of BMP-2 and BMP-4//Mech.Dev.2000.V.92.P.193-205.
137. Krause D.S., Theise N.D., Collector M.I. et all. Multi-organ, multi-lineage engraftment by a single bone-marrow-derived stem cells// Cell. 2001. V.105. P.369-377.
138. Kubota R-, Horoc J.N., Moshiri A. et al. A comparative study of neurogenesis in the retinal ciliary marginal zone of homeothermic vertebrates //Dev.Brain.Res.2002.V.134.P.31-41.
139. Lagasse E., Connors H., Al-Dhalemy M. Purified hematopoietic stem cells can differentiate into hepatocytes in vivo// Nat.Med.2000.V.6.P.1229-1234.
140. Lambiase A., Aloe L. Nerve growth factor delays retinal degeneration in C3H mice// Graefes Arch.Clin.Exp.Ophthalmol.1996.V.234(suppl 1)P.S96-S100.
141. La Vail M.M., Yasumura D., Matthes M.t. et al. protection of mouse photoreceptors by survival factors in retinal degeneration// IOVS. 1998.V.39.P.592-602.
142. Lawrence J.M., Sauve Y., Keegan D.J. et al. Schwann cell grafting into the retina of the dystrophic RCS rat limits functional deterioration// IOVS.2000.V. 41.P.518-528.
143. Lazarus H.M., Haynesworth S.E., Gerson S.L. et al. In vivo expansion and subsequent infusion of human bone marrow-derived stromal progenitor cell: implication fortherapeutic use//Bone Marrow Transpl.1995.V.16.P.557-560.
144. Learish R.D., Brustle O., Zhang S.C. Intraventricular transplantation of oligodendricyte progenitors into a fetal myelin mutant results in widespread formation of myelin// Ann.Neurol.1999.V.46.P.716-722.
145. L'Esperance F. Ophthalmic lazers. Photocoagulation, photoradiation and surgery.St.Louis.Mosby.1983.606 p.
146. Lim D.A., Fishell G.L., Alvares-Buylla A. Postnatal mouse subventricular zone neuronal can migrate and differentiate within multiple levels of the developing neuroaxis//Ibid.1997.V.94.P.14832-1483 6.
147. Ling V., Neben S. In vitro differentiation of ESC//J. Cell Phyaiol.1997.V.171.P.104-115.
148. Little C.W., Cox C., Wyatt J., del Cerro C., del Cerro M. Correlates of photoreceptor rescue by transplantation of human fetal RPE in RCS rat// Exp. Neurol.1998.V.l.P.151-160.
149. Liu S., QuY., Stewart T.J. et al. Embryonic stem cells differentiate into oligodendrocytes and myelinate in culture and after spinal cord trasplantation// PNAS.USA. 2000. V.97. P.6126-6131.
150. Londor E.D., Coyle J.T. Specific binding of 3H.-kainic acid to receptor sites in rat brain// Mol.Pharmacol.1979.V.15.P.492-505.
151. Lois C., Alvares-Buylla A. Long-distance neuronal migration the adult mammalian brain// Science.1994.V.264.P.1145-1148.
152. Lumelsky N. f Blondel O., McKey R. et al. Differentiation of ESC to insulin-secreting structures similar to pancreatic islets// Science.2001.V.292.P.1389-1393.
153. Lund R.D., Ono S.J., Keegan D.J., Lawrence J.M. Retinal transplantation: progress and problems in clinical application// J. of Leukocyte Biology.2003.V.74.P.151-160.
154. Lund R.D., Adamson P., Saave Y., Keegan D.J. et al. Subretinal transplantation of genetically modified human cell lines attenuates loss of visual function in dystrophic rats// PNAS. Neurobiology.2001.V.98. N 17.P.9942-9947.
155. Lund R.D., Kwan A.S., Keegan D.J., Sauve Y. et al. Cell transplantation as a treatment for retinal disease. Elsevier Science.2001.P.416-449.
156. Macklis J. Transplanted neocortical neurons migrate selectively into regions of neuronal degeneration produced by chromophore-targeted laser photolysis// J.Neurosci.1993.V.13.P.3848-3863.
157. Magavi S. S., Leavitt B. R., Macklis J. D. et al. Induction of neurogenesis in the neocortex of adult mice// Nature.2000.V.405.P.951-955.
158. Martin G.R. Isolation of a pluripotent cell line from early mouse embryos cultured in medium conditioned by teratocarcirioma stem cells// PNAS .USA. 1981 .V. 78 . P. 7634-7638.
159. Mayer E. J., Hughes E. H. et al. Nestin positive cells in adult human retina and in epithelial membranes// Br. J. Ophthalmol.2003.V.87.P.1154-1158.
160. McKay R. Stem cells in the central nervous system// Science.1997.V.276.P.66-71.
161. Mellough C,B., Cui Q., Spalding K.L. et al. Fate of multupotent neural precursor cells transplanted into mouse retina selectively depleted of retinal ganglion cells// Exp.Neurol.2004.V.186.P.6-19.
162. Mezey E., Key S., Vogelsang G. Et al. Transplanted bone marrow generates new neurons in human brains// PNAS.USA.2003.V.100.P.1364-1369.
163. Miller R.F., Dowling J.E. Intracellular responses of the Muller (glial) cells of the mudpuppy retina: their relation to b-wave of the electroretinogram // J. Neurophysiol.1970.V.33.P.323-339.
164. Mirobara T. Therapeutic vasculogenesis using human cord blood-derived endothelial progenitors// Trends Cardiovasc.Med.2001.V.11.P.303-307.
165. Morrison S.J., Shah N.M., Anderson D.J. Regulatory mechanism in stem cells biology// Cell.1997.V.88.P.287-298.
166. Morschead C.M., Van der Kooy D. A new "spin" of neural stem cells?// Curr. Opin. Neurobiol. 2001. V.11.P.59-65.
167. Nait-Qumesmar B., Decker L., Lachapelle F. Progenitor cells of adult mouse subventricular zone proliferate, migrate and differentiate into oligodendrocytes after demyelinisation// Eur.J.Neurosci.1999.V.11.P.4357-4366.
168. Nishida A., Takahashi M., Tanihara H. et al. Incorporation and differentiation of hippocampus-derivcd neural stern cells transplanted in injured adult rat retina //IOVS.2000.V.41.P.4268-4274.
169. Noell W.K. Monin dected corneal ulcers // Ophthalmology.1958.V.14.P.44-51.
170. Nature.2001.V.410.P.701-705.
171. Otory Y., Shimada S., Tanaka K. et al. Marked increase in glutarnate-aspartate transporter
172. GLAST/GluT-1) mRNA following transient retinal ischemia // Mol. Brain Res.1994.V.27.P.310-314.
173. Otteson D. C., D'Costa A. R., Hitchcock P. F. Putative stem cells and lineage of rod photoreceptors in the mature retina of the Goldfish// Dev. Biol.2001.V.232.P.62-76.
174. Pagano S.F., Impagnatielo F., Girelli M. et al. Isolation and characterization of neural stem cells from the adult human olfactory bulb// Stem Cells.2000.V.18.P.295-300.
175. Palmer T.D., Takahashi J., Gage F.H. The adult rat hippocampus contains primordial neural stem cells// Mol.Cell.Neurosci.1997.V.8.P.389-404.
176. Panicker M., Rao M. Stem cells and neurogenesis. In Stem Cell Biology, ed. D. Marshak, R. Gardner, D. Gottlieb.P.399-438.
177. Pardo B., Honegger P. Differentiation of rat striatal embryonic stem cells in vitro: monolayer culture three-dimensional coculture with differentiated brain cells// J/ Neurosci.2000.V.59.P.504-512.
178. Penfold P.L., Killingsworth M.C., Sarks S.H. Senile macular degeneration. The involvement of giant cells in atrophy of the retinal pigment epithelium// TOVS. 1986.V.27(3).P.364-371.
179. Perin E.C., Dohmann H.F., Borgevic R. et al. T ran r> endocardial, autologous bone-marrow cell transplantation for severe, chronic ischemic heart failure// Circulation.2003.V.I 07.P.9040-9042.
180. Pressmar S., Ader M., Richard G., Schachner M. et al. The Fate of Heterotopically Grafted Neural precursor Cells in the Normal and Dystrophic Adult Mouse retina// IOVS.2001.V.42.P.3311-3319.
181. Prusky G.T., Lu B., Douglas R.M., Lund R.D. Loss of vision resulting from retinal degeneration is limited by retinal transplantation// Soc. Neurosci. Abstr. 2002.V.158.P.12.
182. Puro D.G., Roberge F., Chan C.C. et al. Retinal glial cell proliferation and ion channels: a possible link // IOVS.1989.V.30.P.521-529.
183. Puro D.G., Yuan J.P., Sucher N.J. Activation of NMDA receptor-channels in human retinal Muller glial cells inhibits inward-rectifying potassium channels // Vis. Neurosci.1996.V.13.P.319-326.
184. Quinn S.M., Walters W.M., Vescovi A.L., Whittemore S.R. Lineage restriction of neuroepithelial precursor cells from fetal human spinal cord// J.Neurosci.Res.1999.V.57.P.590-602.
185. Radner W., Sadda S., Humayun M.S. et al. Light-driven retinal ganglion cell responses in blind rd mice after neuronal retinal transplantation// IOVS. 2001.V.42.P.1057-1065.
186. Radner W., Sadda S., Humayun M.S. et al. Increased spontaneous retinal ganglion cell activity in rd mice after neuronal retinal transplantation// IOVS.2002. V.43.P.3053-3058.
187. Radtke N.D., Aramant R.B., Seiler M., Petry H.M. Preliminary report: indications of improved visual function after retinal sheet transplantation in retinitis pigmentosa patients// Am.J.Ophthalmol.1999.V.128.P.384-387.
188. Ray J., Peterson D., Schinstine M., Gage F. Proliferation, differentiation, and long-term culture of primary hippocampal neurons// PNAS.USA. 1993. V.90.P.3602-3606.
189. Reichenbach A., Robinson S.R. The involvement of Muller cells in the outer retina // In: Neurobiology and Clinical Aspects of the Outer Retina (Eds Djamgoz M.B.A., Archer S.N., Vallerga S.), London: Chapman Press.1995.P.395-416.
190. Reichenbach A., Robinson S.R. Phylogenetic constraints on retinal organisation and development // Prog. Retinal Res.1995.V.15.P.139-171.
191. Reichenbach A., Germer A., Bringmann A. et al. Glio-neuronal interactions in retinal development // Development and Organisation of the Retina / Ed. Chalupa L.M. and Finlay B.L. N.Y.: Plenum Press. 1998.P.121-146.
192. Reynolds B., Weiss S. Generation of neurons and astrocytes from isolated cells of the adult mammalian central nervous system// Scince.1992.V.255.P.1707-1710.
193. Reynolds B. A., Tetzlaff W., Weiss S. et al. A multipotent EGF-responsive striatal embryonicprogenitor cell produces neurons and astrocytes// J. Neurosci.1992.V.12.P.4565-457 4.
194. Reubinoff B.E., Pera M.F., Fong C. et al. ESC lines from human blastocytes: somatic differentiation in vitro// Nature Biotechnol.2000.V.18.P.399-400.
195. Sagdullaev B.T., Amarant R.B., Seiler M.J., Woch G., McCall M. Retinal transplantation-induced recovery of retinotectal visual function in a rodent model of retinitis pigmentosa // IOVS.2003.V.44.P. 1686-1695.
196. Sakaguchi D.S., van Hoffelen S.J., Young M.J. Differentiation and morphological integration of neural progenitor cells transplanted into the developing mammalian eye// Annals of the New York Academy of Sciences.2003.V.995.P.127-139.
197. Sanchez-Rames J., Song S., Cardozo-Pelaer F. et al. Adult bone marrow stromal cells differentiate into neural cells in vitro// Exp.Neuro.2000.V.164.P.24 7-256.
198. Sauve Y., Lu B., Lund R.D. Correlation of full field corneal retinogram (ERG) with retinal thresholds recorded from CNS in rodent retinal degeneration and rescue// IOVS. 2003.V.V.44.P.485.
199. Sauve Y., Girman S.V., Wang S., Keegan D.Y., Lund R.D. Preservation of visual responsiveness in the superior colliculus of RCS rats after retinal pigmented epithelium cell transplantation//
200. Neurosci.2002.V.114.P.38 9-401.
201. Scheider A. Senile macular degeneration. Fortschr.Med.1998.FeblO.V.116.P.24-30.
202. Schraermeyer U., Thumann G., Luther T. et al. Subretinally transplanted embryonic stem cells rescue photoreceptors cells from degeneration in the RCS rats// Cell Transplant.2001.V.10.P.673-680.
203. Schuettauf F., Naskar R., Vorwerk C.K., Zurakowski E.B., Dreyer E.B. Ganglion cell loss after optic nerve crush mediated through AMPA-kainate and NMDA receptors // IOVS.2000.V.41.P.4313-4316.
204. Seiler M., Aramant R. et al. Characteristics of embryonic retina transplanted to rat and rabbit retina// Neuro-Ophthalm.1991.V.11.P.2 63-2 73.
205. Shamblott M.J., Axelman J., Wang S. et al. Derivation of pluripotent stem cells from cultured primordial germ cells// PNAS.USA.1998.V.95.P.13726-13731.
206. Sheedio H.J., Li L.X., Turner J.E. Photoreceptor cell rescue in the RCS rat by RPE transplantation: a therapeutic approach in a model of inherited retinal dystrophy// Prog.Clin.Bio.Res.198 9.V.314.P.64 5-658.
207. Shi Q., Rafii S., Wu M. et al. Evidence for circulating bone marrow-derived endothelial cells// Blood.1998.V.92.P.362-367.
208. Shinozaki H., Shibuya I. Potentiaton of glutamate-induced depolarization of kainic acid in crayfish opener muscle// Neuropharmacol.1974.V.13.P.1057-1065.
209. Simon J.R., Contrera J.F., Kuhar M.J. Binding of 3H.-kainic acid and the analogue of L-glutamate to brain membranes// J.Neurochem.l976.V.26.P.141-146.
210. Snyder E.Y., Yoon C., Flax J. et al. Multipotent neural precursors can differentiate toward replacement of neurons undergoing targeted apoptotic degeneration in adult mouse neocortex// PNAS.USA.1997.V.94.P.11663-11668.
211. Sommer A., Tielsh J.M., Katz J. et al. Racial differences in the cause-specific prevalence of blindness in East Baltimore// N.Engl.J.Med. 1991. V.325.P.1412-1417.
212. Stamm C., Westphal B., Kleine H.D. et al. Autologous bone-marrow stem cells transplantation for myocardial regeneration// Lancet.2003.V.361.P.45-46.
213. Sucher N.J., Lipton S.A., Dreyer E.B. Molecular basis of glutamate toxicity in retinal ganglion cells // Vis. Res.1997.V.37.P.3483-3493.
214. Suhonen J. O., Peterson D. A., Ray J. et al. Differentiation of adult hippocampus-derivedprogenitors into olfactory neurons in vivo// Nature.1996.V.383.P.624-627.
215. Svendsen C.N., Caldwell M.A., Shen J. et al. Long-term survival of human nervous central system progenitor ells transplanted into a rat model of Parkinson's disease//Exp.Neurol.1997.V.148.P.135-14 6.
216. Takahashi M., Palmer T. D., Takahashi J. et al. Widespread integration and survival of adult-derived neural progenitor cells in the developing optic retina// Mol. Cell Neurosci.1998.V.12.P.340-348.
217. Taupin P., Gage F.A. Adult neurogenesis and neural stem cells of the central nervous system in mammals// J.Neurosci Res.2002.V.69.P.745-749.
218. Tavassoli M., Friedenstein A. Hematopoietic stromal microenvironment// Am.J.Hematol.1983.V.15.P.195-203.
219. Temple S., Alvarez-Buylla A. Stem cells in the adult mammalian central nervous system// Curr. Opinion Neurobiol.1999.V.9.P.135-141.
220. Temple S., Alvarez-Buylla A. Stem cells in the developing and adult nervous system// J.Neurobiol.1998.V.36.P.105-110.
221. Temple S. The developing of neural stem cells// Nature.2001.V.414.P.112-117.
222. Theise N.D., Nimmakayalu M., Gardner R. et al. Liver from bone marrow in humans// Hepatology.2000.V.32.P.11-16.
223. Tomita M., Adashi Y., Yamada H. et al. Bone marrow-derived stem cells can differentiate into retinal cells in injured rat retina// Stem Cells.2002.V.20.P. 279283.
224. Thomson J.P., Itskovitz-Eldor J., Shapiro S.S. et al. Embryonic stem lines derived from human blastocytes// Scince.1998.V.282.P.1145-1147.
225. Tropepe V., Coles B., Chiasson B. J. et al. Retinal stem cells in the adult mammalian eye// Science.2000.V.287.P.2032-2036.
226. LJchihori Y., Puro D.G. Glutamate as a neuron-to-glia signal for mitogenesis: role of glial N-methyl-D-aspartate receptors// Brain Res.1993.V.613.P.212-220.
227. LJshida N., Buck D.W., He D. Direct isolation of human central nervous system stem cells. PNAS.USA.2000.V.97.P.14720-14725.
228. Van der Kooy D., Weis S. Why stem cells?// Scince.2000.V.287.P.1439-1441.
229. Van Hoffelen S. J., Young M. J., Shatos M. A. et al. Incorporation of murine brain progenitor cells into the developing mammalian retina// IOVS.2003.V. 44.P.4264-4234.
230. Vescovi A. L., Snyder E. Y. Establishment and properties of neural stem cells clones: plasticity in vitro and in vivo// Brain Pathol.1999.V.9.P.569-598 .
231. Vescovi A.L., Parati E.L., Gritti A. et al. Isolation and cloning of multipotent stem cells from embryonic human CNS and establishment of transportable human neural stem cells lines by epigenetic stimulation// Exp.Neurol.1999.V.156.P.71-83.
232. Vitry S., Avellana-Adalid V.r Hardy R. Mouse oligospheres: from pre-progenitors to functional oligodendrocytes// J.Neurosci.1999.V.58.P.735-751.
233. Warfvinge K., Kamme C., Englund U. et al. Retinal integration of grafts of brain-derived precursor cell lines implanted subretinally into adult normal rats// Exp. Neurology.2001.V.169.P.1-12.
234. Watt F.M., Hogan B. Out of Eden: Stem Cells and Their Niches// Science.2000.V.287.P.1427-1433.
235. Wei G., Schubiger G., Harder F. et al. Stem cell plasticity in Mammals// Stem Cells.2000.V.18.P.409-419.
236. Wen R., Song Y., Cheng T. et al. Injury-induced upregulation of bFGF and CNTF messenger-RNAs in the rat retina// J. Neurosci.1995.V.15.P.7377-7385.
237. Weiss S., Dunne C., Hewson J. et al. Multipotent CNS stem cells present in the adult mammalian spinal cord and ventricular neuroaxis// J Neurosci.1996.V. 16.P.7599-7609.
238. Weisz J.M., Humayun M.S., de Juan Jr., del Cerro M. et al. Allogenic fetal pigment epithelial celltransplant in a patient with geographic atrophy// Retina.1999.V.19.P.540-545.
239. Wojciechowski A. B., Englund U., Lundberg C. et al. Long-term survival and glial differentiation of the brain-derived precursor cell line RN33B after subretinal transplantation to adult normal rats// Stem Cells.2002.V.20.P.163-173.
240. Wojciechowski A. B., Englund U., Lundberg C. et al. Survival and long migration of brain-derived precursors cells transplanted to adult rat retina// Stem Cells.2004.V.22.P.27-38.
241. Yang P., Seiler M.J., Aramant R.B., Whittemore S.R. In vitro isolation and expansion of human retinal progenitor cells// Exp. Neurol.2002.V.177.P.326-331.
242. Young M. J., Ray J., Whiteley S. J. et al. Integration of transplanted neural progenitor cells into the retina of the dystrophic rat// IOVS.1999.V. 40.P.3846.
243. Young M. J., Ray J., Whiteley S. J. et al. Neuronal differentiation and morphological integration of hippocampal progenitor cells transplanted to the retina of immature and mature distrophic rats// Mol. Cell Neurosci.2000.V.16.P.197-205.
244. Young H.E., Steele T., Bray R.A. et al. Human reserve pluripotent mesenchymal stem cells are present in theconnective tissue of skeletal muscle and dermis// The Anat.Res.2001.V. 264.P.51-62.
245. Zuk P.A., Zhu M., Mizono H. et al. Multilineage lines from adult adipose tissue: implications for cell based therapy// Tissue Eng.2001.V.7.P.211-228.
246. Zveifler N., Marinova L., Adams G. Et al. Mesenchymal precursors in the blood of normal individuals// Arthritis Res.2000.V.2.P.477-488.